Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Простой метод двойного центрифугирования в пробирке для получения обогащенной тромбоцитами плазмы из крови лошади

2.4K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/67985

⸱

15 августа 2025 г.

 ,  , 
1Grupo de Investigación Terapia Regenerativa, Departamento de Salud Animal, Universidad de Caldas, 2Grupo de Investigación Patología Clínica Veterinaria, Departamento de Salud Animal, Universidad de Caldas, 3Grupo de Investigación DICOVI, Departamento de Diseño, Universidad de Caldas

В этой статье

Краткое содержание

Обогащенная тромбоцитами плазма (PRP) используется при лечении заболеваний опорно-двигательного аппарата у лошадей. Различные методы позволяют получить PRP с различной концентрацией тромбоцитов и лейкоцитов. В данной статье описан метод получения ОТР из лошадиной крови.

Аннотация

Обогащенная тромбоцитами плазма (PRP) широко используется в качестве рутинного лечения хронических заболеваний опорно-двигательного аппарата у лошадей, таких как остеоартрит, тендинопатии и десмопатии. Эта эффективность обусловлена высокой концентрацией факторов роста и противовоспалительных цитокинов, которые высвобождаются при активации этого ортобиологического агента, независимо от того, активируются ли они эндогенно или экзогенно. Несмотря на его растущую популярность, заметно отсутствует обучающие видео, демонстрирующие методы получения ОТР у лошадей.

В данном исследовании рассматривается метод двойного центрифугирования в трубке для получения PRP у лошадей. Цельную кровь от шести лошадей собирали в пробирки с цитратом натрия и центрифугировали дважды при 120 × г в течение 5 мин и 240 × г в течение 5 мин. Средняя концентрация тромбоцитов для PRP составила 360,95 ± 56,31 тромбоцитов (PLT) × 103/мкл, в то время как средняя концентрация лейкоцитов составила 3,05 ± 1,53 клеток × 103/мкл. Количество тромбоцитов в PRP было в 2,41 раза выше, чем в цельной крови, в то время как концентрация лейкоцитов в PRP была в 0,44 раза ниже. Эффективность сбора PLT в PRP составила 17%, в то время как эффективность сбора лейкоцитов в PRP составила 3,1%. Средние концентрации трансформирующего фактора роста бета-1 и тромбоцитарного фактора роста BB в PRP составили 2601,82 (95% доверительный интервал (ДИ): 2358,88-2844,76) пг/мл и 1208,05 (95% ДИ: 1051,09-1365,02) пг/мл соответственно. Эти результаты указывают на то, что ОТР может быть эффективно и воспроизводимо получена с помощью простого, экономичного метода, подходящего для использования практикующими лошадьми.

Введение

Обогащенная тромбоцитами плазма (PRP) является ортобиологическим продуктом, обычно используемым для лечения хронических заболеваний опорно-двигательного аппарата лошадей, таких как тендинопатии, десмопатии, остеоартрит и ламинит 1,2,3. Он также эффективен при лечении ран конечностей и заболеваний глазной поверхности 4,5. Обоснование его использования основано на высоких концентрациях факторов роста (ГР), выделяемых в основном тромбоцитами6. Лейкоциты также вносят свой вклад, высвобождая регуляторные и противовоспалительные цитокины7. СК, такие как трансформирующий фактор роста бета 1 (TGF-β1) и тромбоцитарный фактор роста BB (PDGF-BB), оказывают мощное анаболическое, пролиферативное, ангиогенное и противовоспалительное действие8. При экзогенной или эндогенной активации PRP полимеризуется в обогащенный тромбоцитами гель, способствуя транспортировке, закреплению и дифференцировке клеток 6,9. Таким образом, PRP служит сложным живым каркасом, а не просто контейнером для GF и цитокинов10.

Некоторые системы классифицируют продукты ОТР, используемые как у людей, так и у лошадей 6,11,12. Одна из самых простых и распространенных систем классифицирует эти гемокомпоненты на основе концентрации лейкоцитов11,12. В соответствии с этой классификацией, продукты PRP с низкой или пренебрежимо малой концентрацией лейкоцитов и низкой или умеренной концентрацией тромбоцитов - по отношению к уровням в цельной крови лошади - называются чистыми PRP (P-PRP)6,11,12. Напротив, продукты PRP с обнаруживаемыми или высокими концентрациями лейкоцитов и умеренными и высокими концентрациями тромбоцитов называются лейкоцитарно- и тромбоцитарной плазмой (L-PRP)6,11,12.

Продукты P-PRP обычно получают путем центрифугирования «пробирка-пробирка», при котором цельная кровь от лошади собирается в пробирках, содержащих антикоагулянты, такие как цитрат натрия и цитрат, фосфат и декстроза13. Кровь дважды центрифугируют для отделения тромбоцитов от других компонентов14. В отличие от этого, продукты L-PRP в основном готовятся с использованием полуавтоматических наборов, предназначенных для человеческой крови, некоторые из которых были валидированы для использования на лошадях 6,15. Эти полуавтоматические наборы обычно требуют специализированных центрифуг и имеют более высокуюстоимость16, а также потенциальные опасения по поводу асептического обращения, что может осложнить их практическое использование в клиническихусловиях17. Кроме того, эти наборы могут привести к нежелательной концентрации чрезмерного количества лейкоцитов или эритроцитов, что может быть вредным в определенныхклинических ситуациях. Например, повышенное количество лейкоцитов может спровоцировать чрезмерное воспаление, а переизбыток эритроцитов может помешать процессу заживления или привести к осложнениям, таким как раздражение тканей или отторжение15; Тем не менее, обычно используемый способ получения L-PRP у лошадей включает в себя гравитационный процесс, который не требует специализированного оборудования19.

В свете этих ограничений крайне желательны более простые и экономичные альтернативы для подготовки ОТР. Различные исследования in vitro, экспериментальные модели заболеваний опорно-двигательного аппарата и наблюдения на лошадях показали, что как P-PRP, так и L-PRP оказывают благотворное влияние на обработанные клетки и ткани 1,2,20. Эти продукты способствуют заживлению, уменьшают воспаление и усиливают регенерацию тканей6. Тем не менее, решение об использовании P-PRP или L-PRP для лечения лошадей может зависеть от технических и экономических факторов.

По словам авторов, нет опубликованных исследований, описывающих и полностью демонстрирующих широко валидированную пошаговую процедуру получения продукта PRP из крови лошадей. В этой статье описываются процедуры, необходимые для безопасного сбора цельной крови лошадей и производства продукта PRP, пригодного как для экспериментального, так и для клинического использования. Она также включает валидацию этого ортобиологического препарата путем количественного определения тромбоцитов и лейкоцитов и определения концентрации TGF-β1 и PDGF-BB, которые являются неотъемлемой частью его терапевтических эффектов. Стандартизируя процесс и демонстрируя эффективность продукта, данное исследование направлено на то, чтобы предоставить практикующим врачам-лошадям надежный и доступный метод приготовления ОТР с уверенностью и точностью.

Несмотря на то, что метод двойного центрифугирования для получения PRP у лошадей был впервые описан Argüelles et al.14 в 2006 году, это первый раз, когда протокол был полностью представлен в видео. Это видео предназначено для того, чтобы служить практическим ресурсом для практикующих лошадей, которые сталкиваются с техническими и бюджетными ограничениями, которые не позволяют им использовать более сложные и дорогие наборы PRP для лошадей с нарушениями опорно-двигательного аппарата.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Данное исследование проводилось в соответствии с внутренними протоколами по приготовлению и применению PRP у лошадей в Ветеринарном учебном госпитале Университета Кальдас, Манисалес, Колумбия. Это исследование не требовало одобрения Комитета по уходу за животными, так как данные были получены от хромых лошадей, получавших клиническое лечение в нашем учреждении. Для разработки этого протокола были использованы данные шести колумбийских креольских лошадей, трех кобыл и трех меринов, средний возраст которых составил 7,4 (± 2,6) года. Владельцы лошадей были проинформированы о характере исследования и подписали форму информированного согласия. Все лошади, включенные в исследование, были клинически здоровы, за исключением проблемы с опорно-двигательным аппаратом, которую лечили. В исследование были включены только животные с базальным числом тромбоцитов более 100 × 103/мл цельной крови. Важно отметить, что лошади с более низкими концентрациями тромбоцитов могут считаться тромбоцитопеническими14. Кроме того, у этих животных наблюдались нормальные показатели крови, клинические биохимические показатели печени и почек, а также значения анализа мочи в пределах нормы для этих видов лошадей.

1. Ограничение лошади и дезинфекция кожи

  1. Для безопасности как лошади, так и ветеринара, надежно удерживайте лошадь (Eqqus caballus) в желобе для клинического осмотра или с помощью уздечки (рисунок 1А), в зависимости от поведения животного. Затем обрежьте участок волос размером 5 см х 5 см с помощью электробритвы в средней трети одной стороны шеи, над яремной веной.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Некоторые владельцы предпочитают, чтобы лошадь не стригли. Исследование показывает, что стрижка волос в месте венепункции не является необходимой для предотвращения бактериального загрязнения P-PRP21. Поэтому эта процедура остается на усмотрение ветеринара.
  2. Проведите предварительную нестерильную подготовку кожи над обрезанным участком яремной вены на расстоянии не менее 10 см с использованием нестерильной марли и перчаток в течение примерно 3 мин. Наложите несколько кусочков марли, смоченной в антисептической пене, по круговой схеме (рисунок 1Б).
  3. Подготовьте место венепункции асептически с использованием стерильных перчаток и марли, смоченной в дезинфицирующем средстве. Скрабируйте кожу в области шеи круговыми движениями в течение примерно 5 минут. Очистите участок стерильной марлей, смоченной в 95% этиловом спирте.

2. Асептический забор крови

  1. Поместите 16 трубок цитрата натрия по 4,5 мл, предварительно очищенных марлей, смоченной в 95% этиловом спирте, в чистую пластиковую решетку. Пропитайте резиновые колпачки вакуумных трубок 95% этиловым спиртом, особенно в углублении для игольчатой муфты.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Как правило, для получения 2,5 мл PRP требуется восемь пробирок цитрата натрия объемом 4,5 мл. Количество трубок, используемых в конкретном случае, будет зависеть от мягких тканей или конкретного сустава, которые подвергаются лечению.
  2. Стерильно введите иглу-бабочку в продезинфицированный яремный участок (рисунок 2А) и прикрепите к держателю пробирки цитрата натрия объемом 4,5 мл (рисунок 2В). Аккуратно встряхните трубки и поместите их в пластиковую решетку.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Пробирка с цитратом натрия объемом 4,5 мл используется для автоматизированной гемограммы и для подготовки плазмы после жесткого спиннингового центрифугирования. Затем эту плазму используют в качестве отрицательного контроля для сравнения фактора роста и обогащения цитокинов с PRP.

3. Заготовка обогащенной тромбоцитами плазмы

  1. Поместите 4,5 мл цитрата натрия, содержащие цельную кровь, в четырехместный поворотный ротор под углом 90° в настольной центрифуге. Центрифугируйте пробирки при 120 × г в течение 5 мин при комнатной температуре. После центрифугирования поместите пробирки объемом 4,5 мл, содержащие цитратированную кровь, и две дополнительные пробирки объемом 10 мл в штатив и поместите штатив с недоминантной стороны руки оператора внутри колпака класса II с ламинарным потоком поверх стерильной непроницаемой простыни.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Одно исследование показывает, что ламинарный колпак класса II не является необходимым для предотвращения бактериального загрязнения во время закупок ОТР21. Вместо этого PRP можно готовить в чистом помещении, свободном от воздушных потоков и пыли. В этом случае штатив для пробирок с кровью можно разместить на столе, накрытом стерильной непроницаемой простыней.
  2. Первое центрифугирование: надев маску для лица и стерильные перчатки, поместите стерильный шприц Люэра объемом 10 мл в сочетании со стерильной иглой (21 G 5/8") на доминирующую сторону руки внутри колпака ламинарного потока.
    ПРИМЕЧАНИЕ: С этого момента доминирующая рука в перчатке всегда остается стерильной, в то время как резиновые колпачки трубок цитрата натрия должны быть сняты с помощью недоминирующей руки в перчатке.
  3. Введите стерильную иглу в каждую центрифугированную цицитированную кровяную пробирку на расстоянии 3 мм над охристой оболочкой (рис. 3А) и осторожно отсасывайте 50% плазменной фракции, избегая турбулентности жидкости и аспирации крови. После того, как 10 мл плазмы из четырех пробирок объемом 4,5 мл будут аспирированы, распределите ее по 5-10 мл стерильных простых пробирок (рис. 3B).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Снимите резиновые колпачки этих трубок недоминирующей рукой и поместите их на стерильное место простыни или держите их, чтобы избежать бактериального загрязнения.
  4. Второе центрифугирование: снова закройте пробирки резиновыми пробками и поместите их в равновесное состояние в четырехместный поворотный ротор под углом 90° в настольной центрифуге и вращайте эти пробирки при давлении 240 × g в течение 5 минут при комнатной температуре.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Выбор относительной силы центрифугирования (RCF или g) основан на основополагающем исследовании14 , в котором впервые был описан этот метод получения PRP из крови лошадей. Кроме того, этот метод был оценен на воспроизводимость другими авторами22.
  5. Поместите трубки в штатив и расположите их на недоминантной стороне внутри колпака класса II с ламинарным потоком, поверх предварительно уложенной стерильной, непроницаемой простыни.
  6. Используйте недоминирующую руку, чтобы снять резиновые колпачки, и стерильную доминирующую руку, чтобы медленно отсасывать первые 75% плазмы с помощью спинальной иглы 18 G, 90 мм, прикрепленной к стерильному шприцу Люэра объемом 10 мл (рис. 3C). Выбросьте этот шприц или приберегите его для другого экспериментального или клинического использования, так как он содержит бедную тромбоцитами плазму (PPP). Затем присоедините ранее использованную стерильную спинномозговую иглу к стерильному шприцу Люэра объемом 5 или 10 мл, чтобы аспирировать оставшуюся плазму (25%) из стерильной простой пробирки объемом 5-10 мл. Эта фракция известна как P-PRP (рисунок 3D).
    Примечание: При определенных клинических и экспериментальных условиях для автоматизированной гемограммы с последующим анализом фактора роста (TGF-β1 и PDGF-BB) с помощью иммуноферментного анализа используется аликвота 0,5-1 мл PRP. Измерение этих медиаторов может быть выполнено через 3 ч после активации P-PRP солями кальция или тромбином23 или после индуцирования повреждения клеток путем изменения температуры или добавления неионогенных детергентов24.
  7. Оберните стерильный шприц Люэра, содержащий PRP, в небольшую непроницаемую стерильную простыню с прикрепленной стерильной иглой или колпачком для предотвращения бактериального загрязнения ортобиологического продукта (рисунок 4A).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Анатомическое строение лошади, подлежащей лечению, должно быть подготовлено к асептической инъекции, как описано в разделе 1 настоящего протокола. Лошадь должна быть адекватно удерживаема и усыплена, чтобы свести к минимуму дискомфорт и обеспечить безопасность как лошади, так и ветеринара. С продуктом PRP следует обращаться в стерильных перчатках и иглах, и он может быть активирован или не активирован в зависимости от предпочтений врача (Рисунок 4B).

4. Статистический анализ

  1. Соберите данные о количестве тромбоцитов и лейкоцитов в цельной крови и PRP. Оцените данные на нормальность с помощью теста Колмогорова-Смирнова. Если данные распределены нормально (P > 0,05), сравните и проанализируйте данные по ячейкам с помощью t-критерия. Если данные о концентрации тромбоцитов и лейкоцитов не распределены нормально (P < 0,05), сравните и проанализируйте данные с помощью теста Вилкоксона.
  2. Определяют концентрацию тромбоцитарной и лейкоцитарной эффективности в P-PRP по следующим формулам25:
    Эффективность сбора тромбоцитов = figure-protocol-1 × 100
    Эффективность сбора лейкоцитов = figure-protocol-2 × 100
  3. Соберите данные о концентрациях TGF-β1 и PDGF-BB в плазме крови (отрицательный контроль), надосадочной жидкости PRP (после 3 ч активации глюконатом кальция) и лизатах PRP, полученных добавлением неионогенного раствора детергента.
  4. Используйте обобщенную линейную смешанную модель для сравнения концентраций факторов роста между плазмой, надосадочной жидкостью PRP и лизатом PRP. В случае значительных статистических различий примените тест Тьюки post-hoc.
  5. Рассмотрим значения p < 0,05 статистически значимыми для всех тестов.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Среднее количество тромбоцитов (тромбоциты × 103/мкл) было достоверно выше в ОТП, чем в цельной крови (р < 0,001). Напротив, средняя концентрация лейкоцитов (лейкоцитов × 103/мкл) в ОТР была значительно ниже, чем в цельной крови (р < 0,001) (табл. 1). В частности, количество тромбоцитов в PRP было в 2,41 раза выше, чем в цельной крови, в то время как концентрация лейкоцитов в PRP была в 0,44 раза ниже. Эффективность сбора PLT в PRP составила 17%, в то время как эффективность с...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Использование ОТР в медицине и ветеринарии для лечения хронических заболеваний опорно-двигательного аппарата увеличивается 1,8,26,27. Тем не менее, основным критическим моментом в отношении применения ОТР в экспериментальных и клинических условиях является отсутствие основных данных о методах и протоколах, используемых для получения этих гемокомпонентов

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

У авторов нет конфликта интересов, который можно было бы раскрыть.

Благодарности

Мы благодарим Vicerrectoría de Investigaciones y Postgrados Университета Кальдас, Манисалес, Колумбия, за финансовую поддержку для публикации этой статьи.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
10 мл пробирок для сбора венозной крови BD Vacutainer, Франклин Лейкс, Нью-Джерси, СШАКод 366430Это только пример, можно использовать тубы других марок.
4,5 мл цитрата натрия в пробирках (105 М/3,2%) BD Vacutainer, Франклин Лейкс, Нью-Джерси, США107451Это только пример, можно использовать тубы других марок.
Настольная центрифугаRotofix 32A, Hettich GmbH, Туттлинген, ГерманияМожно использовать и другие настольные центрифуги.
Игла для бабочки (21 G & умножить на 0,75 дюйма) с 12 дюймов. Трубки и предварительно прикрепленный держатель Набор для сбора крови Safety-Lok, BD Vacutainer, Франклин Лейкс, Нью-Джерси, СШАСсылка 367296Это только пример, можно использовать иглы-бабочки других марок.
Раствор пены хлоргексидина в концентрации 2,3-4% Торговые марки или торговые названия этих продуктов могут различаться в зависимости от страны.
Колпак класса II с ламинарным потокомThermo Fischer Scientific, Уолтем, Массачусетс, СШАМожно использовать другие колпаки класса II с ламинарным потоком
Считыватель ИФАThermo Fischer Scientific, Уолтем, Массачусетс, США
Этиловый спирт на 95%Торговые марки или торговые названия этих продуктов могут различаться в зависимости от страны.
Человеческий PDGF-BB DuoSet ELISAНИР D Systems, Inc, Мак-Кинли Плейс, Миннесота, СШАDY220
Человеческий TGF-beta 1 DouSet ELISAНИР D Systems, Inc, Мак-Кинли Плейс, Миннесота, СШАDY240
Повидон йод пенный раствор в концентрации 4-10% Торговые марки или торговые названия этих продуктов могут различаться в зависимости от страны.
Программное обеспечение SPSS 25.0IBM Corp, SPSS, Нью-Йорк, США
Стерильные люэровские шприцы различного объема Discardit Шприц, BD Vacutainer, Франклин Лейкс, Нью-Джерси, СШАЭто только пример, можно использовать шприцы других марок.
Игла для позвоночника стерильная (18 G & раз; 90 мм)BD Quincke Spinel Needle, Франклин Лейкс, Нью-Джерси, СШАЭто только пример, можно использовать спинальные иглы других марок.

Ссылки

  1. Pérez Fraile, A., González-Cubero, E., Martínez-Flórez, S., Olivera, E. R., Villar-Suárez, V. Regenerative medicine applied to musculoskeletal diseases in equines: a systematic review. Vet Sci. 10 (12), 666(2023).
  2. Boone, L., Peroni, J. Introduction to equine biologic and regenerative therapies. Vet Clin North Am Equine Pract. 39 (3), 419-427 (2023).
  3. Carmona, J. U., Gómez, W. A., López, C. Could platelet-rich plasma be a clinical treatment for horses with laminitis. J Equine Vet Sci. 61, 46-57 (2018).
  4. Gilger, B. C. Use of biologics and stem cells in equine ophthalmology. Vet Clin North Am Equine Pract. 39 (3), 541-552 (2023).
  5. Pereira, R., et al. Evaluation of three methods of platelet-rich plasma for treatment of equine distal limb skin wounds. J Equine Vet Sci. 72, 1-7 (2019).
  6. Camargo Garbin, L., Lopez, C., Carmona, J. U. A critical overview of the use of platelet-rich plasma in equine medicine over the last decade. Front Vet Sci. 8, 641818(2021).
  7. Jiménez-Aristizabal, R. F., et al. Long-term cytokine and growth factor release from equine platelet-rich fibrin clots obtained with two different centrifugation protocols. Cytokine. 97, 149-155 (2017).
  8. McCarrel, T. M. Equine platelet-rich plasma. Vet Clin North Am Equine Pract. 39 (3), 429-442 (2023).
  9. Garbin, L. C., Olver, C. S. Platelet-rich products and their application to osteoarthritis. J Equine Vet Sci. 86, 102820(2020).
  10. Anitua, E., et al. Advances in platelet rich plasma-derived extracellular vesicles for regenerative medicine: a systematic-narrative review. Int J Mol Sci. 24 (17), 13043(2023).
  11. Dohan Ehrenfest, D. M., Rasmusson, L., Albrektsson, T. Classification of platelet concentrates: from pure platelet-rich plasma (P-PRP) to leucocyte- and platelet-rich fibrin (L-PRF). Trends Biotechnol. 27 (3), 158-167 (2009).
  12. Dohan Ehrenfest, D. M., et al. Classification of platelet concentrates (platelet-rich plasma-PRP, platelet-rich fibrin-PRF) for topical and infiltrative use in orthopedic and sports medicine: current consensus, clinical implications and perspectives. Muscles Ligaments Tendons J. 4 (1), 3-9 (2014).
  13. Giraldo, C. E., Álvarez, M. E., Carmona, J. U. Effects of sodium citrate and acid citrate dextrose solutions on cell counts and growth factor release from equine pure-platelet rich plasma and pure-platelet rich gel. BMC Vet Res. 11, 60(2015).
  14. Argüelles, D., et al. Evaluation of single and double centrifugation tube methods for concentrating equine platelets. Res Vet Sci. 81 (2), 237-245 (2006).
  15. Carmona, J. U., López, C., Sandoval, J. A. Review of the currently available systems to obtain platelet related products to treat equine musculoskeletal injuries. Recent Patents on Regenerative Medicine. 3 (2), 148-159 (2013).
  16. Jildeh, T. R., Su, C. A., Vopat, M. L., Brown, J. R., Huard, J. A review of commercially available point-of-care devices to concentrate platelet-rich plasma. Cureus. 14 (8), e28498(2022).
  17. Arita, A., Tobita, M. Adverse events related to platelet-rich plasma therapy and future issues to be resolved. Regen Ther. 26, 496-501 (2024).
  18. Sutter, W. W., Kaneps, A. J., Bertone, A. L. Comparison of hematologic values and transforming growth factor-beta and insulin-like growth factor concentrations in platelet concentrates obtained by use of buffy coat and apheresis methods from equine blood. Am J Vet Res. 65 (7), 924-930 (2004).
  19. Mirza, M. H., et al. Gait changes vary among horses with naturally occurring osteoarthritis following intra-articular administration of autologous platelet-rich plasma. Front Vet Sci. 3, 29(2016).
  20. Peng, C., Yang, L., Labens, R., Gao, Y., Zhu, Y., Li, J. A systematic review and meta-analysis of the efficacy of platelet-rich plasma products for treatment of equine joint disease. Equine Vet J. 56 (5), 858-869 (2024).
  21. Alvarez, M. E., Giraldo, C. E., Carmona, J. U. Monitoring bacterial contamination in equine platelet concentrates obtained by the tube method in a clean laboratory environment under three different technical conditions. Equine Vet J. 42 (1), 63-67 (2010).
  22. Pereira, R. C. dF., et al. Avaliação de sete protocolos para obtenção de plasma rico em plaquetas na espécie equina. Ciência Rural. (6), (2013).
  23. Giraldo, C. E., Álvarez, M. E., Carmona, J. U. Influence of calcium salts and bovine thrombin on growth factor release from equine platelet-rich gel supernatants. Vet Comp Orthop Traumatol. 30 (1), 1-7 (2017).
  24. Carmona, J. U., López, C., Ceballos-Márquez, A. Temporal release and denature of several mediators in pure platelet-rich plasma and temperature-induced platelet lysates derived from a similar bovine platelet concentrate. Vet Med Int. 2022, 2609508(2022).
  25. Weibrich, G., Kleis, W. K., Hitzler, W. E., Hafner, G. Comparison of the platelet concentrate collection system with the plasma-rich-in-growth-factors kit to produce platelet-rich plasma: a technical report. Int J Oral Maxillofac Implants. 20 (1), 118-123 (2005).
  26. Cecerska-Heryć, E., Goszka, M., Serwin, N., et al. Applications of the regenerative capacity of platelets in modern medicine. Cytokine Growth Factor Rev. 64, 84-94 (2022).
  27. Bahadir, B., Sarikaya, B. Platelet-rich plasma in the management of rotator cuff tendinopathy. Jt Dis Relat Surg. 35 (2), 462-467 (2024).
  28. Harrison, P., Alsousou, J. Studies on platelet rich plasma - new editorial policy for "platelets". Platelets. 31 (3), 281-282 (2020).
  29. Chahla, J., et al. A call for standardization in platelet-rich plasma preparation protocols and composition reporting: a systematic review of the clinical orthopaedic literature. J Bone Joint Surg Am. 99 (20), 1769-1779 (2017).
  30. Ríos, D. L., López, C., Álvarez, M. E., Samudio, I. J., Carmona, J. U. Effects over time of two platelet gel supernatants on growth factor, cytokine and hyaluronan concentrations in normal synovial membrane explants challenged with lipopolysaccharide. BMC Musculoskelet Disord. 16, 153(2015).
  31. Carmona, J. U., et al. In vitro effects of platelet-rich gel supernatants on histology and chondrocyte apoptosis scores, hyaluronan release and gene expression of equine cartilage explants challenged with lipopolysaccharide. BMC Vet Res. 12 (1), 135(2016).
  32. Castillo-Franz, C., López, C., Carmona, J. U. Evaluation of the catabolic and anabolic gene expression effects and histology changes induced by platelet-rich gel supernatants in equine suspensory ligament explants challenged with lipopolysaccharide. MLTJ-Muscles Ligaments and Tendons. 11 (1), 1-14 (2021).
  33. Argüelles, D., Carmona, J. U., Climent, F., Muñoz, E., Prades, M. Autologous platelet concentrates as a treatment for musculoskeletal lesions in five horses. Vet Rec. 162 (7), 208-211 (2008).
  34. Carmona, J. U., Argüelles, D., Climent, F., Prades, M. Autologous platelet concentrates as a treatment of horses with osteoarthritis: a preliminary pilot clinical study. J Equine Vet Sci. 27 (4), 167-170 (2007).
  35. Dejnek, M., et al. Content of blood cell components, inflammatory cytokines and growth factors in autologous platelet-rich plasma obtained by various methods. World J Orthop. 13 (6), 587-602 (2022).
  36. Giraldo, C. E., et al. Effects of the breed, sex and age on cellular content and growth factor release from equine pure-platelet rich plasma and pure-platelet rich gel. BMC Vet Res. 9, 29(2013).
  37. Zimmermann, R., et al. Sample preparation technique and white cell content influence the detectable levels of growth factors in platelet concentrates. Vox Sang. 85 (4), 283-289 (2003).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

PRP
Простой метод двойного центрифугирования в пробирке для получения обогащенной тромбоцитами плазмы из крови лошади
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.