Методическая статья

Мышиная модель расслоения грудной аорты, индуцированного пероральной инфузией β-аминопропионитрила и подкожного ангиотензина II

DOI:

10.3791/68232

⸱

16 мая 2025 г.

 ,  ,  ,  , 
1Department of Cardiovascular Surgery, Tianjin Medical University General Hospital, 2Department of Biopharmaceutics, Tianjin Key Laboratory of Technologies Enabling Development of Clinical Therapeutics and Diagnostics, School of Pharmacy, Tianjin Medical University, 3Department of Physical and Rehabilitation Medicine, Tianjin Medical University General Hospital

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Этот протокол предусматривает подробную пошаговую процедуру индукции расслоения грудного отдела аорты у мышей. В частности, он включает в себя точный расчет необходимых доз β-аминопропионитрила и ангиотензина II, процедуру наполнения осмотическим насосом и технику имплантации осмотического насоса.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Расслоение грудной аорты (ТАД) является смертельным сердечно-сосудистым заболеванием, которое не поддается эффективному лечению. Воспроизведение животных моделей патофизиологии ТАД имеет важное значение для изучения внутренних механизмов ТАД. Широко используемая модель TAD, индуцированная β-аминопропионитрилом (BAPN, необратимый и перорально активный ингибитор лизилоксидазы) у мышей, имеет ограничение, заключающееся в непостоянной частоте успеха. В этом протоколе подробно описана модифицированная мышиная модель ТАД, индуцированной пероральным приемом БАТН в сочетании с подкожной инфузией ангиотензина II (Ang II). После четырех недель введения БАТН с последующей инфузией Ang II в течение 24 ч была надежно индуцирована мышиная модель с характеристиками, аналогичными человеческому ТАД, и вероятность успешного построения модели ТАД значительно улучшилась. Пероральный прием BAPN ингибирует сшивку эластина и коллагена, что приводит к разрушению структуры стенки аорты и в определенной степени индуцирует образование дилатации и расслоения аорты. Последующая индукция Ang II еще больше усугубляет дегенерацию стенки аорты, тем самым способствуя возникновению ТАД. Следовательно, комбинация BAPN и Ang II представляет собой усовершенствованный подход к построению мышиной модели TAD, предлагая ценный инструмент для изучения патогенеза и потенциальных терапевтических подходов к TAD.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Расслоение грудной аорты (ТАД) – это серьезное заболевание аорты, вызванное разрывом интимы из-за кровотечения в стенке грудной аорты, в результате которого слои стенки аорты отрываются, кровь попадает в среду стенки аорты, образуя ложный просвет и вызывая давление на истинный просвет 1,2,3. Эпидемиологические исследования показывают, что заболеваемость ТАД составляет от 7 до 9 случаев на 100 000 человек вгод4. В настоящее время считается, что патогенез ТАД обусловлен аномальной структурой и гемодинамикой среднего звена аорты, а такие факторы, как гипертония, дислипидемия и наследственные сосудистые заболевания, увеличивают риск развития ТАД5. Хирургическое вмешательство остается основным вариантом лечения ТАД. Тем не менее, в связи с высокими периоперационными рисками, изучение патогенеза ТАД и методы раннего вмешательства для задержки его прогрессирования имеют существенное значение для улучшения прогноза ТАД. Поскольку получить человеческие образцы и провести эксперименты непосредственно на людях очень сложно, необходимо создать животные модели ТАД, которые имитируют характеристики человеческого ТАД.

За последние несколько десятилетий было широко известно о многих животных моделях аневризмы аорты (АА). Тем не менее, до сих пор существует мало исследований по созданию моделей TAD; некоторые исследователи даже считают ТАД побочным продуктом животной моделиАА 6. Фактически, учитывая, что ТАД возникает в результате первоначального интимального разрыва грудной аорты с последующим быстрым расширением ложного просвета, это значительное различие в механизме отличает ТАД от аневризмыаорты 7. На сегодняшний день наиболее часто используемой моделью ТАД является индуцированная β-аминопропионитрилом (BAPN) расслоением аорты у грызунов. БАПН, специфический и необратимый ингибитор лизилоксидазы, ингибирует сшивание эластических волокон и коллагеновых волокон в стенке аорты и широко используется на животных моделях расслоения аорты 8,9,10. В большинстве случаев BAPN добавляли в питьевую воду мышей для построения моделей TAD, а комбинацию BAPN и ангиотензина II (Ang II) с помощью осмотического насоса использовали для построения моделей TAD11,12. Однако эти методы построения ТАД-моделей подробно не описаны. Из-за различий в линиях мышей, введении BAPN, а также концентрации и продолжительности Ang II, частота и степень поражения TAD были нестабильными в разных экспериментах. Поэтому существует острая потребность в стабильном методе построения мышиных ТАД-моделей.

В данном протоколе подробно и шаг за шагом описывается простой и весьма успешный метод с использованием комбинации воды, обогащенной BAPN, и осмотического насоса Ang II для построения мышиной модели TAD. Этот протокол применим к большинству лабораторий и прост в освоении, что позволяет даже исследователям, не имеющим опыта в создании мышиных моделей, выполнять его последовательно.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Протоколы содержания животных были одобрены Комитетом по уходу за животными и их использованию Тяньцзиньского медицинского университета (номер одобрения TMUaMEC 2022036). В этом исследовании использовались трехнедельные самцы мышей C57BL/6J. Подробная информация об используемых реагентах и оборудовании приведена в Таблице материалов.

1. Содержание и группировка животных

  1. Выращивайте мышей на стандартном поддерживающем корме. Для этого исследования используйте трехнедельных мышей.
  2. Случайным образом распределите мышей по контрольной группе (контроль), группе перорального приема BAPN (BAPN), группе перорального приема BAPN и инфузии физиологического раствора (BAPN + физиологический раствор) и группе перорального приема BAPN и инфузии Ang II (BAPN + Ang II) (рис. 1). Обеспечьте мышей контрольной группы обычной питьевой водой.
  3. Обеспечьте мышей группы БАТН питьевой водой с добавлением БАТН в дозе 1 мг/г/сут в течение 4 недель. Вводите мышам в группе BAPN + Ang II Ang II (1 нг/г/мин) и мышам в группе BAPN + физиологический раствор эквивалентное количество физиологического раствора в течение 24 часов после 4 недель перорального приема BAPN.

2. Подготовка к питьевой воде с добавлением БАТН

  1. Обеспечьте мышей питьевой водой с добавлением BAPN в течение 4 недель подряд после 3 дней адаптивного кормления, установив 1 день в качестве индукционного цикла.
  2. Взвесьте мышей в каждой клетке, чтобы рассчитать необходимое количество BAPN в питьевой воде.
  3. Запишите объем воды (объем) каждой клетки за последние сутки.
  4. Чтобы обеспечить достаточное потребление воды, используйте в 1,3 раза больше суточного объема воды (1,3 x объем) в качестве количества воды для индукционного цикла. Соответственно, растворяют в 1,3 раза больше необходимого веса БАПН в расчетном объеме питьевой воды. Подробный метод расчета и пример приведены в таблице 1.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Мыши в этом возрасте все еще находятся в периоде быстрого роста. Рекомендуется ежедневно регистрировать объем потребления воды мышами в течение модельного периода индукции, а питьевую воду с добавлением BAPN в клетке менять каждый день. Чтобы предотвратить разложение БАПН, оберните бутылку алюминиевой фольгой, чтобы защитить ее от света.

3. Расчет массы Ang II

  1. Взвесьте каждую мышь и рассчитайте необходимую для эксперимента массу Ang II, исходя из максимальной массы тела.
  2. Используйте шаблон расчета (Таблица 2) для вычисления массы Ang II, необходимой для эксперимента.
  3. Рассчитайте массу Ang II, необходимую для 130 μL раствора Ang II на мышь, так как для каждого насоса требуется примерно 100 μL.
  4. Используйте шаблон расчета (Таблица 3) для расчета объема заполнения раствора Ang II и физиологического раствора, необходимого для эксперимента.

4. Роспуск Ang II

  1. Хранить лиофилизированный порошок Ang II в герметичном флаконе при температуре -80 °C. Чтобы предотвратить конденсацию влаги, дайте Ang II уравновеситься до комнатной температуры, а затем центрифугируйте его перед открытием.
  2. Взвесьте рассчитанное количество Ang II в стерильной микропробирке с помощью аналитических весов.
  3. Добавьте рассчитанный объем нормального физиологического раствора в микротрубку, содержащую лиофилизированный Ang II, и тщательно перемешайте до полного растворения.
  4. Приготовьте необходимый раствор Ang II отдельно для каждой мыши на чистом стенде в зависимости от массы тела. Переверните микропробирку вверх дном, чтобы раствор хорошо перемешался.

5. Наполнение осмотического насоса

  1. Достаньте две части осмотического насоса из упаковки и подготовьте насос с помощью стерильных инструментов, чтобы избежать риска инфицирования.
  2. Взвесьте каждый насос, включая корпус насоса и замедлитель потока, с помощью аналитических весов. Запишите данные и используйте их для расчета коэффициента заполнения.
  3. Приложите наполнительную трубку к только что открытому стерильному шприцу объемом 1 мл и осторожно отсасывайте приготовленный раствор Ang II, описанный выше, стараясь не аспирировать пузырьки воздуха.
  4. Удерживайте заправочную трубку в вертикальном положении и осторожно удалите из шприца все пузырьки воздуха. Сохраняйте это положение, чтобы пузырьки воздуха не попали внутрь заливной трубки.
  5. Аккуратно вставьте конец заправочной трубки в отверстие в верхней части осмотического насоса до тех пор, пока его нельзя будет вставлять дальше.
  6. Держите осмотический насос вертикально и медленно сожмите поршень шприца. Как только раствор Ang II появится на выходе, немедленно остановитесь и осторожно снимите заливную трубку.
  7. Осторожно и медленно вставьте замедлитель потока в отверстие осмотического насоса до тех пор, пока не останется видимого зазора между замедлителем потока и верхней частью насоса. Сотрите излишки раствора Ang II стерильной абсорбирующей бумагой.
  8. Взвесьте загруженный насос на аналитических весах и запишите это. Разница в весе насоса до и после инфузии — это масса загруженного раствора Ang II.
  9. Рассчитайте норму заполнения по следующей формуле:
    Скорость наполнения = (масса заполненного насоса - масса пустого насоса) / (стандартный объем) x 100%
    ПРИМЕЧАНИЕ: Объем наполнения должен составлять более 90% от стандартного объема, указанного в инструкции по эксплуатации. Если это так, заливка выполнена успешно. Если нет, насос следует слить и снова залить.
  10. Поместите наполненные насосы в стерильный физиологический раствор при температуре 37 °C с поднятой головой замедлителя не менее чем на 6 часов до имплантации.

6. Хирургическая процедура по имплантации помпы

  1. Автоклавирование всех хирургических инструментов, включая ножницы, гемостатики, пинцеты, игольчатые щипцы и иглы для наложения швов, проводится за 24 ч до имплантации помпы.
  2. Поместите мышь в анестезиологическую индукционную камеру с 1,5%-2% изофлураном со скоростью потока 2 л/мин и стабилизируйте мышь в течение 2 минут. Сбрейте шерсть мыши на участке около 2 см × 1 см на средней части лопаточной кожи.
    Примечание: Поскольку реакция мыши на изофлуран вариабельна, может потребоваться корректировка концентрации для поддержания стабильной анестезии.
  3. Поместите мышь в положение лежа так, чтобы носик находился в носовом конусе, подключенном к аппарату для анестетика изофлурана. Нанесите ветеринарную мазь на глаза, чтобы предотвратить сухость во время пребывания под анестезией. Следите за тем, чтобы мышь не реагировала на болезненные раздражители до и во время имплантации помпы.
  4. Продезинфицируйте спинную кожу трижды медицинским йодофором.
  5. Аккуратно сделайте поперечный разрез около 1 см на коже с помощью скальпеля.
  6. Аккуратно захватите край резца изогнутыми щипцами и тупо рассеките подкожную клетчатку еще одной парой изогнутых щипцов, чтобы создать карман для помпы. Убедитесь, что карман достаточно большой, чтобы насос мог свободно перемещаться.
  7. Вставьте наполненный насос в подкожный карман так, чтобы головка замедлителя потока располагалась ближе к каудальному концу мыши. Оставьте достаточно места для закрытия разреза и не допускайте перерастяжения кожи.
  8. После того, как насос будет имплантирован, аккуратно выровняйте режущий край и закройте кожу нерассасывающимися швами 6-0.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Внимательно осмотрите место разреза, чтобы убедиться, что рана полностью закрыта и что насос не давит непосредственно на разрез.
  9. Снова очистите разрез йодофором и нанесите 5% лидокаиновый обезболивающий гель местно с помощью стерильного ватного тампона. Выключите изофлуран (0%).

7. Послеоперационный уход за животными

  1. Внимательно наблюдайте за мышами после имплантации насоса и поместите их в клетку для восстановления вместе с электрическим одеялом с подогревом.
  2. Дайте мышам восстановиться в одиночестве в теплой клетке в течение как минимум 20 минут, пока они не проснутся, а затем верните их в исходную клетку.
  3. Наблюдайте за мышами ежечасно в течение первых 6 ч после операции. В течение следующих 18 ч наблюдайте за мышами с интервалом в 6 ч. Немедленно собирайте образцы, если мыши находятся в умирающем состоянии или умирают во время введения Ang II.

8. Забор, фиксация, очистка и визуализация аорты

  1. Обезболивайте мышей из всех экспериментальных групп изофлураном, а затем принесите их в жертву путем вывиха шейки матки в конце исследования.
  2. Поместите мышей в лежачее положение и закрепите их на мышиной пластине. Сделайте разрез в нижней части живота и протяните его через стенку грудной клетки до полного обнажения грудной и брюшной полостей.
    1. Немедленно сделайте небольшой разрез в правом предсердии, введите стерильный шприц в левый желудочек и медленно вводите примерно 10 мл ледяного фосфатно-солевого буфера (PBS) через левый желудочек, пока легкие и печень не станут белыми.
  3. Впоследствии проводят резекцию легких, печени, селезенки, кишечника. Полностью обнажите всю аорту и измерьте максимальный диаметр грудной аорты с помощью цифрового штангенциркуля. Рассеките аорту от сердца и пересеките все артериальные ветви и общие подвздошные артерии, чтобы собрать всю аорту.
  4. Сфотографируйте аорту с помощью цифровой камеры, законсервируйте ее в 4% параформальдегиде в течение 24-48 часов и заделайте в парафин для разрезания.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Будьте осторожны, чтобы не травмировать кишечный тракт, так как это может помешать анализу тканей.
  5. Срезы парафина аорты толщиной 3-5 мкм с помощью микротома, затем проводят депарафинизацию и гидратацию. Окрашивайте срезы гематоксилином и эозином (H&E) и Elastic-Van Gieson (EVG) с помощью соответствующих наборов для окрашивания в соответствии с инструкциями производителя.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В общей сложности 70 самцов мышей C57BL/6J в возрасте 3 недель были включены в это исследование и случайным образом распределены в четыре группы: контрольная (n = 10), BAPN (n = 20), BAPN + физиологический раствор (n = 20) и BAPN + Ang II (n = 20). В группе BAPN у 11 из 20 мышей развилось расслоение грудной аорты (TAD) через 28 дней после введения BAPN, при этом 4 мыши умерли от разрыва аорты. В группе BAPN + физиологический раствор у 12 из 20 мышей развился TAD, 4 из которых умерли из-за...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Из-за ограниченного понимания угрожающего жизни расслоения грудного отдела аорты (ТАД) создание стабильных животных моделей имеет важное значение для изучения молекулярных механизмов, лежащих в основе возникновения и прогрессирования ТАД. β-аминопропионитрил (БАПН), ингибитор лизилоксидазы, широко используется в моделях ТАД у грызунов, поскольку он нарушает сшивание коллагена и эластина, тем самым ослабляя стенку аорты и повышая ее восприимчивость к механическимнагрузка...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы данной рукописи не могут заявить об отсутствии конфликта интересов.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Эта работа была поддержана грантом Национального фонда естественных наук Китая (82370299) и Тяньцзиньским проектом строительства ключевой медицинской дисциплины (специальности) (TJYXZDXK-060B).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
3-Аминопропионитрил фумаратная сольСигма-ОлдричА3134
Аналитические весыРадвагАС 220.R2
Аппарат для анестезииШанхай Реньи Биджиал Технолоджи Ко. Лтд.ПСС-3
Ангиотензин IIMCEHY-13948
C57BL/6J Самцы мышейГемФарматехN000013
Диета ЧауSibeifu Beijing Biotechnology Co. LtdСПФ-Ф02-002
Электротермический резервуар для воды постоянной температурыYiheng Technical Co. Ltd.ДК-8Д
Набор для окрашивания EVGСоларбиоГ1590
ГрафПад ПризмаГрафпэдВерсия 10.0.2
H& Набор для окрашивания EСервисбиоГ1076
ГемостатШинва Медикал Инструмент Ко. Лтд.ZH240RN
ИзофлуранЗадний приводР510-22-10
МикротрубкаАксиген Сайентикал, Инк.MCT-150-C
Игольчатый щипецШинва Медикал Инструмент Ко. Лтд.ЗМ234Р/РН/РБ
Осмотический насосАлзет1003Д
ПараформальдегидСервисбиоГ1101
PBS, 1xСервисбиоГ4202
СолянойСервисбиоГ4702
СкальпельШинва Медикал Инструмент Ко. Лтд.ZB084R/RN
Резать ножницамиШинва Медикал Инструмент Ко. Лтд.ZC480RN/RB/RNj/RNh
СтереомикроскопЛейкаEZ4
ШовJinhuan Medical Supplies Co. Ltd.Ф604
Выщипывать пинцетомШинва Медикал Инструмент Ко. Лтд.ZO022RB

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Erbel, R., et al. 2014 ESC guidelines on the diagnosis and treatment of aortic diseases:Document covering acute and chronic aortic diseases of the thoracic and abdominal aorta of the adult. Eur Heart J. 35 (41), 2873-2926 (2014).
  2. Bossone, E., Eagle, K. A. Epidemiology and management of aortic disease: Aortic aneurysms and acute aortic syndromes. Nat Rev Cardiol. 18 (5), 331-348 (2021).
  3. Carrel, T., Sundt, T. M., Von Kodolitsch, Y., Czerny, M. Acute aortic dissection. Lancet. 401 (10378), 773-788 (2023).
  4. Goldfinger, J. Z., et al. Thoracic aortic aneurysm and dissection. J Am Coll Cardiol. 64 (16), 1725-1739 (2014).
  5. Zhou, Z., Cecchi, A. C., Prakash, S. K., Milewicz, D. M. Risk factors for thoracic aortic dissection. Genes. 13 (10), 1814(2022).
  6. Saraff, K., Babamusta, F., Cassis, L. A., Daugherty, A. Aortic dissection precedes formation of aneurysms and atherosclerosis in angiotensin II-infused, apolipoprotein E-deficient mice. Arterioscler. Thromb Vasc Biol. 23 (9), 1621-1626 (2003).
  7. Hameed, I., Cifu, A. S., Vallabhajosyula, P. Management of thoracic aortic dissection. JAMA. 329 (9), 756-757 (2023).
  8. Liu, X., et al. Single-cell RNA sequencing identifies an IL1RN(+)/TREM1(+) macrophage subpopulation as a cellular target for mitigating the progression of thoracic aortic aneurysm and dissection. Cell Discov. 8 (1), 11(2022).
  9. Kanematsu, Y., et al. Pharmacologically induced thoracic and abdominal aortic aneurysms in mice. Hypertension. 55 (5), 1267-1274 (2010).
  10. Zheng, H. Q., et al. Induction of thoracic aortic dissection: A mini-review of β-aminopropionitrile-related mouse models. J Zhejiang Univ Sci B. 21 (8), 603-610 (2020).
  11. Hatipoglu, O. F., et al. Deficiency of CD44 prevents thoracic aortic dissection in a murine model. Sci Rep. 10 (1), 6869(2020).
  12. Ren, W., et al. β-aminopropionitrile monofumarate induces thoracic aortic dissection in C57BL/6 mice. Sci Rep. 6, 28149(2016).
  13. Wawzonek, S., Ponseti, I. V., Shepard, R. S., Wiedenmann, L. G. Epiphyseal plate lesions, degenerative arthritis, and dissecting aneurysm of the aorta produced by aminonitriles. Science. 121 (3133), 63-65 (1955).
  14. Fyfe, F. W., Gillman, T., Oneson, I. B. A combined quantitative chemical, light, and electron microscope study of aortic development in normal and nitrile-treated mice. Ann N Y Acad Sci. 149 (2), 591-627 (1968).
  15. Zhang, Y., et al. S-nitrosylation of septin2 exacerbates aortic aneurysm and dissection by coupling the TIAM1-RAC1 axis in macrophages. Circulation. 149 (24), 1903-1920 (2024).
  16. Pan, L., et al. Legumain is an endogenous modulator of integrin αvβ3 triggering vascular degeneration, dissection, and rupture. Circulation. 145 (9), 659-674 (2022).
  17. Groth, K. A., et al. Aortic events in a nationwide Marfan syndrome cohort. Clin Res Cardiol. 106 (2), 105-112 (2017).
  18. Eagleton, M. J. Arterial complications of vascular Ehlers-Danlos syndrome. J Vasc Surg. 64 (6), 1869-1880 (2016).
  19. Sawada, H., Beckner, Z. A., Ito, S., Daugherty, A., Lu, H. S. β-aminopropionitrile-induced aortic aneurysm and dissection in mice. JVS Vasc Sci. 3, 64-72 (2022).
  20. Franklin, M. K., et al. β-aminopropionitrile induces distinct pathologies in the ascending and descending thoracic aortic regions of mice. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 44 (7), 1555-1569 (2024).
  21. Izawa-Ishizawa, Y., et al. Development of a novel aortic dissection mouse model and evaluation of drug efficacy using in-vivo assays and database analyses. J Hypertens. 37 (1), 73-83 (2019).
  22. Anzai, A., et al. Adventitial CXCL1/G-CSF expression in response to acute aortic dissection triggers local neutrophil recruitment and activation leading to aortic rupture. Circ Res. 116 (4), 612-623 (2015).
  23. Nishida, N., et al. High salt intake worsens aortic dissection in mice: Involvement of IL-17A-dependent ECM metabolism. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 40 (1), 189-205 (2020).
  24. Chen, J. Y., et al. Increased aortic stiffness and attenuated lysyl oxidase activity in obesity. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 33 (4), 839-846 (2013).
  25. Lu, H., et al. Subcutaneous angiotensin II infusion using osmotic pumps induces aortic aneurysms in mice. J Vis Exp. (103), e53191(2015).
  26. Qi, X., et al. A validated mouse model capable of recapitulating the protective effects of female sex hormones on ascending aortic aneurysms and dissections. Physiol Rep. 8 (22), e14631(2020).
  27. Obama, T., et al. Epidermal growth factor receptor inhibitor protects against abdominal aortic aneurysm in a mouse model. Clin Sci (Lond. 128 (9), 559-565 (2015).
  28. Aicher, B. O., et al. Moderate aerobic exercise prevents matrix degradation and death in a mouse model of aortic dissection and aneurysm). Am J Physiol Heart Circ Physiol. 320 (5), H1786-H1801 (2021).
  29. Aicher, B. O., et al. Quantitative micro-CT analysis of aortopathy in a mouse model of β-aminopropionitrile-induced aortic aneurysm and dissection. J Vis Exp. (137), e57589(2018).
  30. Ohno-Urabe, S., et al. Authentication of in situ measurements for thoracic aortic aneurysms in mice. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 41 (6), 2117-2119 (2021).
  31. Sawada, H., et al. Ultrasound monitoring of descending aortic aneurysms and dissections in mice. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 40 (10), 2557-2559 (2020).
  32. Deery, S. E., et al. Female sex independently predicts mortality after thoracic endovascular aortic repair for intact descending thoracic aortic aneurysms. J Vasc Surg. 66 (1), 2-8 (2017).
  33. Rylski, B., et al. Gender-related differences in patients with acute aortic dissection type A. J Thorac Cardiovasc Surg. 162 (2), 528-535.e1 (2021).
  34. Fashandi, A. Z., et al. Female mice exhibit abdominal aortic aneurysm protection in an established rupture model. J Surg Res. 247, 387-396 (2020).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Похожие статьи