Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Инновационное фракционирование жировой ткани для преобразования жира в специализированные компоненты

1.5K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/68152

⸱

11 июля 2025 г.

 ,  , 
1Department of Plastic and Cosmetic Surgery, Nanfang Hospital, Southern Medical University

В этой статье

Краткое содержание

Здесь мы представляем протокол, который может трансформировать аутологичную жировую ткань в различные жировые компоненты с различными физико-химическими свойствами и функциями.

Аннотация

Традиционная аутологичная трансплантация жировой ткани обычно используется для увеличения объема и регенерации тканей. Тем не менее, однородные физические и биологические свойства жировых трансплантатов часто приводят к неоптимальной производительности в различных сценариях пациентов и многогранных требованиях. Развивая основы трансплантации аутологичного жира, мы представляем новаторский подход, называемый трансплантацией аутологичного жирового компонента. Эта инновационная концепция включает в себя тщательно разработанный протокол, направленный на преобразование аутологичной жировой ткани в разнообразный набор жировых компонентов, каждый из которых характеризуется уникальными физико-химическими свойствами, адаптированными для конкретных применений в различных клинических контекстах. С помощью ряда физических методов жировая ткань может быть преобразована в комплекс жирового матрикса (AMC), обеспечивающий достаточную жесткую поддержку, жир высокой плотности (HDF) для дальнейшего заполнения, гель стромальной васкулярной фракции (SVF) для небольших и/или точных инъекций и фрагмент жирового коллагена (ACF) для мелких морщин и/или потребности в омоложении лица. Эти различные жировые компоненты обладают врожденными характеристиками, которые позволяют использовать точные и целенаправленные стратегии трансплантации, удовлетворяя нюансы индивидуальных потребностей пациента. Новый протокол фракционирования жировой ткани демонстрирует большой потенциал в революции в трансплантации жировой ткани. Он предлагает новую перспективу и методологию для более совершенной и адаптированной трансплантации.

Введение

Аутологичная трансплантация жировой ткани является широко используемой техникой для объемного увеличения и регенерации тканей, что обусловлено достижениями в области подготовки донорских участков, извлечения жира, обработки и имплантации 1,2,3,4. Тем не менее, однородные физические и биологические свойства традиционных жировых трансплантатов часто ограничивают их эффективность в решении различныхклинических потребностей. Чтобы преодолеть эти ограничения, наша исследовательская группа разработала инновационный протокол фракционирования жировой ткани, преобразуя аутологичный жир в специализированные компоненты с различными физико-химическими свойствами и функциями.

Основной целью протокола является фракционирование аутологичной жировой ткани на специализированные компоненты — комплекс жирового матрикса (AMC), гель стромальной васкулярной фракции (SVF) и фрагмент жирового коллагена (ACF), каждый из которых предназначен для решения конкретных клинических задач. Предоставляя компоненты с уникальными свойствами, такими как повышенная жесткость, высокая плотность клеток и богатые коллагеном составы, протокол позволяет разрабатывать точные и целенаправленные стратегии трансплантации 6,7,8,9,10,11.

Традиционная жировая пластика, хотя и эффективна для увеличения объема, часто не отвечает тонким требованиям сложных клинических сценариев. Его непредсказуемое поглощение жира приводит к нестабильному восстановлению объемов. Более того, благодаря одинаковым физическим и биологическим свойствам традиционных жировых трансплантатов, они не могут обеспечить целенаправленное заполнение областей с особыми требованиями к трансплантации, такими как структурная поддержка, выполнение точных инъекций в небольших областях и достижение целенаправленной стимуляции коллагена. Эти проблемы часто требуют проведения нескольких операций, что увеличивает боль и финансовое бремя пациентов 1,2,5. Данный протокол фракционирования устраняет эти ограничения путем целенаправленного обогащения жировой ткани содержанием особой ценности из традиционной жировой ткани. В ходе этого процесса мы формируем компоненты жировой ткани с индивидуальными свойствами, тем самым предлагая врачам универсальный набор инструментов для персонализированного лечения. По сравнению с синтетическими филлерами или традиционной жировой пластикой, в этом подходе используется аутологичная ткань, что исключает риск иммунного отторжения и обеспечивает биосовместимость. Кроме того, в процессе фракционирования создаются компоненты с уникальными свойствами, такие как AMC, который обеспечивает структурную поддержку и отличается низкой скоростью абсорбции; SVF-гель, который обеспечивает точные инъекции и характеризуется высокой плотностью клеток стромальной васкулярной фракции; и ACF, каркас коллагенового белка, способный контролировать высвобождение жировых факторов, что показывает потенциал для клинического применения в омоложении кожи 7,9,11. Этот подход также снижает потребность в повторных процедурах за счет улучшения удержания трансплантата и удовлетворенности пациентов10,12.

Концепция фракционирования биологических тканей для оптимизации терапевтических результатов хорошо известна, о чем свидетельствует разделение крови на плазму, эритроциты и тромбоциты для целенаправленного медицинского применения. В последние годы исследования и клиническое применение компонентов жировой ткани также постепенно продвигаются вперед 13,14,15,16,17,18. Этот протокол фракционирования жировой ткани основан на этом принципе, выделяя компоненты с различными свойствами для индивидуального клинического использования. Клиницисты могут определить пригодность этого метода, учитывая анатомические потребности пациента, желаемые результаты (например, увеличение объема, структурная поддержка или омоложение кожи) и доступное оборудование. Этот протокол особенно эффективен в случаях, требующих точного контроля свойств трансплантата, таких как омоложение лица, коррекция рубцов или сложные реконструктивные процедуры 7,10,12.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Это исследование было одобрено Советом по этической экспертизе в больнице Наньфан, Гуанчжоу, Китай. Жировая ткань была собрана у здоровых доноров, которые дали письменное информированное согласие на участие в исследовании. Все эксперименты на животных были одобрены Комитетом по уходу за животными и их использованию больницы Наньфан и проводились в соответствии с рекомендациями Национального совета по здравоохранению и медицинским исследованиям (Китай).

1. Подготовка жиров

  1. Общая анестезия и инфильтрация тумесцентной жидкости
    1. Поместите пациента под общий наркоз. Во время фазы внутривенной индукции вводят комбинацию пропофола (2 мг/кг), фентанила (1,5 мкг/кг) и рокурония (0,6 мг/кг) с последующим поддержанием глубины анестезии с помощью севофлурана (1,5%) и ремифентанила (0,1 мкг/кг/мин). На протяжении всей процедуры динамически корректируйте план анестезии на основе мониторинга BIS (целевое значение 40-60), параметров кровообращения (MAP >65 мм рт.ст.) и EtCO2 (35-45 мм рт.ст.).
    2. Уложите пациента в положение лежа на спине с защитной прокладкой в точках давления и тщательно продезинфицируйте место операции хлоргексидиновым спиртом. Придерживайтесь асептических протоколов, чтобы свести к минимуму риск заражения.
    3. С помощью шприца объемом 20 мл инфильтрируйте подкожную клетчатку области липосакции (например, живот или бедро) тумесцентной жидкостью, содержащей 0,06% лидокаина и 0,001% адреналина. Поддерживайте соотношение инфильтрата 2:1 к ожидаемому объему экстракции жира, регулируя общий объем инъекции в соответствии с конкретными анатомическими особенностями пациента и размером области лечения.
    4. Проверьте обезболивающий эффект, чтобы подтвердить полную инфильтрацию тумесцентной жидкости. Перед следующим этапом уколите или защипните область липосакции. Если пациент чувствует лишь небольшое давление, достаточно инфильтрации, что позволяет накапливать жир с меньшим дискомфортом.
  2. Заготовка жира
    1. Для сбора жира используйте многопортовую канюлю 3 мм с острыми боковыми отверстиями диаметром 1 мм. Выполняйте операцию при давлении всасывания −0,75 атм, чтобы свести к минимуму повреждение жировой ткани и обеспечить целостность и жизнеспособность собранных жировых клеток.
  3. Подготовка жира Коулмана
    1. Дайте собранному жиру, который помещают в шприц объемом 60 мл, постоять в течение 10 минут, чтобы жидкие компоненты осядли на дно емкости.
    2. Осторожно слейте жидкую порцию на дно и соберите верхний, относительно чистый жировой слой, чтобы удалить загрязнения, такие как кровь и тумесцентная жидкость.
    3. Задержите собранный жир в 60-миллилитровом шприце и центрифуге при давлении 1200 х г в течение 3 минут при комнатной температуре для дальнейшей стратификации компонентов.
    4. После центрифугирования снова сбросить жидкую часть на дно. Сохранить верхний слой жира, который определяется как жир Коулмана, в возрасте 60 лет
      миллилитровый шприц.
  4. Сбор образцов жиров высокой и низкой плотности
    1. Перелейте верхние 2/3 жира Коулмана в пробирку объемом 20 мл, определив его как жир низкой плотности (LDF).
    2. Перенесите оставшуюся нижнюю 1/3 жира Коулмана в другую пробирку объемом 20 мл, определив его как жир высокой плотности (HDF).

2. Извлечение компонентов

  1. Подготовка комплекса жирового матрикса (АМС)
    1. Пропустите HDF через фильтрующее устройство с рукавом и тремя внутренними ситами (расстояние между фильтрующими сетками 1,5 мм).
    2. Соберите прикрепленную ткань и обезвожьте ее в фильтр-мешок объемом 100 меш, окруженный марлей. Определите конечную точку, наблюдая за тканью, которую захватывают щипцами; Когда на щипцы не попадают явные капли жидкости, это говорит о том, что обезвоживание достигло желаемого эффекта. Конечный продукт был идентифицирован как AMC. Сохраните оставшийся ХДФ для использования в будущем.
  2. Экстракция струмально-васкулярной фракцией (SVF)-гелем
    1. Механическая эмульгирование LDF: Механическая эмульгирование LDF путем пропускания ее между двумя шприцами, соединенными соединителем Luer-Lok типа «мама-мама» с внутренним диаметром 1,4 мм со скоростью 10 мл/с в течение 1 мин.
    2. Центрифугируйте эмульгированную LDF при давлении 1 600 x g в течение 3 минут. Соберите средний слой, который напоминает гелеобразное вещество, в виде SVF-геля.
  3. Выработка фрагментов жирового коллагена (АКФ)
    1. Измельчение LDF: Измельчите LDF в специализированном экстракторе ACF при 30 000 об/мин в течение 60 с для получения жировой суспензии.
    2. Фильтрация: Переложите жировую суспензию в шприцы объемом 20 мл. Подключите его к однонаправленному фильтру 0,25 мм, нажмите на поршень и соберите фильтрат в другой шприц объемом 20 мл. Затем подключите этот шприц к однонаправленному фильтру 0,15 мм, снова нажмите на поршень и соберите окончательный фильтрат в третий шприц объемом 20 мл. Затем центрифугируйте жировую суспензию при давлении 3 000 x g в течение 3 минут.
    3. Соберите твердую часть на дне в виде ACF.

3. Тестирование жировых компонентов

  1. Испытание на жесткость
    1. Используйте устройство с датчиком измерения силы в диапазоне от 0 Н до 225 Н и электромагнитным приводом, обеспечивающим осевое перемещение 6 мм.
    2. Зажмите каждый образец ткани (AMC и жир Коулмана) и приложите предварительную нагрузку 25 - 30 Н, чтобы устранить провисание и вызвать удлинение. Установите нагрузку на рампу на уровне 8 мм/с и зарегистрируйте максимальное усилие, достигнутое до разрыва образца электронным способом. Затем устройство рассчитывает жесткость тканей.
  2. Окрашивание гематоксилином и эозином (HE) и Массоном
    1. Зафиксируйте образцы в 4% параформальдегиде, чтобы сохранить их структуру. Обезвоживайте в этаноловом градиенте для удаления воды, которая необходима для последующего процесса заделки.
    2. Погрузите образцы в парафин, что облегчает нарезку образцов на тонкие срезы. Затем разрежьте образцы, залитые парафином.
    3. Испачкайте срезы HE и трихромными морилками Массона. Исследуйте образцы с помощью сканирующей электронной микроскопии (СЭМ).
  3. Исследования в области трансплантации
    1. Отобрано 70 обнаженных мышей с уровнем SPF здоровья, весом 15 - 18 г и возрастом от 4 до 6 недель (независимо от пола). Мыши должны содержаться в соответствии с институциональными рекомендациями, содержаться в индивидуальных клетках с 12-часовым циклом света/темноты и обеспечиваться стандартным кормом и водой в неограниченном количестве.
    2. Обезболивание мышей путем внутрибрюшинного введения пентобарбитала натрия (50 мг/кг). Проверьте глубину анестезии с помощью рефлекса щипкового пальца ноги. Наносите мазь для глаз для предотвращения сухости.
    3. Введите 0,3 мл подготовленной АМК или жировой ткани (жир Коулмана в контрольной группе) в подкожные ткани каждой мыши, служащей в качестве исходного слоя жирового трансплантата. Наблюдайте за животными, пока они не придут в сознание, а затем переложите их в клетки.
    4. На 7, 14, 30, 60 и 90 день после пересадки соберите трансплантаты, тщательно отделив их от окружающих тканей. Измерьте их объемы. Коэффициент удержания графтов определяли следующим образом:
      Коэффициент удержания (%) = объем трансплантата на момент забора/объем инъекционного жира (0,3 мл здесь) x 100%.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

С помощью различных механических процедур, выполненных во время хирургического процесса, мы успешно преобразовали жировую ткань в отдельные жировые компоненты с различными характеристиками. Это, последовательно, AMC, который обеспечивает достаточную надежную поддержку (Рисунок 1A), HDF для дальнейшего заполнения (Рисунок 1B), SVF-гель для точных инъекций в небольшие участки (Рисунок 1C) и ACF для устранения мелких морщин или восстан...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Этот протокол фракционирования жировой ткани включает в себя несколько важных этапов, которые обеспечивают успешное выделение специализированных компонентов. Во-первых, центрифугирование собранной жировой ткани разделяет ее на жир высокой плотности (HDF) и жир низкой плотности (LDF), каждый из которых имеет различные композиции клеточного и внеклеточного матрикса (ECM)23,24. HDF, богатый жизнеспособными адипоцитами и клетками стр...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы заявляют, что у них нет конфликта интересов.

Благодарности

Работа выполнена при поддержке Национального фонда естественных наук Китая (гранты 81801932, 81901976, 81971852, 81772101 и 81901975).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
0,001% эпинефринSigma-AldrichE4375
0,06% лидокаинSigma-AldrichL5647
3-мм многопортовая канюляTulip Medical Products, Сан-Диего, Калифорния, США/
50 мл центрифужные пробиркиCorning430829
BOSE ElectroForce Устройство для испытаний под нагрузкойBose Corporation/
КоллагеназаУортингтон БиохимическийLS004176
Соединитель Люэр-Лока «самка-самкаBD Biosciences309628
фильтрующее устройство с рукавом иситами на заказ (Shanghai Tiangong Instruments Co., Ltd.)/
МарляMedline IndustriesMDS093944
Набор для окрашивания гематоксилином/эозиномSigma-AldrichHT110116
Masson's Trichrome Staining KitSigma-AldrichHT15
Обнаженные мышиSouthern Mdical University/
Фосфатно-солевой буфер (PBS)Thermo Fisher Scientific
Круглый фильтрующий экран из нержавеющей стали (0,15 мм)Shanghai Tiangong Instruments Co., Ltd./
Круглый фильтрующий экран из нержавеющей стали (0,25 мм)Shanghai Tiangong Instruments Co., Ltd./
Стерилизованный фильтрующий мешок 100 мешShanghai Tiangong Instruments Co., Ltd./
Экстрактор геля для стромальной сосудистой фракции (SVF)Shanghai Tiangong Instruments Co., Ltd./
TrypsinThermo Fisher Scientific25200056
Blot Analysis KitBio-Rad1705061
» 10010023 Western

Ссылки

  1. Simonacci, F., Bertozzi, N., Grieco, M. P., Grignaffini, E., Raposio, E. Procedure, applications, and outcomes of autologous fat grafting. Ann Med Surg. 20, 49-60 (2017).
  2. Strong, A. L., Cederna, P. S., Rubin, J. P., Coleman, S. R., Levi, B. The Current State of Fat Grafting: A Review of Harvesting, Processing, and Injection Techniques. Plast Reconstr Surg. 136 (4), 897-912 (2015).
  3. Evans, B. G. A., Gronet, E. M., Saint-Cyr, M. H. How Fat Grafting Works. Plast Reconstr Surg Glob Open. 8 (7), e2705(2020).
  4. Costanzo, D., Romeo, A., Marena, F. Autologous Fat Grafting in Plastic and Reconstructive Surgery: An Historical Perspective. Eplasty. 22, e4(2022).
  5. Suszynski, T. M., Sieber, D. A., Van Beek, A. L., Cunningham, B. L. Characterization of adipose tissue for autologous fat grafting. Aesthetic Surg J. 35 (2), 194-203 (2015).
  6. He, Y., et al. Human adipose liquid extract induces angiogenesis and adipogenesis: a novel cell-free therapeutic agent. Stem Cell Res Ther. 10 (1), 252(2019).
  7. Li, Y., et al. Adipose matrix complex: a high-rigidity collagen-rich adipose-derived material for fat grafting. Aging. 13 (11), 14910-14923 (2021).
  8. Zhu, H., et al. Improving Low-Density Fat by Condensing Cellular and Collagen Content through a Mechanical Process: Basic Research and Clinical Applications. Plast Reconstr Surg. 148 (5), 1029-1039 (2021).
  9. Yao, Y., et al. Adipose Extracellular Matrix/Stromal Vascular Fraction Gel: A Novel Adipose Tissue-Derived Injectable for Stem Cell Therapy. Plast Reconstr Surg. 139 (4), 867-879 (2017).
  10. Yao, Y., et al. Adipose Stromal Vascular Fraction Gel Grafting: A New Method for Tissue Volumization and Rejuvenation. Dermatol Durg. 44 (10), 1278-1286 (2018).
  11. Jin, X., et al. An Adipose-Derived Injectable Sustained-Release Collagen Scaffold of Adipokines Prepared Through a Fast Mechanical Processing Technique for Preventing Skin Photoaging in Mice. Front Cell Dev Biol. 9, 722427(2021).
  12. Cai, J., et al. Adipose Component Transplantation: An Advanced Fat-Grafting Strategy for Facial Rejuvenation. Plast Reconstr Surg. 153 (3), 549e-554e (2024).
  13. Demirel, O., Aköz Saydam, F. Assessment of the Causes of Differences in Centrifugation Protocols as a Fat-Processing Technique: A Systematic Literature Review. Aesthetic Plast Surg. 45 (3), 1242-1265 (2021).
  14. Neal, M. D., et al. Early Cold Stored Platelet Transfusion Following Traumatic Brain Injury: A Randomized Clinical Trial. Ann Surgery. , (2025).
  15. Czako, S., Prochaska, M. Red blood cell transfusion clinical decision support: A scoping review of guideline adherence and clinical impact. Transfusion. 65 (2), 410-419 (2025).
  16. Warner, D., Duncan, H., Gudsoorkar, P., Anand, M. Indications and complications associated with centrifuge-based therapeutic plasma exchange - a retrospective review. BMC Nephrol. 26 (1), 87(2025).
  17. Yang, R., Song, Z., Li, S., Wang, J., Liang, H. Analysis of the Volume of the Liposuction-Derived Adipose Tissue in Clinical Application. J Craniofacial Surg. , (2025).
  18. Baniameri, S., et al. Tissue Engineering 3D-Printed Scaffold Using Allograft/Alginate/Gelatin Hydrogels Coated With Platelet-Rich Fibrin or Adipose Stromal Vascular Fraction Induces Osteogenesis In Vitro. J Cell Physiol. 240 (1), e31497(2025).
  19. Karna, E., Szoka, L., Huynh, T. Y. L., Palka, J. A. Proline-dependent regulation of collagen metabolism. Cell Mol Life Sci. 77 (10), 1911-1918 (2020).
  20. Ricard-Blum, S. The collagen family. Cold Spring Harb Perspect Biol. 3 (1), a004978(2011).
  21. Ferrara, N. VEGF and the quest for tumour angiogenesis factors. Nat Rev Cancer. 2 (10), 795-803 (2002).
  22. Harraz, M. M., et al. SOD1 mutations disrupt redox-sensitive Rac regulation of NADPH oxidase in a familial ALS model. J Clin Invest. 118 (2), 659-670 (2008).
  23. Guan, J., et al. Identification of High-Quality Fat Based on Precision Centrifugation in Lipoaspirates Using Marker Floats. Plast Reconstr Surg. 146 (3), 541-550 (2020).
  24. Qiu, L., et al. Identification of the Centrifuged Lipoaspirate Fractions Suitable for Postgrafting Survival. Plast Reconstr Surg. 137 (1), 67e-76e (2016).
  25. Feng, J., et al. Mechanical process prior to cryopreservation of lipoaspirates maintains extracellular matrix integrity and cell viability: evaluation of the retention and regenerative potential of cryopreserved fat-derived product after fat grafting. Stem Cell Res Ther. 10 (1), 283(2019).
  26. Comerci, A. J., et al. Risks and Complications Rate in Liposuction: A Systematic Review and Meta-Analysis. Aesth Surg J. 44 (7), Np454-Np463 (2024).
  27. Crisan, M., et al. A perivascular origin for mesenchymal stem cells in multiple human organs. Cell stem cell. 3 (3), 301-313 (2008).
  28. Pan, Z., et al. CD90 serves as differential modulator of subcutaneous and visceral adipose-derived stem cells by regulating AKT activation that influences adipose tissue and metabolic homeostasis. Stem Cell Res Ther. 10 (1), 355(2019).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Инновационное фракционирование жировой ткани для преобразования жира в специализированные компоненты
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.