Методическая статья

Поведенческий анализ локомоторной дисфункции у Drosophila melanogaster в качестве индикатора нейротоксичности

DOI:

10.3791/68517

⸱

18 июля 2025 г.

 ,  ,  ,  , 
1Center of Biotechnology of Azores (CBA), University of the Azores, 2Mesosystem Investigação & Investimentos by Spinpark

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Протокол представляет собой высокопроизводительный, экономически эффективный метод оценки нейротоксичности у плодовой мушки путем количественной оценки двигательной дисфункции в качестве альтернативы традиционным моделям млекопитающих. Он направлен на оценку нейротоксических эффектов фармацевтических соединений, агентов окружающей среды или генетических модификаций с использованием чувствительной, воспроизводимой и этически благоприятной модели.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Этот протокол представляет собой высокопроизводительный, экономически эффективный метод оценки нейротоксичности у плодовой мушки (Drosophila melanogaster) путем количественной оценки двигательной дисфункции. Традиционные модели млекопитающих, хотя и эффективны, являются ресурсоемкими и этически ограниченными, что подчеркивает потребность в альтернативных моделях in vivo . Настоящий подход объединяет классический анализ восхождения с платформой мониторинга в режиме реального времени для выявления двигательных нарушений у отдельных мух. Эта комбинированная система повышает чувствительность, автоматизацию и воспроизводимость, обеспечивая масштабируемую стратегию нейротоксикологического скрининга. Важнейшие процедурные шаги включают в себя стандартизированные условия выращивания, тщательную анестезию и обращение с целью минимизации смертности мух или поведенческих изменений, а также надлежащую калибровку системы. Подача на основе микрокапилляров позволяет опционально интегрировать количественную оценку приема внутрь, дополняя локомоторный анализ и позволяя при необходимости оценить потребление соединения. Метод поддерживает мониторинг поведения в режиме реального времени и в долгосрочной перспективе, снижает предвзятость наблюдателя и позволяет ежедневно оценивать прогресс без прерывания эксперимента. Тестирование светового предпочтения может быть включено с помощью прямых измерений. Платформа обеспечивает значительные преимущества в поведенческом разрешении, пропускной способности и согласованности данных. Несмотря на то, что ему не хватает флуоресценции в реальном времени, как в некоторых альтернативных системах, он остается очень эффективным для крупномасштабного поведенческого скрининга. Этот протокол особенно ценен для лабораторий, стремящихся оценить нейротоксические эффекты фармацевтических соединений, агентов окружающей среды или генетических модификаций с использованием чувствительной, воспроизводимой и этически благоприятной модели in vivo .

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Оценка нейротоксичности имеет решающее значение для оценки потенциального неблагоприятного воздействия экологических и фармацевтических соединений на развивающуюся нервную систему1. Традиционное тестирование нейротоксичности основано на моделях млекопитающих, таких как грызуны, которые являются дорогостоящими, трудоемкими и этически ограниченными2. Следовательно, необходимы альтернативные модели, которые обеспечивают быстрый и высокопроизводительный скрининг нейротоксикантов3. Исследования показывают, что плодовая мушка стала мощным модельным организмом для изучения нейротоксичности благодаря хорошо охарактеризованной генетике, консервативным путям развития нервной системы и короткомужизненному циклу. Среди поведенческих конечных точек моторная дисфункция служит чувствительным и количественно измеримым биомаркером нарушений развития нервной системы, что позволяет раннему выявлению нейротоксических эффектов, которые могут коррелировать с неврологическими расстройствами человека6.

Локомоторные анализы у мух обеспечивают количественную оценку нейротоксичности и позволяют проводить оценку «доза-реакция», что делает их актуальными для снижения риска нейротоксичности для человека7. Отрицательный геотаксисный анализ (лазанье) является широко используемым подходом, при котором мухи инстинктивно поднимаются вверх после того, как их постукнули по дну флакона, что отражает их уровень моторного развития, координации и равновесия 8,9. Несмотря на то, что этот метод прост, экономически эффективен и полезен для оценки тяжелых аномалий опорно-двигательного аппарата и явных нарушений, он обеспечивает только одномерную оценку движений и может быть недостаточно чувствительным для выявления тонких двигательных нарушений, уточненных изменений и долгосрочного поведенческого мониторинга симптомов, вызванных нейротоксикантами. Для устранения этих ограничений были разработаны более совершенные технологии отслеживания движения, такие как система этоскопа10. Эта автоматизированная система регистрации представляет собой высокопроизводительное видеоустройство слежения, специально разработанное для анализа поведения мух с высокой точностью и воспроизводимостью. В отличие от обычных анализов опорно-двигательного аппарата, эта система обеспечивает непрерывный мониторинг движения в режиме реального времени, фиксируя тонкие поведенческие аномалии, которые традиционные анализы скалолазания могут пропустить 11,12,13. Технология включает в себя автоматизированное видеослежение с помощью системы камер с инфракрасной подсветкой, которая непрерывно записывает движения мухи с высоким разрешением, устраняя предвзятость наблюдателя и улучшая экспериментальную воспроизводимость. Кроме того, он обнаруживает микродвижения, дифференцируя ходьбу, отдых и мелкие движения, такие как груминг, кормление или подергивания, обеспечивая более подробный анализдвигательного поведения. Возможен долгосрочный поведенческий мониторинг, позволяющий непрерывно отслеживать его в течение длительных периодов времени, что делает его идеальным для оценки прогрессирующих нейротоксическихэффектов. Масштабируемость и высокая пропускная способность системы видеорегистрации позволяют параллельно отслеживать несколько мух, облегчая одновременный скрининг нескольких нейротоксических соединений и генетических состояний10. Кроме того, система интегрирует программное обеспечение с открытым исходным кодом, что позволяет исследователям настраивать конвейеры анализа в зависимости от экспериментальных потребностей, включая циклы сна и бодрствования, циркадные ритмы и подробные локомоторные метрики. Последние достижения, такие как интеграция Ethoscopy, фреймворка на основе Python, улучшили анализ данных, улучшив доступность и воспроизводимостьв поведенческих исследованиях. Эта структура позволяет исследователям выполнять более сложный анализ локомоции, снижая при этом барьеры для неопытных пользователей. Этоскоп-лаборатория, среда на основе Jupyter, еще больше облегчает бесшовную обработку данных, способствуя совместным исследованиям и обеспечивая воспроизводимость экспериментов14.

Используя высокопроизводительную платформу видеослежения наряду с традиционными анализами скалолазания, это исследование обеспечивает всестороннюю и чувствительную оценку двигательной дисфункции после воздействия нейротоксикантов в процессе развития. Способность анализировать мелкомасштабные локомоторные дефекты делает его мощным инструментом для скрининга соединений, нарушающих развитие нервной системы и координацию движений. Использование плодовых мушек для скрининга нейротоксичности имеет ряд преимуществ, включая экономическую эффективность и высокую пропускную способность, по сравнению с моделями позвоночных, где крупномасштабный скрининг часто ограничен из-за финансовых ограничений. Модель мухи позволяет проводить быстрые генетические манипуляции для имитации болезненных состояний и идентификации молекулярных путей, затронутых нейротоксинами. Несмотря на то, что у мух все проще, чем у млекопитающих, они сохраняют ключевые консервативные пути, участвующие в развитии нервной системы и контроле моторики. Методы слежения с высоким разрешением, такие как система видеорегистраторов в режиме реального времени, повышают точность и воспроизводимость данных, позволяя обнаруживать двигательные дефициты, вызванные воздействием токсикантовна ранних стадиях.

Интеграция технологии слежения и традиционных альпинистских анализов позволила обеспечить непрерывный поведенческий мониторинг с высоким разрешением, обеспечивая надежный и масштабируемый метод выявления тонких нарушений опорно-двигательного аппарата, вызванных воздействием нейротоксикантов. Сочетание генетических инструментов, короткого жизненного цикла и передового поведенческого анализа делает плодовую муху мощной альтернативой моделям позвоночных для скрининга нейротоксичности, что в конечном итоге способствует более безопасной разработке лекарств и улучшению оценки рисков для окружающей среды.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В качестве примера этот протокол был использован для оценки нейротоксического потенциала фракции яда Physalis physalis . Контрольная группа получала только физиологический буфер и раствор сахарозы без тестируемого соединения. Все эксперименты проводились на штамме W118 . Этическое разрешение не требуется для экспериментов с дрозофилами, так как они не подпадают под действие правил ухода за животными.

1. Реактивы и пробоподготовка

  1. Приготовьте биологический буфер, такой как PBS (10 мМ, pH 7,0) или HEPES (10 mM, pH 7,0), в зависимости от требований конкретного анализа, и 10 М стоковый раствор сахарозы. Рассчитайте объем выборки на основе количества повторений и продолжительности эксперимента.
  2. Разбавить образец до нужной концентрации с помощью биологического буфера, дополненного раствором сахарозы до конечной концентрации 1 М. Если образец прозрачный, вы можете добавить соответствующий пищевой краситель (например, 0,1 мг/мл синего или красного красителя), чтобы визуально оценить поведение при кормлении. В настоящем исследовании ядовитую фракцию Physalia physalis разбавляли с помощью PBS до конечной концентрации 10 мкг/мкл и дополнительно дополняли раствором сахарозы и пищевым красителем.
  3. Приготовьте отрицательный контрольный раствор, содержащий только буфер и дополните раствор сахарозой до конечной концентрации 1 М, а также пищевым красителем. В настоящем исследовании в качестве отрицательного контрольного раствора использовался PBS с добавлением сахарозы и пищевого красителя.
  4. Для среды для плодовой мухи следуйте протоколу, приведенному впункте 18.

2. Хранение биологического материала

  1. Переложите здоровых, половозрелых взрослых мух в бутылку со свежеприготовленной пищевой средой. Чтобы продолжить, опустите мух на дно бутылки, откройте ее и перенесите их путем инверсии бутылки в новую бутылку, содержащую среду для мух. Поместите флакон в инкубатор, установленный при температуре 25 °C с 12-часовым циклом свет/темнота и влажностью 50%. Дайте мухам отложить яйца на ночь (примерно 16-22 ч), чтобы собрать достаточное количество синхронизированных яиц.
  2. После откладки яиц используйте новую бутылку, содержащую 70% этанола, чтобы избавиться от взрослых мух. Это предотвращает дополнительную яйцекладку и обеспечивает синхронизацию по возрасту, что имеет решающее значение для получения когорты взрослых особей с минимальными возрастными вариациями.
  3. Чтобы обеспечить равномерное развитие, поддерживайте бутылки в одних и тех же контролируемых условиях (25 °C, 12-часовой цикл свет/темнота, влажность 50%). Взрослые особи начинают появляться примерно на 9 или 10 день. Мониторинг прогресса в развитии может помочь предугадать сроки появления взрослой особи.
  4. Храните собранных мух в тех же контролируемых условиях до тех пор, пока они не достигнут желаемого возраста для проведения анализа. Используйте их в течение 24-48 часов после появления всходов. Этот контролируемый процесс старения обеспечивает минимизацию изменчивости и повышение надежности экспериментальных результатов.

3. Отрицательный анализ геотаксиса

ПРИМЕЧАНИЕ: Схематическое изображение отрицательного анализа геотаксиса представлено на дополнительном рисунке 1.

  1. В день эксперимента аккуратно переложите мух в пустую бутылку.
  2. Перед переносом мух необходимо кратковременно обезболить на льду, чтобы свести к минимуму движение и стресс при обращении. Для этого поместите бутылку с мухами внутрь коробки со льдом, накрыв ее целиком.
  3. Через 1 минуту осторожно постучите по бутылке, чтобы убедиться, что все мухи находятся под наркозом. Удерживайте их на льду еще 1 минуту, чтобы обеспечить полную анестезию, не вызывая стресса и не влияя на их способность к лазанию.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Имейте в виду, что некоторые анестетики, такие как CO2, могут влиять на последующее поведение, включая нарушение альпинистского поведения, и влиять на результаты отрицательного анализа геотаксиса.
  4. Пока мухи находятся под наркозом, подготовьте контейнер меньшего размера, наполненный льдом, и поместите чашку Петри или плоскую чистую поверхность поверх льда, чтобы создать охлажденную платформу. Такая установка помогает сохранить анестезию во время сортировки и сводит к минимуму движение мухи после восстановления.
  5. Оцените анестезию, подтвердив полную иммобилизацию мух через 2 мин на льду. После полного обезболивания аккуратно перенесите мух, перевернув трубку над охлажденной чашкой Петри и осторожно постучав по ним, чтобы выпустить. Холодная поверхность поможет удержать мух обездвиженными во время обработки.
  6. С помощью тонкой кисти и под стереомикроскопом (при 10-кратном и 20-кратном увеличении, если есть) аккуратно отделите самцов и самок мух на основе отличительных характеристик, таких как размер и пигментация. Самцы, как правило, меньше с широкими черными полосами, в то время как самки крупнее с более светлым, удлиненным брюшком. Выполняйте этот шаг как можно быстрее, чтобы свести к минимуму влияние анестезии на мух.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Если половая дифференциация не является необходимой для эксперимента, опустите этап сегрегации. Сведите к минимуму время воздействия и обращайтесь с мухами бережно, чтобы уменьшить стресс и потенциальные изменения в поведении.
  7. Аккуратно переложите отсортированных мух в пустые флаконы с соответствующим назначением. Дайте им восстановиться после анестезии в течение примерно 30 минут в контролируемой среде (25 °C, цикл света/темноты 12 ч/12 ч, влажность 50%), прежде чем приступать к анализу.
  8. Для приготовления микрокапиллярного корма с помощью пипетки вручную загрузите 10 мкл исследуемого раствора в каждую микрокапиллярную пробирку. Убедитесь, что объем одинаков для всех образцов, чтобы стандартизировать условия кормления.
  9. С помощью пипетки добавьте 3-5 мкл минерального масла в открытый конец микрокапилляра. Это предотвращает испарение и утечку образца во время эксперимента.
  10. Вставьте предварительно заполненные микрокапилляры через отверстия в пробках ватных флаконов, убедившись, что они надежно закреплены. При необходимости используйте предварительно отрезанные кончики, чтобы плотно прилегать к вате, не препятствуя потоку воздуха.
  11. Поместите флаконы с мухами в инкубатор, установленный при температуре 25 °C, с циклом свет/темнота 12 ч/12 ч. Оставьте их на время эксперимента и ежедневно вручную заменяйте микрокапилляры свежеприготовленной пищей, чтобы обеспечить постоянное воздействие. Период воздействия зависит от токсичности и характера образца и обычно составляет от 2 до 7 дней.
  12. С интервалом в 12 часов перекладывайте мух в чистую пустую пробирку для оценки активности опорно-двигательного аппарата.
  13. Измерьте и отметьте линию на расстоянии 7 см от дна флакона с помощью перманентного маркера. Эта высота будет служить целью для восхождения.
  14. Расположите камеру или телефон в устойчивом месте, чтобы записать поведение при восхождении. Обеспечьте достаточное освещение и прозрачный фон для анализа. Убедитесь, что экспериментальная конфигурация совместима с полем зрения камеры.
  15. Осторожно постучите по флакону, чтобы мухи опустились на дно, затем немедленно начните запись. Избегайте чрезмерной силы, которая может поранить или дезориентировать мух.
  16. Просмотрите записи и измерьте время, необходимое каждой мухе, чтобы достичь отмеченной линии 7 см. Установите максимальный лимит времени (например, 30 с); Назначьте это время для любой мухи, которая не достигнет линии.
  17. Обращайте пристальное внимание на любое ненормальное поведение, такое как нескоординированные движения, запоздалое начало восхождения или нерегулярные схемы восхождения. Эти признаки могут свидетельствовать о нейротоксическом действии испытуемого соединения.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Подробные инструкции по приготовлению корма см. в протоколе анализа капиллярного питателя (CAFE)19. Этот метод дает точные рекомендации по приготовлению жидких источников пищи для плодовых мушек, обеспечивая точную количественную оценку потребления пищи и сводя к минимуму вариативность экспериментов по кормлению.

4. Контрольные анализы в режиме реального времени

ПРИМЕЧАНИЕ: Для настройки, включая схематическое изображение компонентов системы слежения и протокол калибровки, см. более ранние публикации11,12. Общий обзор экспериментов представлен на дополнительном рисунке 2.

  1. Анализ передвижения в реальном времени (Tracking assay)
    1. Повторите шаги 3.8-3.9 для подготовки питательных микрокапилляров с образцом и уплотнением минерального масла.
    2. Подготовьте отдельные камеры для передвижения с помощью прозрачных пластиковых соломинок, каждая длиной около 6 см. Эти соломинки служат экономичными и прозрачными корпусами, подходящими для записи. Трубки должны быть совместимы с ареной для сна11, которая вмещает 20 трубок для высокопроизводительных поведенческих исследований.
    3. Заклейте один конец каждой соломинки прозрачной пленкой, обеспечив герметичное закрытие. Рядом с герметичным концом создайте небольшое отверстие для вставки питающего микрокапилляра. Убедитесь, что отверстие достаточно большое, чтобы надежно удерживать микрокапилляр, не вызывая утечек или движений во время анализа.
    4. Повторите шаги 3.1-3.6 для обезболивания, при необходимости отделите и аккуратно поместите одну анестезированную муху в каждую пробирку с помощью тонкой кисти. Закройте открытый конец каждой пробирки прозрачной пленкой или ватной пробкой, обеспечивая циркуляцию воздуха и удержание мух.
    5. Поместите собранные пробирки в арену, убедившись, что каждый микрокапилляр остается доступным снаружи для ежедневной замены. Вставьте предварительно заполненный микрокапилляр в каждую пробирку. Дайте мухам восстановиться и акклиматизироваться в течение примерно 30 минут перед началом анализа.
    6. Поместите устройство в камеру с контролируемыми условиями окружающей среды (например, 25 °C, цикл свет/темнота 12 ч/12 ч, влажность 50%). Подключите устройство к сети или локальной системе слежения.
    7. Откройте платформу и найдите устройство, назначенное для эксперимента. Убедитесь, что система точно отслеживает каждую муху, как указано маркерами. Введите все соответствующие экспериментальные метаданные и начните запись анализа. Для расширенного анализа данных используйте фреймворк ретомики, пакет R, предназначенный для высокопроизводительного анализа поведенческих данных 11,12.
    8. Ежедневно заменяйте пищу в микрокапиллярах свежеприготовленными растворами. Визуально осматривайте каждую муху ежедневно, чтобы убедиться в выживаемости и правильном поведении в течение экспериментального периода, который обычно длится от 3 до 5 дней.
  2. Оценка циркадного ритма
    1. Чтобы исследовать циркадный ритм мух и их потенциальные изменения, убедитесь, что эксперимент начинается синхронно с определенным циклом света/темноты. Поддерживайте светлый фотопериод 12 часов/12 часов темного света на протяжении всей фазы записи, чтобы избежать нарушения эндогенных ритмов. После того, как условия установлены, повторите шаги 4.1.1-4.1.8, убедившись, что все процедуры выполняются последовательно в светлой/темной фазах.
  3. Оценка предпочтительного поведения светлых/темных
    1. Повторите шаги 3.1-3.11 для подготовки мух и подкормки микрокапиллярами.
    2. После того, как флаконы для кормления будут приготовлены, поместите их в инкубатор, чтобы мухи могли питаться исследуемым образцом в течение 2 часов (или другого времени, определенного по предварительным данным о двигательной активности).
    3. Чтобы оценить поведение светового предпочтения, подготовьте отдельные камеры для передвижения, покрывающие 50% каждой трубки алюминиевой фольгой, чтобы создать определенную темную область. Обеспечьте равномерное покрытие по всем трубкам для стандартизированного сравнения.
    4. Повторите шаги 4.1.2-4.1.4 для переноса мух по отдельности в камеры передвижения, опуская введение микрокапилляров.
    5. Поместите подготовленные трубки в арену и дайте мухам акклиматизироваться в течение примерно 30 минут.
    6. Повторите шаги 4.1.6-4.1.7 и запишите поведение мух в течение 60 минут. Трубки, в которых регистрируется ограниченное движение, могут указывать на предпочтение темноты, так как система слежения не обнаруживает мух, расположенных в покрытой фольгой области, чтобы сигнализировать о препятствии.

5. Анализ данных

  1. Подготовьте шаблон метаданных, включив в него всю необходимую информацию, такую как идентификатор, лечение, сведения о соединении, продолжительность анализа и другие соответствующие переменные. Пример шаблона и соответствующий конвейер обработки данных включены в дополнительную таблицу 1.
  2. Сохраните готовый файл метаданных в формате CSV. Чтобы убедиться в совместимости, откройте файл CSV в текстовом редакторе и убедитесь, что он не содержит ненужных символов или проблем с форматированием. Удалите все лишние символы, если они присутствуют.
  3. Прежде чем приступить к анализу данных, создайте резервную копию данных. Откройте терминал и выполните следующую команду: sudo python backup_tool.py. Этот шаг защищает данные от потенциальной потери или повреждения во время анализа.
  4. Определите и запишите расположение файлов данных, соответствующих эксперименту. Убедитесь, что эти файлы доступны для анализа.
  5. Анализируйте данные с помощью ретомики. Откройте RStudio и загрузите необходимые пакеты Rethomics для анализа поведенческих данных. Подробные инструкции и учебные пособия доступны на веб-сайте Rethomics: https://rethomics.github.io/scopr.html

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В качестве примера этот протокол был использован для оценки нейротоксического потенциала фракции яда Physalis physalis . Обработанную группу составляли мухи, которых кормили физиологическим буфером с добавлением раствора сахарозы (до конечной концентрации 1 М) и исследуемой фракцией яда. Контрольная группа получала только физиологический буфер и раствор сахарозы без тестируемого соединения. Все эксперименты проводились на штамме W118 .

В описанном методе необработанные мухи...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В первую очередь, установление нелетальной (сублетальной) дозы является критически важным начальным шагом для проведения экспериментов по нейротоксичности. Это гарантирует, что мухи остаются жизнеспособными на протяжении всего исследования, что позволяет наблюдать за поведенческими и локомоторными эффектами без искажающего фактора смертности. В нашем исследовании сублетальная доза фракции яда Physalia physalis была определена как 10 мкг/мкл. Для обеспечения надежных и воспроизво...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Автор Зузанна Томкельска работала в Mesosystem S.A., а автор Ана Касас также является сотрудником Mesosystem S.A. Остальные авторы заявляют, что исследование проводилось в отсутствие каких-либо коммерческих или финансовых отношений, которые могли бы быть истолкованы как потенциальный конфликт интересов.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Это исследование было профинансировано проектом EEA Grants MOD. ПН. FRM.059.PT.V03 – Physalia physalis: инновационный и неиспользованный источник косметических продуктов с высокой добавленной стоимостью; "Pacto da Bioeconomia Azul" (проект No C644915664-00000026) в рамках WP5 - Вертикаль водорослей, финансируемый Европейским фондом ЕС "Next Generation" и Португальским планом восстановления и устойчивости (PRR); и Fundação para a Ciência e a Tecnologia (FCT) через CBA (UIDB/05292/2020 и UIDP/05292/2020).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Алюминиевая фольга --
Синий краситель   РЕЙНЕР-Синий краситель Rayners 28мл
Модуль камеры 2 NoIRRaspberry Pi 096-4062Поставляется на Mauser.pt
Ровинг хлопчатобумажныйСигма-ОлдричBR28205
Бутылочки с дрозофилойВВРVWRI734-1249 гг.Бутылочная муха круглая 60Z
Флаконы с дрозофиламиВВРВРИ 734-2255
Стеклянная чашка ПетриСигма-ОлдричBR455701
Микрогематокритный капиллярСигма-ОлдричBR749321
Карта MicroSD--Производитель рекомендует использовать SD-карту с объемом хранилища не менее 32 ГБ для установки ОС Raspberry Pi
Блок питания Micro-USBRaspberry Pi 096-4585Поставляется на Mauser.pt
Минеральное масло БИО-РАД#1632129
Малярная кисть--
Фосфатный буферизованный салин (PBS)Компоненты от различных компаний-Буфер, используемый для приготовления пищи для контрольной группы и используемый для разведения пробы; 10 мМ рН 7
Пробки для флаконов и бутылок дрозофилыВВРVWRI734-2875
Пробки для флаконов и бутылок дрозофилыВВРVWRI734-2673
Герметизирующая пленкаСигма-ОлдричHS234526C
Одноплатный компьютер  (3 Модель В)Raspberry Pi 096-5700Поставляется на Mauser.pt
СахарозаСигма-ОлдричС9378
Прозрачная пластиковая соломинка--Любой, совместимый с Ethoscopic sleep arena (6,5 см x 0,5 см)

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Pandey, U. B., Nichols, C. D. Human disease models in Drosophila melanogaster and the role of the fly in therapeutic drug discovery. Pharmacol Rev. 63 (2), 411-436 (2011).
  2. Bellen, H. J., Tong, C., Tsuda, H. 100 years of Drosophila research and its impact on vertebrate neuroscience: a history lesson for the future. Nat Rev Neurosci. 11 (7), 514-522 (2010).
  3. Rand, M. D. Drosophotoxicology: the growing potential for Drosophila in neurotoxicology. Neurotoxicol Teratol. 32 (1), 74-83 (2010).
  4. Gupta, S. C., et al. Chlorpyrifos induces apoptosis and DNA damage in Drosophila through generation of reactive oxygen species. Ecotoxicol Environ Saf. 73 (6), 1415-1423 (2010).
  5. Grandjean, P., Landrigan, P. J. Neurobehavioural effects of developmental toxicity. Lancet Neurol. 13 (3), 330-338 (2014).
  6. Bal-Price, A., et al. International STakeholder NETwork (ISTNET): creating a developmental neurotoxicity testing roadmap for regulatory purposes. Arch Toxicol. 89 (2), 269-287 (2015).
  7. Cabrita, R., et al. Motor dysfunction in Drosophila melanogaster as a biomarker for developmental neurotoxicity. iScience. 25 (7), 104541(2022).
  8. Mendes, C. S., Bartos, I., Akay, T., Márka, S., Mann, R. S. Quantification of gait parameters in freely walking wild-type and sensory deprived Drosophila melanogaster. Elife. 2, e00231(2013).
  9. Dubovický, M., et al. Evaluation of developmental neurotoxicity: some important issues focused on neurobehavioral development. Interdiscip Toxicol. 1 (3-4), 206-210 (2008).
  10. Pereira, T. D., Shaevitz, J. W., Murthy, M. Quantifying behavior to understand the brain. Nat Neurosci. 23 (12), 1537-1549 (2020).
  11. Geissmann, Q., et al. Ethoscopes: an open platform for high-throughput ethomics. PLoS Biol. 15 (10), e2003026(2017).
  12. Geissmann, Q., Garcia Rodriguez, L., Beckwith, E. J., Gilestro, G. F. Rethomics: an R framework to analyse high-throughput behavioural data. PLoS One. 14 (1), e0209331(2019).
  13. Blackhurst, L., Gilestro, G. F. Ethoscopy and ethoscope-lab: a framework for behavioural analysis to lower entrance barrier and aid reproducibility. Bioinform Adv. 3 (1), vbad132(2023).
  14. gilestrolab/ethoscopy. , https://github.com/gilestrolab/ethoscopy (2025).
  15. Bilder, D., Irvine, K. D. Taking stock of the Drosophila research ecosystem. Genetics. 206 (3), 1227-1236 (2017).
  16. Hirth, F. Drosophila melanogaster in the study of human neurodegeneration. CNS Neurol Disord Drug Targets. 9 (4), 504-523 (2010).
  17. Affleck, J. G., Walker, V. K. Drosophila as a model for developmental toxicology: using and extending the Drosophotoxicology model. Methods Mol Biol. 1965, 139-153 (2019).
  18. Frias, J., Simoes, N. Fruit Fly Potato Culture Media. protocols.io. , (2020).
  19. Diegelmann, S., et al. The Capillary Feeder (CAFE) Assay measures food intake in Drosophila melanogaster. J Vis Exp. (121), e55024(2017).
  20. Bartholomew, N. R., Burdett, J. M., VandenBrooks, J. M., Quinlan, M. C., Call, G. B. Impaired climbing and flight behaviour in Drosophila melanogaster following carbon dioxide anaesthesia. Sci Rep. 5, 15298(2015).
  21. Gilestro, G. F. Video tracking and analysis of sleep in Drosophila melanogaster. Nat Protoc. 7 (5), 995-1007 (2012).
  22. Ardekani, R., et al. Using GFP Video to Track 3D Movement and Conditional Gene Expression in Free-Moving Flies. PLoS One. 7 (7), e40506(2012).
  23. Mackay, T. F. C., et al. The Drosophila melanogaster Genetic Reference Panel. Nature. 482, 173-178 (2012).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Drosophila

Похожие статьи