Методическая статья

Визуальный контроль in vivo трансплантированных дистальных эпителиальных клеток-предшественников эпителия легких при фиброзе легких с помощью магнитопорошковой томографии

766 просмотров

⸱

DOI:

10.3791/68477

⸱

27 июня 2025 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Precision Health Program, Michigan State University, 2Department of Radiology, College of Human Medicine, Michigan State University, 3Department of Pediatrics and Human Development, Michigan State University, 4Lyman Briggs College, Michigan State University, 5College of Social Science, Michigan State University, 6Department of Chemistry, Hunter College, 7Corewell Health Medical Group, 8Institute for Quantitative Health Science and Engineering (IQ), Michigan State University, 9Department of Biomedical Engineering, College of Engineering, Michigan State University

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

Клеточная терапия предлагает многообещающее вмешательство при легочном фиброзе с использованием клеток-предшественников для восстановления поврежденных тканей и улучшения функции легких. Поскольку визуализация играет ключевую роль в отслеживании клеточной интеграции, в данной работе мы описываем отслеживание клеточной терапии легочного фиброза на мышах с помощью магнитопорошковой томографии in vivo .

Аннотация

Легочный фиброз (ПЖ) — это прогрессирующее и хроническое заболевание легких, характеризующееся повторяющимся повреждением альвеолярного эпителия, которое приводит к чрезмерному отложению внеклеточного матрикса, что приводит к утолщению тканей, рубцеванию и нарушению газообмена, что приводит к дыхательной дисфункции. В Соединенных Штатах ежегодно регистрируется около 50 000 новых случаев, при этом пациенты сталкиваются с серьезными осложнениями, такими как пневмоторакс, легочная гипертензия, дыхательная недостаточность и повышенный риск рака легких. Современные терапевтические возможности ограничены по эффективности и в первую очередь направлены на замедление прогрессирования заболевания. Клеточная терапия стала многообещающим вмешательством, предлагающим потенциал для регенерации поврежденной легочной ткани, модуляции воспаления и улучшения функции легких. Тем не менее, эффективность этих методов лечения в значительной степени зависит от возможности контролировать распределение, выживаемость и интеграцию трансплантированных клеток в легких хозяина.

Магнитопорошковая томография (ИМП) — это новый, неинвазивный, доклинический метод визуализации, в котором в качестве индикаторов используются суперпарамагнитные наночастицы оксида железа (СПИОН). MPI обладает высокой чувствительностью, специфичностью и отсутствием фонового сигнала, что позволяет количественно отслеживать меченые клетки in vivo в режиме реального времени. В этом исследовании мы изучали использование MPI для мониторинга дистальных эпителиальных клеток-предшественников эпителия легких человека, трансплантированных в легкие мышей с ослабленным иммунитетом. Клетки были помечены различными концентрациями SPION для оптимизации сигнала, что было подтверждено иммуноокрашиванием и количественным определением железа. После интратрахеальной инстилляции были получены снимки 2D MPI для отслеживания пространственного распределения трансплантированных клеток. Продольная визуализация в течение 2 недель позволила визуализировать интеграцию и удержание клеток в легочной ткани. При успешном закапывании проявлялись сигналы MPI как в левом, так и в правом легких, которые со временем снижались (~65%). Впоследствии мышей приносили в жертву для гистологической валидации. Это исследование демонстрирует полезность MPI для неинвазивного, лонгитюдного отслеживания клеточной терапии при фиброзе легких, а также опирается на сложные методы, используемые во время процедур.

Введение

Клеточная терапия 1,2 обладает регенеративным потенциалом, способствуя восстановлению тканей, уменьшению воспаления и улучшению исходов при хронических заболеваниях, таких как лейкемия и лимфома 3,4 (гемопоэтические стволовые клетки), остеоартрит 5,6 (мезенхимальные стволовые клетки), диабет 1 типа7 (трансплантация островковых клеток), травмы спинного мозга 8,9, нейродегенеративные заболевания10,11,12 (нейральные стволовые клетки) и фиброз легких 13,14,15,16 (легочные клетки-предшественники). Эти методы лечения обладают значительным потенциалом, хотя такие проблемы, как иммунное отторжение и долгосрочная эффективность, все еще остаются17,18. Легочный фиброз (ЛП) – это хроническое и прогрессирующее заболевание легких, характеризующееся чрезмерным рубцеванием легочной ткани, приводящим к нарушению функции легких19. Клеточная терапия ЛП направлена на регенерацию поврежденной легочной ткани и уменьшение фиброза путем введения регенеративных клеток, таких как мезенхимальные стволовые клетки или дистальные клетки-предшественники легких, в пораженные легкие. Дистальные клетки-предшественники легких, которые включают в себя такие популяции, как базальные клетки, альвеолярные клетки II типа, бронхиоальвеолярные стволовые клетки и другие мультипотентные клетки-предшественники, обладают способностью способствовать восстановлению тканей, уменьшать воспаление, потенциально регенерировать поврежденную легочную ткань и обращать вспять некоторые повреждения легких, восстанавливая при этом нормальную функцию легких.. Несколько доклинических исследований и клинических исследований на ранних стадиях показали, что трансплантация клеток-предшественников легких в фиброзные легкие может помочь регенерировать альвеолярные структуры, способствовать ремоделированию тканей и уменьшить воспаление 13,22,23. Кроме того, эти клетки могут секретировать различные факторы роста и цитокины, которые модулируют фиброзную среду, способствуя дальнейшему восстановлению. Несмотря на обнадеживающие результаты в улучшении функции легких, остаются проблемы в оптимизации доставки клеток, включая эффективную изоляцию, экспансию и интеграцию этих клеток в поврежденную легочную ткань, обеспечение долгосрочной безопасности и предотвращение нежелательных побочных эффектов. Необходимы дальнейшие исследования для уточнения протоколов и оценки долгосрочной безопасности и эффективности терапии легочного фиброза клетками-предшественниками.

Трансплантация клеток в легкие при легочном фиброзе включает в себя несколько методов, каждый из которых предназначен для улучшения доставки клеток, выживания и интеграции в поврежденную легочную ткань. Общие методы включают внутривенную инъекцию24,25, эндобронхиальную доставку26,27 и интратрахеальную инстилляцию 28,29,30,31, каждый из которых имеет свои преимущества и проблемы. Внутривенное введение стволовых клеток затруднено из-за неоптимального легочного хоуминга, секвестрации в органах, не являющихся мишенью, ограниченной жизнеспособности после инфузии и риска иммуногенных реакций. Эндобронхиальная доставка, хотя и более локализована, ограничена гетерогенным распределением клеток, потенциальной окклюзией дыхательных путей, воспалительными реакциями и процедурными проблемами в фиброзной архитектуре легких. Аналогичным образом, интратрахеальная инстилляция, несмотря на возможность прямого отложения в легких, может привести к непоследовательной дисперсии клеток, недостаточному проникновению в дистальные отделы легких, локализованному раздражению и вариабельности однородности дозы по легким компартментам. Несмотря на то, что все эти методы направлены на повышение выживаемости, интеграции и эффективности клеток в регенерации легочной ткани, выбор оптимального метода зависит от таких факторов, как тип трансплантируемых клеток, стадия фиброза и общее состояние здоровья пациента.

Несмотря на свои проблемы, интратрахеальная инстилляция остается одним из наиболее часто используемых методов доставки клеток непосредственно в легкие, особенно в контексте легочного фиброза. При использовании этой методики клетки вводятся в легкое через катетер, вставленный в трахею32. Затем клетки откладываются в альвеолярном пространстве, где они потенциально могут восстанавливать поврежденную легочную ткань. Этот метод является минимально инвазивным и относительно простым в исполнении по сравнению с другими подходами к доставке, такими как перфузия легких ex vivo . Поскольку клетки депонируются непосредственно в легких, это может повысить шансы на эффективную интеграцию и восстановление. В отличие от внутривенных инъекций, интратрахеальная инстилляция позволяет избежать системного кровообращения, снижая риск попадания клеток в другие органы, такие как печень или селезенка, что приводит к более целенаправленному терапевтическому эффекту в легких. Несмотря на эти преимущества, метод по-прежнему сталкивается с проблемами с точки зрения неоптимального распределения и удержания клеток, а также выживаемости в легких, что может ограничить терапевтическую эффективность. Текущие исследования работают над совершенствованием этого подхода для более эффективных клинических результатов. Исследователи могут определить, подходит ли интратрахеальная инстилляция для их применения, оценив несколько факторов. К ним относятся тип доставляемых клеток, их способность выживать и интегрироваться в легочную ткань, а также тяжесть модели заболевания (т.е. легочный фиброз).

Визуализация является незаменимым инструментом для отслеживания клеток, оценки их жизнеспособности, распределения и эффектов, улучшения мониторинга клеточной терапии и оптимизации стратегий лечения33. Исследователи оценили эффективность доставки с помощью визуализации и постродового анализа, чтобы отслеживать распределение и удержание клеток. Различные методы, такие как флуоресцентная визуализация, магнитно-резонансная томография (МРТ), компьютерная томография (КТ), позитронно-эмиссионная томография (ПЭТ), однофотонная эмиссионная компьютерная томография (ОФЭКТ) и ультразвук, используются для отслеживания меченых стволовых клеток на предмет легочного фиброза. Тем не менее, они сталкиваются с такими ограничениями, как низкая глубина проникновения (флуоресценция), плохая чувствительность (МРТ), лучевая нагрузка (КТ, ПЭТ, ОФЭКТ) и низкое разрешение (ультразвук)34. Несмотря на то, что оптимизация контрастности, разрешения и биосовместимости может помочь в определенной степени преодолеть эти проблемы, изучение новых методов визуализации также может оказаться важным для точного отслеживания стволовых клеток в легких. В последние годы магнитопорошковая томография (MPI) стала многообещающим методом визуализации без излучения, который обеспечивает высокую чувствительность количественной визуализации в реальном времени с высокой контрастностью без фоновых помех.

MPI использует суперпарамагнитные наночастицы оксида железа (СПИОНы) для прямой визуализации, а принцип его работы основан на нелинейной реакции намагниченности этих СПИОН при воздействии изменяющегося во времени магнитного поля35,36. Электромагниты используются для создания свободной от поля области (FFR), где только частицы внутри этой области проявляют нелинейную намагниченность и генерируют сигнал при возбуждении колеблющимся магнитным полем. С другой стороны, намагниченность частиц за пределами этой БПФ является насыщенной, и они не участвуют в производстве сигнала. Систематически перемещая FFR по всему объему изображения, MPI строит пространственные карты распределения наночастиц и последующие изображения. MPI имеет ряд преимуществ по сравнению с традиционными методами визуализации37,38. В отличие от МРТ или КТ, MPI подает сигнал только от индикатора, что приводит к отсутствию фонового шума и исключительной контрастности. Он обеспечивает визуализацию в режиме реального времени с высоким временным разрешением, что делает его идеальным для отслеживания динамических процессов, таких как миграция клеток или перфузия. Кроме того, MPI обладает высокой чувствительностью, что позволяет обнаруживать небольшие количества SPION без ионизирующего излучения, в отличие от ПЭТ или КТ. Кроме того, он также демонстрирует превосходную линейную количественную оценку, позволяющую точно оценить концентрацию индикаторов. В целом, MPI сочетает в себе такие преимущества, как чувствительность, безопасность и количественная оценка, что делает его мощным инструментом для биомедицинской визуализации. MPI является перспективным инструментом для отслеживания стволовых клеток в легких, обеспечивая точный мониторинг миграции, удержания и терапевтических эффектов клеток. Он обеспечивает превосходный контраст без интерференции сигнала в тканях, тем самым позволяя точно локализовать меченые стволовые клетки 39,40,41,42. В следующих разделах изложены протоколы, проведенные для этих исследований, демонстрирующие использование интратрахеальной инстилляции для доставки меченых клеток в легкие мышей и подтверждения с помощью MPI.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все процедуры с участием животных были одобрены Комитетом по уходу за животными и их использованию (IACUC) Мичиганского государственного университета, а с участием людей были одобрены IRB Corewell Health No 2017-198. Все пациенты дали письменное информированное согласие до начала участия в исследовании.

Образцы экспланта легкого человека у пациентов с идиопатическим легочным фиброзом (ИЛФ), перенесших трансплантацию легких, были собраны в Corewell Health. До проведения процедуры трансплантации все пациенты соответствовали диагностическим критериям идиопатического легочного фиброза (ИЛФ), характеризующегося гипоксемией, одышкой и уменьшением объема легких43. Патологоанатомический анализ ткани, взятой с дистального конца доли легкого, подтвердил наличие фиброза.

Самцы мышей NOD/SCID были приобретены в возрасте 8 недель и им дали акклиматизироваться в течение 1 недели, а затем состарили их до 12 недель до процедуры.

1. Выделение и разрастание эпителиальных клеток дыхательных путей человека

  1. Поместите эксплантированный образец легкого на лед, чтобы сохранить целостность клеток во время вскрытия. Определите бронх/крупные дыхательные пути, присутствующие в образце; Малые дыхательные пути расположены в дистальных частях образца легкого, наиболее удаленных от крупных дыхательных путей. С помощью стерилизованных инструментов иссекайте дистальную часть образца легкого и разработайте его на более мелкие порции, чтобы помочь перевариванию ткани. Промойте образец в фосфатно-солевом буфере Дульбекко, чтобы удалить избыток крови и жидкости, затем переварите эксплантированную легочную ткань, содержащую мелкие дыхательные пути, в буфере, состоящем из протеазы Streptomyces griseus, 1x пенициллина/стрептомицина, ДНКазы I и 1x Gentamicin в пробирке объемом 50 мл. Поместите ткань на водяную баню при температуре 37 °C примерно на 4 часа или пока ткань не будет достаточно переварена.
  2. Пропустите содержимое пробирки объемом 50 мл через стерильное клеточное ситечко размером 100 мкм. Промойте салфетку 3 раза с помощью DPBS и пропустите промывки через ситечко. Гранулировать клетки методом центрифугирования при концентрации 400 × г в течение 5 мин, удалить надосадочную жидкость и повторно суспендировать клетки в 1 мл питательной среды путем дозирования клеточной суспензии в 50 раз с помощью дозатора, установленного на 500 мкл.
  3. Добавьте клеточную суспензию в культуральную колбу диаметром 75см2 , содержащую питательную среду для эпителия дыхательных путей. Культивируйте клетки при 37 °C, 5%CO2 в течение примерно 2 недель.

2. Мечение эпителиальных клеток дыхательных путей наночастицами (индикатор оксида железа)

  1. Когда эпителиальные культуры на 80% сливаются, пометьте клетки индикатором оксида железа в конечной концентрации 250 мкг/мл. Добавьте соответствующий объем индикатора оксида железа в 10 мл питательной среды на колбу эпителиальных клеток и инкубируйте в течение 48 ч.
    Различные концентрации индикатора оксида железа (50, 100, 200 и 250 мкг/мл) оценивали для маркировки клеток с последующим сканированием 2D MPI (Рисунок 1A). Для этого исследования была окончательно определена концентрация 250 г/мл, а также 50 000 клеток для трансплантации.
  2. Через 48 ч промойте ячейки 3 раза DPBS для удаления излишков наночастиц.
  3. Отделите клетки с помощью реагента для отделения клеток и инкубируйте клетки при температуре 37 °C в течение 15 минут или до тех пор, пока клетки не начнут отрываться от поверхности колбы.
  4. Соберите клетки в пробирку объемом 50 мл, содержащую 1 мл фетальной сыворотки крупного рогатого скота. Промойте колбу 3 раза 5 мл DPBS и добавьте смыватели в пробирку объемом 50 мл, содержащую клетки.
  5. Гранулируйте клетки центрифугированием при 400 × г в течение 5 минут. Удалите надосадочную жидкость и ресуспендируйте клетки в 1 мл питательной среды, пипетируя клеточную суспензию в 50 раз с пипеткой, установленной на 500 мкл.
  6. Используйте гемоцитометр для определения концентрации клеток и определения объема клеточной суспензии, необходимого для трансплантации in vivo .
  7. Аликвоту на 100 мкл клеточной суспензии и зафиксировать в 4% параформальдегиде.

3. Иммуноокрашивание in vitro и микроскопия

  1. Загрузите 100 мкл аликвоты клеточной суспензии в цитоспиновый картридж, содержащий предметное стекло и фильтр, и вращайте в течение 5 минут при 1000 об/мин.
  2. Наметьте клетки на предметном стекле с помощью гидрофобной ручки.
  3. Вымойте предметные стекла в течение 2 х 15 минут с помощью DPBS.
  4. Пермеабилизируйте клетки на предметном стекле путем инкубации с 0,1% Triton X-100 в DPBS в течение 5 минут при комнатной температуре.
  5. Промойте клетки в течение 2 х 2 минут с помощью DPBS.
  6. Заблокируйте предметные стекла 5% бычьим сывороточным альбумином (БСА)/1% козьей сывороткой в DPBS в течение 2 ч.
  7. Инкубируйте препараты в первичном антителе (анти-декстрана) в 2,5% БСА/0,5% сыворотке крови коз в DPBS в течение ночи при 4 °C.
  8. Удалите первичное антитело и промойте предметные стекла 3 x 5 минут в 1x Tris-Buffered Salt с Tween 20 (TBST).
  9. Инкубируйте предметные стекла с вторичным антителом 1:1000 в 2,5% БСА/0,5% козьей сыворотке в DPBS в течение 1 ч при комнатной температуре в темноте.
  10. Мойте предметные стекла в течение 3 x 5 минут с 1x TBST.
  11. Добавьте ядерный краситель 4',6-диамидино-2-фенилиндол (DAPI) в предметное стекло в концентрации 1:1000 в DPBS и дайте инкубироваться при комнатной температуре в течение 5 минут.
  12. Вымойте предметные стекла 2 x 5 минут 1x TBST. Удалите излишки 1x TBST со предметного стекла.
  13. Добавьте монтажный материал с помощью DAPI и установите стеклянное покровное стекло на слайд, стараясь избегать пузырьков воздуха.
  14. После того, как горка схватится, запечатайте края покровного стекла прозрачным лаком для ногтей.
  15. Визуализируйте предметные стекла на конфокальном микроскопе.

4. Трансплантация клеток с помощью интратрахеального инстилляции

  1. Подготовка
    1. Взвесьте мышь, чтобы рассчитать дозу блеомицина, необходимую для каждой мыши.
    2. В микроцентрифужной пробирке объемом 1,7 мл приготовьте желаемый раствор BLM (разведенный в стерилизованном физрастворе) в объеме, не превышающем 50 мкл.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Концентрация препарата будет варьироваться в зависимости от целей эксперимента. Для этой процедуры использовали BLM в концентрации 0,6 ЕД/кг.
    3. Загрузите раствор BLM в пипетку. Кроме того, предварительно загрузите в шприц 200 мкл воздуха, чтобы убедиться, что весь объем жидкости выведен в трахею.
      ПРИМЕЧАНИЕ: После 72 ч лечения BLM меченая клеточная суспензия будет вводиться аналогичным образом.
    4. Используйте количество клеток, полученное на шаге 2.6, для расчета объема клеточной суспензии, содержащей 50 000 клеток, подлежащей введению.
    5. Обезболите мышь, поместив ее в индукционную коробку, подключенную к анестезиологическому блоку, поставляющему изофлуран (2,5-3%) до седации.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Мышей анестезируют дважды в течение всей процедуры: (1) в день введения BLM и (2) в день интратрахеальной инстилляции клеток, то есть через 72 ч после приема дозы BLM.
    6. Установите комплект для интубации волоконным светом, как показано на рисунке 2A , при этом оптоволоконный зонд проходит через ларингоскоп и катетер.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Освещенный конец волокна должен быть расположен непосредственно снаружи (1-2 мм) трубки катетера.
  2. Интратрахеальная инстилляция
    1. Подтвердите обезболивание, проверив рефлекс педали, зажав палец ноги в любой из задних лап. Как только адекватная анестезия подтвердится, подвесьте мышь за резцы в положении лежа на наклонной стойке для интубации грызунов (рис. 2B-D).
    2. С помощью щипцов с тупым концом осторожно возьмитесь за язык и движениями вверх и влево расположите язык, чтобы получить адекватную визуализацию гортани.
    3. Включите оптоволоконный зонд и войдите в рот, чтобы приблизиться к трахее. Используйте лупу ларингоскопа для улучшения визуализации гортани и определения местоположения голосовых связок в отверстии трахеи.
    4. Вставьте катетер в отверстие трахеи и очень осторожно отсоедините ларингоскоп и вытащите его. Поместите крошечную каплю физраствора (20 μл) в верхний конец катетера.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Уровень жидкости будет двигаться вверх и вниз в соответствии с частотой дыхания мыши. Это позволит подтвердить размещение катетера в трахее и не ошибочно в пищеводе.
    5. Присоедините шприц с предварительно загруженными 200 μл воздуха и протолкните капельку внутрь. Поместите клеточную суспензию (≤50 μл) в катетер и закапывайте ее с помощью воздушного шприца, как и раньше.
    6. Чтобы закапывавшаяся жидкость не выходила из трахеи, оставьте катетер на месте на 5-7 с. Затем аккуратно вытяните катетер.
    7. Удерживайте мышь в одном и том же положении на интубационной стойке не менее 30 с.
    8. Извлеките мышь и положите ее в клетку для восстановления, помещенную на грелку. Наблюдайте до полного восстановления после анестезии.

5. Магнитопорошковая томография

  1. Обезболите мышь, поместив ее в индукционную коробку, подключенную к анестезиологическому блоку, поставляющему изофлуран (2-2,5%) до седации.
  2. Установите мышиное ложе в сканер MPI так, чтобы анестезиологическая линия проходила под кроватью через соответствующие соединения.
  3. Пока мышь находится под действием седативных препаратов, подготовьте сканер MPI к визуализации. Запустите связанное программное обеспечение и определите имя папки в Project и сканирование в домене Exam name для идентификации, а также установите параметры сканирования в соответствии с требованиями. Чтобы выполнить эту процедуру, используйте следующие параметры сканирования: Тип сканирования: 2D-сканирование; Режим сканирования: Стандартный; Каналы передачи: многоканальные (изотропные); Средние значения по прогнозу: 2.
  4. Проверьте обезболивание, как описано в пункте 4.2.1. Надежно разместите мышь на ложе MPI, как показано на рисунке 2E.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что морда правильно выровнена со встроенным носовым конусом кровати для надлежащего поддержания анестезии во время сканирования.
    ВНИМАНИЕ: Недостаточная анестезия во время сканирования может привести к тому, что мышь проснется во время сканирования.
  5. После того, как мышь будет помещена в сканер, вставьте станину внутрь отверстия и нажмите «Начать сканирование».
  6. После завершения сканирования извлеките мышь из ложа MPI и поместите ее в клетку для восстановления, помещенную на грелку. Наблюдайте до полного восстановления после анестезии.
  7. Анализируйте изображения с помощью программного обеспечения для анализа изображений.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Пилотное исследование было проведено с участием шести мышей. Из них только одна мышь умерла до завершения исследования, на 10-й день. Интенсивность сигнала 2D MPI для различных концентраций мечения оценивали в зависимости от количества клеток (рис. 1A). Было замечено, что интенсивность сигнала прямо пропорциональна концентрации индикатора оксида железа. Поэтому концентрация 250 мкг/мл была рассмотрена как оптимальная концентрация для мечения и использована д...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Интратрахеальная инстилляция у мышей является точным методом доставки веществ непосредственно в легкие. Тщательное внимание требуется на нескольких критических этапах этой процедуры. Начиная с обеспечения надлежащей глубины анестезии для предотвращения дискомфорта и движений и располагая мышь на спине с вытянутой шеей, чтобы выровнять дыхательные пути для свободного доступа к отверстию трахеи. Использование депрессора языка может помочь сохранить дыхательные пути открытыми. Убедитесь, чт...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

У авторов нет конфликта интересов, который можно было бы раскрыть.

Благодарности

Финансирование этого исследования было частично предоставлено за счет гранта от R01HL153165-01A1 для X.P.L. и R21AI159928-01 для P.W.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
1.7 мл микроцентрифужная пробиркаDOT ScientificRN1700-GMTДля сбора клеток и приготовления разбавлений BLM
Анти-декстрановое антителоSTEMCELL Technologies60026Первичное антитело
Шприц BD Luer-Lok Becton, Dickinson309628Для воздушных инъекций во время интратрахеальной инстилляции
Cytospin 3Thermo Shandon74010121GB
DNase IMillipore-Sigma10104159001
Фосфатно-буферный раствор Дульбекко (DPBS -/-) Gibco14190250
Фета́льная бычи́я сы́воротка ThermoFisher ScientificA5670701
Гентамицин Gibco15750060
Кроличье анти-мышиное IgG (H+L) антитело, покрытое алекса флуором™ 568ThermoFisher ScientificA-11004Вторичное антитело
Кроличья сывороткаMillipore-SigmaG9023
ИзофлуранCovetrus11695067772Газовая анестезия
Изофлуран-вапорайзерSOMNI ScientificVS6002Анестезирующее устройство
MomentumMagnetic Insight IncПредклинический сканер магнитного импульсного изображения (MPI)
Набор для интубации мышейOHANOhan-201Полный набор для интубации со всеми необходимыми аксессуарами
НОД/СКИД мышиJackson LaboratoryRRID:IMSR_JAX:001303Иммунодефицитная мышиная модель
Пенициллин/стрептомицин Gibco15140122
ПневмаКульт-Экс Плюс среда STEMCELL Technologies5040
ProLong Diamond Antifade Mountant с DAPI InvitrogenP36962Монтажное средство для иммуноокрашенных слайдов
Протеаза из Streptomyces griseus Millipore-SigmaP5147
Хирургический наборТупые щипцы, используемые для удерживания языка мыши
Трис-буфер с салициловым спиртом (TBST)ThermoFisher Scientific28360
TrypLE Express энзим ThermoFisher Scientific12604021
VivoTrax PlusMagnetic InsightMIVTP01Трассировщик из оксида железа для маркировки клеток in vitro и последующего MPI

Ссылки

  1. Biehl, J. K., Russell, B. Introduction to Stem Cell Therapy. J Cardiovasc Nurs. 24 (2), 98-103 (2009).
  2. Herberts, C. A., Kwa, M. S. G., Hermsen, H. P. H. Risk factors in the development of stem cell therapy. J Transl Med. 9 (1), 29(2011).
  3. Bair, S. M., Brandstadter, J. D., Ayers, E. C., Stadtmauer, E. A. Hematopoietic stem cell transplantation for blood cancers in the era of precision medicine and immunotherapy. Cancer. 126 (9), 1837-1855 (2020).
  4. Xuan, L., Liu, Q. Maintenance therapy in acute myeloid leukemia after allogeneic hematopoietic stem cell transplantation. J Hematol Oncol. 14 (1), 4(2021).
  5. Zhu, C., Wu, W., Qu, X. Mesenchymal stem cells in osteoarthritis therapy: a review. Am J Transl Res. 13 (2), 448-461 (2021).
  6. Giorgino, R., et al. Knee osteoarthritis: Epidemiology, pathogenesis, and mesenchymal stem cells: What else is new? An update. Int J Mol Sci. 24 (7), 6405(2023).
  7. Jeyagaran, A., et al. Type 1 diabetes and engineering enhanced islet transplantation. Adv Drug Deliv Rev. 189, 114481(2022).
  8. Shinozaki, M., Nagoshi, N., Nakamura, M., Okano, H. Mechanisms of stem cell therapy in spinal cord injuries. Cells. 10 (10), 2676(2021).
  9. Zipser, C. M., et al. Cell-based and stem-cell-based treatments for spinal cord injury: evidence from clinical trials. Lancet Neurol. 21 (7), 659-670 (2022).
  10. Kim, S. W., et al. Neural stem cells derived from human midbrain organoids as a stable source for treating Parkinson's disease: Midbrain organoid-NSCs (Og-NSC) as a stable source for PD treatment. Prog Neurobiol. 204, 102086(2021).
  11. Nie, L., et al. Directional induction of neural stem cells, a new therapy for neurodegenerative diseases and ischemic stroke. Cell Death Discov. 9 (1), 215(2023).
  12. Yue, C., Feng, S., Chen, Y., Jing, N. The therapeutic prospects and challenges of human neural stem cells for the treatment of Alzheimer's Disease. Cell Regen. 11 (1), 28(2022).
  13. Kim, J. -H., et al. Human pluripotent stem cell-derived alveolar organoids for modeling pulmonary fibrosis and drug testing. Cell Death Discov. 7 (1), 48(2021).
  14. Cheng, W., Zeng, Y., Wang, D. Stem cell-based therapy for pulmonary fibrosis. Stem Cell Res Ther. 13 (1), 492(2022).
  15. Milman Krentsis, I., et al. Lung cell transplantation for pulmonary fibrosis. Sci Adv. 10 (34), eadk2524(2024).
  16. Suezawa, T., et al. Disease modeling of pulmonary fibrosis using human pluripotent stem cell-derived alveolar organoids. Stem Cell Rep. 16 (12), 2973-2987 (2021).
  17. Madrid, M., Sumen, C., Aivio, S., Saklayen, N. Autologous induced pluripotent stem cell-based cell therapies: Promise, progress, and challenges. Curr Protoc. 1 (3), e88(2021).
  18. Balistreri, C. R., et al. Stem cell therapy: old challenges and new solutions. Mol Biol Rep. 47 (4), 3117-3131 (2020).
  19. Richeldi, L., Collard, H. R., Jones, M. G. Idiopathic pulmonary fibrosis. Lancet. 389 (10082), 1941-1952 (2017).
  20. Tzouvelekis, A., Antoniadis, A., Bouros, D. Stem cell therapy in pulmonary fibrosis. Curr Opin Pulm Med. 17 (5), 368-373 (2011).
  21. Rawlins, E. L. Lung epithelial progenitor cells. Proc Am Thorac Soc. 5 (6), 675-681 (2008).
  22. Han, M. -M., et al. Nanoengineered mesenchymal stem cell therapy for pulmonary fibrosis in young and aged mice. Sci Adv. 9 (29), eadg5358(2023).
  23. Averyanov, A., et al. First-in-human high-cumulative-dose stem cell therapy in idiopathic pulmonary fibrosis with rapid lung function decline. Stem Cells Transl Med. 9 (1), 6-16 (2019).
  24. Glassberg, M. K., et al. Allogeneic human mesenchymal stem cells in patients with idiopathic pulmonary fibrosis via intravenous delivery (AETHER): A phase I safety clinical trial. Chest. 151 (5), 971-981 (2017).
  25. Zhao, X., et al. Adipose-derived mesenchymal stem cell therapy for reverse bleomycin-induced experimental pulmonary fibrosis. Sci Rep. 13 (1), 13183(2023).
  26. Tzouvelekis, A., et al. A prospective, non-randomized, no placebo-controlled, phase Ib clinical trial to study the safety of the adipose derived stromal cells-stromal vascular fraction in idiopathic pulmonary fibrosis. J Transl Med. 11 (1), 171(2013).
  27. Tzouvelekis, A., et al. Stem cell therapy for idiopathic pulmonary fibrosis: a protocol proposal. J Transl Med. 9 (1), 182(2011).
  28. Choi, S. M., et al. Classical monocyte-derived macrophages as therapeutic targets of umbilical cord mesenchymal stem cells: comparison of intratracheal and intravenous administration in a mouse model of pulmonary fibrosis. Respir Res. 24 (1), 68(2023).
  29. Llontop, P., et al. Airway transplantation of adipose stem cells protects against bleomycin-induced pulmonary fibrosis. J Investig Med. 66 (4), 739-746 (2018).
  30. Gad, E. S., et al. The anti-fibrotic and anti-inflammatory potential of bone marrow-derived mesenchymal stem cells and nintedanib in bleomycin-induced lung fibrosis in rats. Inflammation. 43 (1), 123-134 (2020).
  31. Aal Porzionato,, et al. Intratracheal administration of mesenchymal stem cell-derived extracellular vesicles reduces lung injuries in a chronic rat model of bronchopulmonary dysplasia. Am Jl Physiol Lung Cell Mol Physiol. 320 (5), L688-L704 (2021).
  32. Ortiz-Muñoz, G., Looney, M. R. Non-invasive Intratracheal Instillation in Mice. Bio Protoc. 5 (12), e1504(2015).
  33. Srinivas, M., et al. Imaging of cellular therapies. Adv Drug Deliv Rev. 62 (11), 1080-1093 (2010).
  34. Li, Z., Tong, L., Zhao, H., He, Z. Medical Imaging in Clinical Practice. Erondu, F. O. , IntechOpen. (2013).
  35. Knopp, T., Gdaniec, N., Möddel, M. Magnetic particle imaging: from proof of principle to preclinical applications. Phys Med Biol. 62 (14), R124-R178 (2017).
  36. Borgert, J., et al. Fundamentals and applications of magnetic particle imaging. J Cardiovasc Computed Tomogr. 6 (3), 149-153 (2012).
  37. Mohapatra, J., et al. Principles and applications of magnetic nanomaterials in magnetically guided bioimaging. Mater Today Phys. 32, 101003(2023).
  38. Pablico-Lansigan, M. H., Situ, S. F., Samia, A. C. S. Magnetic particle imaging: advancements and perspectives for real-time in vivo monitoring and image-guided therapy. Nanoscale. 5 (10), 4040-4055 (2013).
  39. Bulte, J. W. M., et al. Quantitative "hot-spot" imaging of transplanted stem cells using superparamagnetic tracers and magnetic particle imaging. Tomography. 1 (2), 91-97 (2015).
  40. Lemaster, J. E., Chen, F., Kim, T., Hariri, A., Jokerst, J. V. Development of a trimodal contrast agent for acoustic and magnetic particle imaging of stem cells. ACS Appl Nano Mater. 1 (3), 1321-1331 (2018).
  41. Shalaby, N., et al. Complementary early-phase magnetic particle imaging and late-phase positron emission tomography reporter imaging of mesenchymal stem cells in vivo. Nanoscale. 15 (7), 3408-3418 (2023).
  42. Wang, Q., et al. Artificially engineered cubic iron oxide nanoparticle as a high-performance magnetic particle imaging tracer for stem cell tracking. ACS Nano. 14 (2), 2053-2062 (2020).
  43. Li, X., et al. Extravascular sources of lung angiotensin peptide synthesis in idiopathic pulmonary fibrosis. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 291 (5), L887-L895 (2006).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

SPION

Похожие статьи