Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Хранение и трансплантация печени у холодноадаптивных даурских сусликов

1.4K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/68444

⸱

3 июля 2025 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Institute of Organ Transplantation, Tongji Hospital, Tongji Medical College, Huazhong University of Science and Technology, 2Key Laboratory of Organ Transplantation, Ministry of Education, 3NHC Key Laboratory of Organ Transplantation, 4Key Laboratory of Organ Transplantation, Chinese Academy of Medical Sciences, 5Organ Transplantation Clinical Medical Research Center of Hubei Province, 6Department of Hepatic Surgery and Liver Transplantation Center of the Third Affiliated Hospital, Organ Transplantation Institute, Sun Yat-sen University, 7Guangdong Province engineering laboratory for transplantation medicine, Organ Transplantation Research Center of Guangdong Province, 8Guangdong Key Laboratory of Liver Disease Research, the Third Affiliated Hospital of Sun Yat-sen University, 9College of Life Science, Shenyang Normal University

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

В этой статье мы представляем протокол для создания долгосрочной модели холодного хранения и трансплантации печени у даурского суслика (DGS), которая была технически сложной в стандартных моделях грызунов.

Аннотация

При трансплантации печени функциональное восстановление донорских трансплантатов после длительного хранения в холоде является серьезной проблемой. То же самое препятствие относится к стандартным моделям грызунов (например, мышей и крыс) для трансплантации печени, несмотря на их хорошо зарекомендовавшие себя хирургические протоколы, что ограничивает исследования по ключевым темам, таким как посттрансплантационное функциональное восстановление и иммуносовместимость хозяина и трансплантата. Здесь мы успешно создали новую модель трансплантации печени с использованием облигатного гибернатора, даурского суслика (DGS; Spermophilus dauricus), который демонстрирует внутреннюю адаптацию к сверхглубоким переходам гипотермия-разогревание и ишемия-реперфузия. В наших руках трансплантация печеночных трансплантатов после 24-часового хранения в холоде привела к 100% выживаемости реципиентов DGS в течение 7-дневного периода наблюдения, в то время как та же процедура у крыс Sprague-Dawley (SD) показала 0% выживаемость через 24 часа после операции. Таким образом, DGS и другие модели млекопитающих, адаптированных к холоду, обеспечивают уникальную и надежную платформу для исследования механизмов, лежащих в основе адаптации органов к холоду и толерантности к трансплантации, что может поддержать разработку новых стратегий лечения или хирургии в области трансплантационной медицины.

Введение

Холодовое согревание и ишемия-реперфузия вносят значительный вклад в повреждение печеночного трансплантата, увеличивая риск ранней дисфункции аллотрансплантата. Несмотря на то, что трансплантация печени у стандартных организмов грызунов, таких как мыши и крысы, былауспешно установлена, поскольку исследования этих холодонепереносимых видов дают ограниченное представление о механизмах адаптации к холоду, прогресс в области сохранения органов и трансплантационной медицины был затруднен.

Разработка исследовательских моделей трансплантации у подходящих к холоду видов может заполнить этот пробел. Например, млекопитающие впадали в спячку эволюционировали, чтобы выживать в длительные периоды низкой температуры окружающей среды и/или нехватки пищи 3,4. Во время зимней спячки их физиология переходит в циклы торпидных и межприступных состояний возбуждения, так что они хорошо приспособлены к поддержанию низкой температуры тела и выдерживают быстрое согревание и реперфузию крови. Примечательно, что суслики, которые могут впадать в спячку, демонстрируют большую устойчивость к ишемии-реперфузионным повреждениям даже в активном, эутермическом состоянии, чем крысы 5,6. В последние годы исследования, вдохновленные гибернаторами, раскрыли некоторые механизмы адаптации к холоду и лекарственные мишени, которые могут быть модулированы для значительного облегчения травм, вызванных хранением холода, и улучшения функционального восстановления изолированных тканей и органов от неспящих видов 7,8,9,10,11.

Адаптированный из протоколов, разработанных для трансплантации печени у крыс 12,13,14, здесь мы представляем протокол заготовки печени, статического хранения в холоде и трансплантации даурского суслика (DGS; Spermophilus dauricus), вид грызунов, впадающих в спячку, обитающий в Северном Китае. В наших руках реципиенты трансплантатов DGS имели 100% выживаемость после трансплантации с трансплантатами от эутермических (активных) или гипотермических (торпидных) доноров, хранившихся при температуре 4 °C в растворе Университета Висконсина (UW) в течение 24 часов. В противоположность этому, выживаемость крыс Спрэга-Доули (SD), подвергшихся тому же рабочему процессу, составила 0%, что ясно свидетельствует о преимуществах модели трансплантации печени DGS. Мы ожидаем, что также может быть достигнуто долгосрочное хранение и трансплантация других органов у DGS или других выращенных в лаборатории холодоадаптивных видов, таких как 13-полосный суслик (Ictidomys tridecemlineatus) и сирийский хомяк (Mesocricetus auratus), что предоставит исследователям уникальные возможности для изучения долгосрочного функционального восстановления трансплантата и совместимости между хозяином и трансплантатом, а также тестирования новых лекарств.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все эксперименты на животных были одобрены Институциональным комитетом Пекинского университета по уходу за животными и их использованию (LSC-WangSQ-2). Соответствующие инструменты, использованные для исследования, перечислены в таблице материалов и изображены на рисунке 1.

ПРИМЕЧАНИЕ: Обращение и разведение выловленных в дикой природе зимующих видов грызунов, таких как 13-полосные суслики, в лабораторных условиях описано15,16. DGS, использованные в этом исследовании, были получены в лаборатории самками беременных DGS, пойманными на лугах города Чжанцзякоу. На момент эксперимента им было около 1-2 лет. Что касается исходных беременных самок DGS, паразиты были изгнаны до того, как животные поступили в лабораторию. По прибытии животных был проведен карантин и осмотр на распространенные вирусы, а животных с отрицательными результатами тестов разводили на предприятии.

1. Предоперационная подготовка

  1. Подопытные животные
    1. В качестве доноров и реципиентов используйте взрослых DGS в возрасте 1-2 лет, как мужчин, так и женщин, весом от 180 г до 400 г. Вес реципиента был немного больше, чем у донора, с разницей менее 50 г.
    2. В качестве доноров и реципиентов в контрольной группе используют взрослых крыс SD в возрасте 8-10 недель, как самцов, так и самок, массой 200-300 г. В течение всей экспериментальной процедуры надевайте хирургические маски, лабораторные халаты и нитриловые перчатки, а также особо тяжелые кожаные перчатки во время работы с животными DGS и их перемещения.
  2. Сделайте манжеты для воротной вены (ВП) и подпеченочной нижней полой вены (IHIVC) с использованием интродьюсерных тубусов 6 F и 8 F соответственно. Каждая манжета состояла из основного корпуса и удлинителей длиной 2 мм. Создайте несколько бороздок по окружности манжеты, аккуратно зажав ее с помощью москитных щипцов (рисунок 2).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Диаметры PV и IHIVC значительно варьируются в зависимости от размера и пола DGS. Поэтому рекомендуется подготовить манжеты 5-F, 6-F, 7-F и 8-F перед операцией для соответствующего выбора. Как правило, манжета 5-F или 6-F подходит для PV, в то время как манжета 7-F или 8-F подходит для IHIVC.
  3. Изготовьте стенты для желчного протока (3 мм) и печеночной артерии (2 мм), разрезав внутривенные катетеры 22 G и 24 G на двусторонние наклонные трубки с помощью скальпеля.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Избегайте чрезмерного давления на стенты, так как это может привести к сужению или окклюзии просвета, что может поставить под угрозу выживаемость реципиента.

2. Донорская операция

  1. Начальные шаги
    1. Используйте 5 % концентрацию изофлурана при расходе воздуха 1 л/мин для индукции анестезии и 2 % при 1 л/мин для поддерживающей терапии.
    2. Расположите АРД в положении лежа на доске. Сбрейте шерсть в области живота и простерилизуйте кожу с помощью повидон-йода и 70% этанола.
  2. Выделение печени перед перфузией
    1. Сделайте крестообразный разрез, идущий от мечевидного отростка до лобкового симфиза и латерально до среднеподмышечных линий. Втяните мечевидный отросток с помощью москитных щипцов и поместите шприц объемом 5 мл под его спину в качестве поддержки.
    2. Пересеките серповидную связку. Изолируйте левую диафрагмальную вену от надпеченочной нижней полой вены (SHIVC) и перевязайте ее швом 7-0. Прижгите гепато-селезеночную связку.
    3. Осторожно освободите IHIVC над правой почечной веной от окружающих тканей с помощью ватных тампонов. Перевязать правые надпочечниковые и поясничные вены, дренирующие в IHIVC возле печени 7-0 швами.
    4. Сделайте небольшой разрез на передней стенке общего желчного протока (КБД). Вставьте стент желчного протока и зафиксируйте его шелковым швом 7-0. Оставьте один конец шва длиной примерно 5 мм, чтобы облегчить последующий анастомоз с КБД получателя.
    5. Выделите собственную печеночную артерию (PHA), гастродуоденальную артерию (GDA) и общую печеночную артерию (CHA) из окружающих тканей.
    6. Введите 1,5 мл гепаринизированного физиологического раствора (300 МЕ/мл) в вену полового члена (доноры-мужчины) или IHIVC (доноры-женщины).
  3. Перфузия печени
    1. Изолируйте брюшную аорту ниже левой почечной вены. Введите иглу для внутривенного введения 7 G в аорту и закрепите ее зажимом.
    2. Надрежьте диафрагму и установите сосудистый зажим на грудную аорту.
    3. Перфузируют печень через аортальную канюлю 20-30 мл холодного раствора УМ со скоростью 180-210 мл/ч с помощью инфузионного насоса. Разрежьте внутригрудную полую вену и IHIVC над правой почечной веной, чтобы обеспечить отток перфузата.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Отрегулируйте положение долей печени с помощью ватных палочек, чтобы обеспечить равномерную перфузию, уделяя особое внимание средней и правой долям. Перфузия считается полной, когда вся печень демонстрирует равномерную бледность.
    4. Во время перфузии иссекают желчный пузырь.
      ПРИМЕЧАНИЕ: В отличие от крыс, DGS обладают желчным пузырем. Удаление желчного пузыря и промывание желчных протоков раствором UW необходимы для предотвращения послеоперационной обструкции желчевыводящих путей из-за свертывания желчи.
  4. Забор печеночного трансплантата после перфузии
    1. С помощью микрощипцов изолируйте ЛВ от окружающей соединительной ткани. Перевяжите и пересекте пилорическую вену швом 7-0. Пересеките ствол ФВ на уровне селезеночной вены.
    2. Лигатируйте и пересекайте GDA дистально. Сделайте небольшой разрез на передней стенке CHA. Вставьте стент печеночной артерии в CHA и закрепите его шелковым швом 7-0, оставив один конец длиной около 5 мм, чтобы облегчить последующий анастомоз с помощью CHA реципиента.
    3. Рассекайте SHIVC как можно ближе к диафрагме.
    4. Рассеките места прикрепления между хвостатой долей и желудком. После разрыва тыльной связки полностью мобилизуйте печень.
    5. Поместите печень в 7-сантиметровую стальную миску с холодным раствором UW. Переложите миску в холодильник с температурой 4 °C для консервации.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Для сохранения печени при простуде более 24 ч добавьте антибиотики в раствор UW, чтобы снизить риск инфекции; Рассмотрите возможность замены решения UW каждые 24 часа.

3. Препарирование трансплантата ex vivo

ПРИМЕЧАНИЕ: Подготовьте открытый контейнер для льда. Вся подготовка задней части стола была сделана на льду.

  1. Закрепите ручку манжеты PV сосудистым зажимом и стабилизируйте ее с помощью москитных щипцов. Аккуратно проденьте фотоэлектрический фильтр через манжету, не допуская скручивания. Загните ПВ на манжету и закрепите ее швом 7-0 (Рисунок 3).
  2. Повторите вышеописанную процедуру (шаг 3.1) для манжеты IHIVC.
  3. Перфузируют желчный проток через пузырный проток 2 мл раствора UW. Впоследствии перевязывают пузырный проток.
  4. Промойте печеночный трансплантат 8-10 мл холодного физиологического раствора через ФВ-манжету для удаления остатков раствора UW после холодного хранения.
  5. Наложите один шелковый шов 7-0 вокруг IHIVC между прикрепленной манжетой и правой нижней долей печени.
  6. Поворачивайте печень, чтобы обнажить ее верхнюю сторону. Место 8-0 швы в обоих боковых углах SHIVC, вставляемые снаружи внутрь.

4. Операция с получателем

  1. Для получения начальных шагов обратитесь к протоколу донорской операции и повторите шаг 2.1.
  2. Изоляция печени реципиента
    1. Выполните разрез по средней линии от мечевидного отростка до лобкового симфиза. Втяните мечевидный отросток краниально с помощью москитных щипцов и поместите шприц объемом 5 мл под него, чтобы поднять ШИВК. Боковые втягивают двусторонние реберные дуги.
    2. Выполните управление связками и сосудами, как описано в шаге 2.2.2.
    3. Изолируйте IHIVC, как описано в шаге 2.2.3.
    4. Разорвите связочные прикрепления между печенью и забрюшинным пространством. Осторожно проденьте тупые щипцы за SHIVC и наложите на него шелковый шов 7-0.
    5. Перевязать КБД проксимально шелковым швом 7-0 и пересечь его над лигатурой. С помощью ватного наконечника аккуратно отделите желчный проток от ФВ.
    6. Пересекайте GDA и PHA между лигациями. Создайте Y-образное разветвление в конце CHA. Оставьте на лигатуре PHA отрезок нити длиной 2 см для последующего использования.
    7. Освободите правую и левую ветви фотоэлектричества. Положите по 5 см, по 7-0 швов на каждую ветку для последующей манипуляции.
  3. Удаление печени реципиента
    1. Уменьшите концентрацию изофлурана до 0,5% с помощью потока воздуха 0,5 л/мин.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Поддерживайте частоту дыхания примерно один вдох в секунду, регулируя испаритель изофлурана. Непрерывно оценивайте глубину анестезии на протяжении всей ангепатической фазы, чтобы предотвратить интраоперационное осознание или чрезмерную анестезию, ведущую к угнетению дыхания.
    2. Зажмите IHIVC над правой почечной веной, а затем зажмите ИП над пилорической веной. Введите 1,5 мл физиологического раствора в правый ПВ через 10 с с помощью шприца объемом 2 мл для вымывания крови из печени.
    3. Аккуратно втяните диафрагму, потянув за шелковый шов 7-0, размещенный вокруг SHIVC, затем наложите бульдожий зажим на SHIVC, включая часть диафрагмы.
    4. Пересеките SHIVC чуть выше печени. Закрепите швы 7-0 на обеих ветвях PV и пересеките PV над этими лигатурами. Пересеките IHIVC близко к паренхиме печени. Немедленно удалите печень, разорвав все оставшиеся связочные соединения.
  4. Реконструкция SHIVC
    1. Расположите печеночный трансплантат ортотопически в брюшной полости. Используйте прилагаемый 8-0 швы для наложения швов на обоих углах ШИВК реципиента, вставляя изнутри наружу, и закреплять узлами.
    2. Аккуратно вытяните свободный конец правого шва латерально, используя сосудистый зажим, чтобы выровнять SHIVC.
    3. Зашить заднюю стенку 8-10 непрерывными стежками, начиная с левого угла. Приступайте к закрытию передней стенки 10-12 швами, двигаясь справа налево с помощью одного и того же шва. Перед завершением закрытия передней стенки промойте полость SHIVC, чтобы удалить воздух и предотвратить воздушную эмболию (Рисунок 4).
  5. Фотоэлектрическая реконструкция
    1. Поднимите PV с помощью 5-сантиметровых швов, наложенных на обе бифуркации, применяя мягкое вытягивание вверх с помощью зажимов для сосудов. Сделайте надрез в средней точке ветвей ФВ.
    2. Промойте просвет PV гепаринизированным физиологическим раствором (300 МЕ/мл), а затем вставьте манжету в PV и закрепите ее шелковым швом 7-0.
    3. Последовательно ослабляйте зажимы на ЛВ и ШИВК для восстановления перфузии трансплантата и завершения ангепатической фазы (Рисунок 5).
  6. Выполняйте анастомоз IHIVC аналогично процедуре ЛВ. Сначала снимите шов 7-0 вокруг донорской стороны, затем снимите зажим со стороны реципиента.
  7. Реконструкция печеночной артерии
    1. Наложите микрососудистый зажим, чтобы перекрыть кровоток в CHA реципиента.
    2. Сделайте небольшой разрез в месте разветвления Y-конфигурации на конце CHA реципиента. Промойте просвет CHA гепаринизированным физиологическим раствором (300 МЕ/мл), а затем вставьте стент в CHA и закрепите его шелковым швом 7-0.
    3. Завяжите швы с обеих сторон донора и реципиента, чтобы предотвратить смещение стента. Освободите микрососудистый зажим, чтобы восстановить артериальный кровоток (Рисунок 6).
  8. Реконструкция желчных протоков:
    1. Сделайте небольшой разрез на передней стенке КБД получателя. Вставьте стент желчного протока в просвет КБД реципиента и закрепите его шелковым швом 7-0.
    2. Завяжите швы с обеих сторон донора и реципиента, чтобы предотвратить смещение стента (Рисунок 7).
  9. Закройте разрез брюшной полости в два слоя с помощью непрерывно идущих 3-0 швов после завершения восстановительных процедур (рис. 8).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Средняя продолжительность хирургических вмешательств была следующей: донорская операция в среднем составила 24,8 ± 2,3 минуты, операция на спинном столе 15,4 ± 1,3 минуты, операция реципиента 52,7 ± 5,1 минуты, а анпеченочная фаза 14,2 ± 1,5 минуты.

Реципиенты печеночных трансплантатов, сохраненных в холодном растворе UW в течение 24 ч, показали 100% выживаемость через 7 дней после трансплантаци...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Основываясь на методе двойной манжетыКамады 2, мы успешно создали первую модель ортотопической трансплантации печени в DGS. Из-за анатомических различий между DGS и традиционными моделями крыс важны специфические соображения при подготовке материала, хирургических процедурах и послеоперационном ведении.

Такие факторы, как спячка и жировые запасы, способствуют значительным индивидуальным колебаниям веса взрослых ДГС, варьирующихся от 150...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

У авторов нет конфликта интересов, о котором можно было бы заявить.

Благодарности

Эта работа была поддержана Национальным крупным проектом по науке и технике «Неинфекционные хронические заболевания» (2023ZD0507600) и Национальным фондом естественных наук Китая (82371794 и 82170671). Работа также была спонсирована Образовательным фондом Чжэцзянского университета, Фондом талантов академика Шусэна Ланьцзюаня. Мы также хотели бы поблагодарить профессора Дану К. Мерриман из Висконсинского университета в Ошкоше за ее работу по разведению 13-линейных сусликов и за щедрый обмен полезными идеями и опытом в лабораторном разведении моделей зимующих грызунов.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
3-0 швы с игламиJinhuan Medical Products Co., LtdR315Для закрытия кожи
7-0 шелковый шовBraintree, sci, incSUT-S103
7F Вводный Шит Beijing Demax Medical Technology Co., Ltd.DQ07083818SНаручник для IHIVC
8-0 Швы с игламиJinhuan Medical Products Co., Ltd.H821Для анастомиса SHIVC
8F Introducter Sheath Beijing Demax Medical Technology Co., Ltd.DQ08083818SНаручник для IHIVC
Анестезиологический аппаратRWD life Science Co.R500
Коагуляция КровиNingbo Shunye Medical Co., Ltd.BDD-YE-DT-1
Бульдог-зажим (слегка изогнутый)Jinzhong Medical Products Co., Ltd.XEC120SHIVC
БупренорфинТяньцзиньский институт фармацевтических исследований Фармацевтическая компанияH12020275Обезболивающее
Цефуроксим натрийEsseti FarmaceuticiS.r.lH20160013Антибиотик
Ватные палочкиFuqing Health & Интегральная медицина20230R
Изогнутые микрощипцыRWD life Science Co.F11031-11Хирургический инструмент
Изогнутые микроножницы66 Vision Tech Co., Ltd.54108BХирургический инструмент
Марлевые мазкиYubei Medical Materials Co., LTD21080274
Инъекция гепарина натрияNorth China Pharmaceutical Co., LTD2101131-2
Инфузионный насосHowkmed Co., Ltd.HK-400
ИзофлуранRWD life Science Co.21070201
Держатель для игл для микроWorld Precision Instruments Co., Ltd.555408NTХирургический инструмент
Клипс для микрососудовRWD life Science Co.R31005-06PV и IHIVC
Аппликатор с клипсом Micro VesselRWD life Science Co.R34001-14Хирургический инструмент
Держатель для иглыRWD life Science Co.F31025-13Закрытие брюшной полости
Физиологический растворZhejiang Tianrui Pharmaceutical Co., Ltd716092103
Прямые микрощипцыRWD life Science Co.F11029-11Хирургический инструмент
Хирургический микроскопLeicaM650
Хирургическая платформаН/ДН/ДИндивидуальный, магнитный
Тканевые щипцыRWD life Science Co.F12002-12Хирургический инструмент
Тканевые ножницыRWD life Science Co.S12003-09Хирургический инструмент
Решение UWСистемы восстановления органовSPS-1Органная перфузия и хранение 

Ссылки

  1. Zeng, Q., et al. Successful orthotopic liver transplantation in mice utilizing microcomputed tomography angiography. J Vis Exp. (199), e65537(2023).
  2. Kamada, N., Calne, R. Y. Orthotopic liver transplantation in the rat: technique using cuff for portal vein anastomosis and biliary drainage. Transplantation. 28 (1), 47-50 (1979).
  3. Dausmann, K. H., Glos, J., Ganzhorn, J. U., Heldmaier, G. Hibernation in a tropical primate. Nature. 429 (6994), 825-826 (2004).
  4. Arnold, C. Hibernation science harnessed to treat obesity and modify metabolism. Nat Med. 30 (10), 2700-2703 (2024).
  5. Lindell, S. L., et al. Natural resistance to liver cold ischemia-reperfusion injury associated with the hibernation phenotype. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 288 (3), G473-G480 (2005).
  6. Dave, K. R., Prado, R., Raval, A. P., Drew, K. L., Perez-Pinzon, M. A. The arctic ground squirrel brain is resistant to injury from cardiac arrest during euthermia. Stroke. 37 (5), 1261-1265 (2006).
  7. Zhang, L., et al. Cross-species metabolomic profiling reveals phosphocholine-mediated liver protection from cold and ischemia/reperfusion. Am J Transplant. 24 (11), 1979-1993 (2024).
  8. Zhang, X., et al. Cold-induced FOXO1 nuclear transport aids cold survival and tissue storage. Nat Commun. 15 (1), 2859(2024).
  9. Zhang, X., et al. 5-aminolevulinate improves metabolic recovery and cell survival of the liver following cold preservation. Theranostics. 12 (6), 2908-2927 (2022).
  10. Ou, J., et al. iPSCs from a hibernator provide a platform for studying cold adaptation and its potential medical applications. Cell. 173 (4), 851-863.e16 (2018).
  11. Ratigan, E. D., McKay, D. B. Exploring principles of hibernation for organ preservation. Transplant Rev (Orlando). 30 (1), 13-19 (2016).
  12. Chen, X. C., et al. Reduced complications after arterial reconnection in a rat model of orthotopic liver transplantation. J Vis Exp. (165), (2020).
  13. Oldani, G., Lacotte, S., Morel, P., Mentha, G., Toso, C. Orthotopic liver transplantation in rats. J Vis Exp. (65), (2012).
  14. Nagai, K., Yagi, S., Uemoto, S., Tolba, R. H. Surgical procedures for a rat model of partial orthotopic liver transplantation with hepatic arterial reconstruction. J Vis Exp. (73), (2013).
  15. Vaughan, D. K., Gruber, A. R., Michalski, M. L., Seidling, J., Schlink, S. Capture, care, and captive breeding of 13-lined ground squirrels, Spermophilus tridecemlineatus. Lab Anim (NY). 35 (4), 33-40 (2006).
  16. Merriman, D. K., Lahvis, G., Jooss, M., Gesicki, J. A., Schill, K. Current practices in a captive breeding colony of 13-lined ground squirrels (Ictidomys tridecemlineatus). Lab Anim (NY). 41 (11), 315-325 (2012).
  17. Lehmann, T. G., Bunzendahl, H., Langrehr, J. M., Neuhaus, P. Arterial reconstruction in rat liver transplantation-a new tubing technique of the common hepatic artery. Transpl Int. 18 (1), 56-64 (2005).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Трансплантация печенидаурский сусликконсервация органовадаптация к холодуишемия-реперфузиямодель гибернацииреконструкция воротной венынижняя полая венастент желчного протока
Хранение и трансплантация печени у холодноадаптивных даурских сусликов
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.