Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Микроскопический анализ хлорида 2,3,5-трифенилтетразолия для точного и надёжного анализа повреждения миокарда

853 просмотров

⸱

DOI:

10.3791/68596

⸱

28 ноября 2025 г.

 ,  ,  ,  , 
1Institute of Molecular Cardiology, Medical Faculty and University Hospital Düsseldorf, Heinrich Heine University of Düsseldorf, 2Department of Anesthesiology and Perioperative Medicine, Shanghai Fourth People's Hospital, School of Medicine, Tongji University, 3Shanghai Key Laboratory of Anesthesiology and Brain Functional Modulation, Shanghai Fourth People's Hospital, School of Medicine, Tongji University, 4Clinical Research Center for Anesthesiology and Perioperative Medicine, Shanghai Fourth People's Hospital, School of Medicine, Tongji University, 5Translational Research Institute of Brain and Brain-Like Intelligence, Shanghai Fourth People's Hospital, School of Medicine, Tongji University

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

Текущий анализ 2,3,5-трифенилтетразолия хлорида (TTC) вводит усовершенствованный протокол окрашивания TTC, который позволяет анализировать повреждения миокарда с микроскопическим разрешением, создавая высококачественные изображения, позволяющие точно и надёжно оценивать размер инфаркта и жизнеспособность кардиомиоцитов на клеточном уровне.

Аннотация

В этом протоколе мы представляем усовершенствованный метод на основе 2,3,5-трифенилтетразолия хлорида (TTC) для точного и надёжного анализа инфаркта миокарда (МИ) с клеточным разрешением. Этот протокол включает двухэтапную процедуру окрашивания ТТК, выполняемую на инфарктном сердце 24 hpost-MI: перфузию, при которой раствор 1% ТТК ретроградно перфузируется через коронарную сосудистую систему через аортальную канюлю, и погружение, при котором сердце затем инкубируется в растворе ТТК при температуре 4 °C ночью. После окрашивания сердце встраивается в состав ОКТ и криосекцируется поперечно на срезы толщиной 50 мкм с интервалом 100 мкм. После 24-часового фиксации фиксативом Замбони при микроскопическом исследовании становится заметна чёткая и чёткая граница между жизнеспособным миокардом (насыщенно-красный) и некротической тканью (жёлтая). Особенно примечательно, что этот микроскопический тест TTC позволяет обнаруживать инфаркт не только в острой фазе (через 24 часа после МИ), но и на протяжении длительного временного окна свыше 7 дней. Поскольку микроскопический тест TTC генерирует многослойные изображения (80 срезов на сердце), мы разработали надёжный цветоориентированный полуавтоматический алгоритм, который позволяет быстро и эффективно анализировать большие наборы данных изображений и количественно оценивать глобальный размер инфаркта за считанные минуты. Благодаря этим улучшениям нынешний подход значительно совершенствует процесс окрашивания TTC и предоставляет широко применяемый и ценный инструмент для лабораторий, исследующих ишемические повреждения сердца.

Введение

За последние два десятилетия кардиопротекция продолжает рассматриваться как ключевая стратегия сохранения кардиомиоцитов после тяжёлых ишемических поврежденийсердца. 1. Как в экспериментальных, так и в клинических условиях конечная степень повреждения миокарда является критически важным показателем для оценки эффективности кардиопротективныхвмешательств 2. Таким образом, надёжная и точная оценка размера инфаркта крайне желательна и фундаментально важна.

В моделях с грызунами стандартный протокол оценки размера инфаркта после смерти основным образом опирался на активность митохондриальной дегидрогеназы, которая ферментативно преобразует бесцветное соединение 2,3,5-трифенилтетразолий хлорид (TTC) в красный осадок в жизнеспособных клетках, в то время как в некротическойткани оно остаётся светло-серым. Хотя окрашивание на основе TTC простое и экономичное, оно создаёт ряд методологических сложностей и внутренних ограничений. К ним относятся сердечные срезы, проходящие контрактуру в растворе TTC, что сильно искажает ткань и мешает срезам лежать ровно для планиметрии; неравномерная толщина срезов при обработке образца; и низкое качество изображения, которое мешает точному определению границы инфаркта. В последние годы в процесс подготовки образца были внесены технические изменения, такие как использование акриловых матрицсердца 4 или полузамораживание сердца для облегченияразрезания 3. Хотя эти изменения значительно повысили практичность нарезки тканей, традиционный подход по-прежнему основывается на грубой визуализации толстых срезов сердца, часто обеспечивая переменное и неоптимальное качествоизображения 5 с недостаточным цветовым контрастом, что может привести к значительному субъективному измерениюинфаркта 6. Кроме того, традиционный метод требует использования цельной сердечной ткани, что предотвращает многофункциональный анализ одних и тех же образцов, например, иммунное ко-окрашивание регуляторных белков для выявления ключевых сигнальных каскадов, участвующих в выживании сердца. В результате значительное количество животных часто требуется для адекватного решения различных исследовательских вопросов.

Чтобы преодолетьэти ограничения 5, мы разработали протокол, подходящий для микроскопической визуализации окрашивания TTC. Этот метод сочетает этапы окрашивания «перфузия + погружение» с криосекцией сердечной ткани на тонкие срезы, оптимизированные для визуализации световым микроскопом. Хотя этот метод недавно былсообщен 7, мы считаем, что предоставление детальных экспериментальных процедур повышает его практичность и доступность. Кроме того, поскольку микроскопический метод TTC генерирует изображения высокого разрешения, состоящие из нескольких слоёв сердечных срезов, мы разработали надёжный, цветоориентированный полуавтоматический алгоритм, чтобы решить трудоёмкий характер анализа больших наборов данных изображений. Текущий метод позволяет быстро обнаруживать инфарктные области и количественно оценивать глобальный размер инфаркта за считанные минуты.

В целом, представленный здесь протокол служит ценным инструментом, позволяющим исследователям эффективно внедрять этот метод с лёгкостью и точностью.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все эксперименты были одобрены LANUV Северного Рейна-Вестфалии, Германия, и проведены в соответствии с руководящими принципами ARRIVE и Руководством NIH по уходу и использованию лабораторных животных. Всё необходимое оборудование и химикаты перечислены в Таблице материалов.

1. Настройка системы ретроперфузии Лангендорфа

ПРИМЕЧАНИЕ: Система состоит из двухканального трёхпозиционного запорного крана, соединённого с аортальной канюллю, изготовленной из затупленной иглы толщиной 20 калибра, и двух инфузионных портов: одного для раствора промывания (порт с фосфатным буфером физиологического раствора (PBS)), другого для инфузии TTC (порт TTC). Чередуя направление трёхпозиционного запорного крана, перфузат можно подавать в сердце взаимозаменяемо.

  1. Закрепите аппарат горизонтально на чашке Петри диаметром 150 мм с помощью клейкой ленты, чтобы предотвратить нежелательные движения на последующих этапах.
  2. Отрегулируйте кончик канюли на 1 мм выше нижней части, выровняя его с уровнем корня аорты, когда сердце расположено ровно.
  3. Предварительно заполняйте систему ледяным PBS с помощью шприца на 10 мл через порт PBS.
  4. Приготовьте свежий раствор для окрашивания (1% TTC, растворённый в PBS); для каждого сердца требуется минимальный объём 6 мл.
    ВНИМАНИЕ: TTC обычно считается опасным и требует осторожного обращения, так как может вызвать лёгкое раздражение кожи, сильное раздражение глаз и вреден при вдыхании. Утилизировать отходы и остатки в соответствии с требованиями местных властей.
  5. Используйте 3-мл шприц, чтобы предварительно заполнить порт TTC раствором для окрашивания.
  6. Убедитесь, что в системе нет непреднамеренных воздушных пузырьков, так как они могут вызвать воздушные эмболы, мешающие последующему окрашиванию. В большинстве случаев в системе видны пузырьки воздуха; При наличии их снимайте, убирая и заправляя PBS, мягко постукивая по трёхпозиционному запорному крану в вертикальном положении канюлы.
  7. Сформируйте свободный полуквадратный узел с шелковым швом 6-0 и положите его на дистальный конец канюли для последующего фиксации корня аорты.

2. Подготовка образца сердца

ПРИМЕЧАНИЕ: в этом исследовании использовались мыши C57BL/6J (20-25 г). Экспериментальный инфаркт миокарда (МИ) был вызван хирургическим перевязыванием левой передней нисходящей артерии (LAD) в течение 30–60 минут, как описано ниже. Методология индукции индукции при индукции интимной индукции была ранееописана в статье 8 и не описана подробно в этой рукописи. Если не указано иное, образцы сердца были собраны через 24 часа после инфарктива (MI).

  1. Вынимите мышь с МИ из клетки и усыпьте её вывихом шейки матки под глубоким изофлуранным наркозом (3 %, v/v).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Все процедуры эвтаназии должны быть должным образом задокументированы и сообщены, включая причину эвтаназии и используемый метод, в соответствии с местными нормативами.
  2. Перенесите усыпленное животное на операционный стол и закрепите все четыре конечности скотчем.
  3. Удалите шкуру от середины живота до середины передней лапы с помощью микродиссекционных щипцов и ножниц.
  4. Сделайте поперечный разрез диаметром 2 см в стенке брюшной мышцы, чуть ниже диафрагмы, чтобы обеспечить дальнейшую торакотомию.
  5. Раздвините диафрагму тонкими ножницами, чтобы открыть сердце, затем сделайте двусторонние разрезы через кожу, мышцы и рёбра, чтобы открыть грудную полость.
  6. Отрежьте диафрагму в двусторонний бок и полностью обнажите сердце, подняв грудину.
  7. Немедленно налейте 20 мл ледяного PBS на поверхность сердца, чтобы остановить сердцебиение.
  8. Удалите сердце вместе с окружающими тканями (легкими и пищеводом) и переместите массу ткани в 50-мл стакан с ледяной PBS примерно на 1 минуту, чтобы сердцебиение снизилось.
  9. Перенесите сердце на чашку Петри толщиной 150 мм и обрежьте корень аорты от соединительной ткани под бинокулярным микроскопом с помощью тонких щипцов и ножниц.
  10. Аккуратно удалите тимус и откройте восходящую аорту.
  11. Обрезайте корень аорты, вскрытие соединительной ткани.
  12. Поднимите аортальный пень тонким пинцетом и закрепите его поверх канюли, которая уже подключена к перфузионному аппарату, предварительно заполненному PBS и раствором для окрашивания TTC. Используйте тонкий пинцет для стабилизации корневой стенки аорты во время установки.
  13. Закрепите аорту с помощью предварительно сформированного свободного узла на канюле. Внимательно осмотрите канюлю и сердце во время ретро-перфузии с помощью PBS. Наполнение сердца можно визуально подтвердить по выпячиванию желудочка по мере увеличения объёма PBS, поступающей в сердце.
  14. Оставьте внесердечные ткани (лёгкие и пищевод) на месте, чтобы поддерживать сердце в естественном и правильном положении.

3. Окрашивание при забеге

  1. После закрепления канюляции накройте сердце влажной папирной бумагой.
  2. Начните промывание сердца заранее подключённым шприцом на 10 мл, наполненным ледяным PBS со скоростью 2-3 мл/мин в течение 3 минут, пока сердечный элюат не очистится. Это гарантирует, что в сердце и коронарных отделах остаётся лишь минимальное количество крови. На этом этапе избегайте чрезмерного давления при перфузии, так как это может привести к разрыву инфарктированного желудочка.
  3. Осмотрите сердце под бинокулярным микроскопом, чтобы убедиться, что нет протечки в корень аорты и что оно правильно надувается под давлением перфузии.
  4. Поверните трёхсторонний запорный кран в сторону раствора TTC и медленно введите 1 мл раствора для окрашивания через порт TTC в течение 30 секунд.
  5. Через 5 минут снова вводите 1 мл раствора TTC и повторяйте этот шаг ещё раз через 5 минут (через 10 минут после первой инфузии). Всего требуется 3 мл раствора TTC для трёхкратной инфузии в течение 15 минут.
  6. Осмотрите поверхность сердца под бинокулярным микроскопом. На этом этапе уже должно быть видно чёткое различие между жизнеспособной миокардом (глубокий красный) и некротической тканью (светло-серый).
  7. Удалять все несердечные ткани с помощью тонких ножниц и переместить окрашённое сердце в коническую трубку объемом 15 мл, содержащую 3 мл раствора TTC.
  8. Поставьте коническую трубку на ночь при 4 °C для второго цикла окрашивания с погружением в погружение.

4. Подготовка тканевых блоков

  1. Выньте сердце из конической трубки и аккуратно просушите его папирной бумагой. В этот момент окрашивание жизнеспособного миокарда становится более выраженным, а неперфузионный миокард (эпикардиальные и, возможно, эндокардиальные области) также демонстрирует светло-красные окрашивания.
  2. Заполните затуплённую, изогнутую канюлю 20 калибра смесью с оптимальной температурой резки (OCT) с помощью шприца толщиной 1 мл.
  3. Отрежьте трикуспидальный клапан тонкими ножницами и введите канюлю в правый желудочек.
  4. Заполните полость соединением ОКТ (примерно 50-80 мкл) и прекратите инфузию, когда наблюдается обратный поток.
  5. Обнажите митральный клапан и введите канюлю через левое предсердие, а митральный клапан — в левый желудочек.
  6. Аккуратно инфузируйте в полость соединением ОКТ (примерно 80 мкл) и прекратите инфузию, когда наблюдается отток из аорты.
  7. Подготовьте небольшую цилиндрическую капсулу (диаметром 1 см) из алюминиевой фольги и заполните её 300 мкл ОКТ-соединения.
  8. Аккуратно поместите сердце в капсулу в положение вершины-вниз и отрегулируйте его вертикально. С видом сверху вершина не должна чрезмерно выступать ни в одну сторону.
  9. Погрузите капсулу в раствор 2 метилбутана, предварительно охлаждённый до -30 °C до -40 °C.
  10. Дайте образцу оставаться в растворе 5-10 минут, чтобы затвердеть, прежде чем сформировать тканевой блок.
  11. Маркируйте тканевой блок и храните его при -80 °C для дальнейшего гистологического анализа.

5. Криосекция и фиксация

  1. Закрепите тканевой блок на криостат-патрон с помощью ОКТ-соединения.
  2. Поместите патрон в криостат и установите температуру примерно на -24 °C.
  3. Разрежьте блок тканей до тех пор, пока вершина не станет видна.
  4. Установить толщину сечения на 50 мкм и собирать каждый второй срез, получая интервалы 100 мкм между срезами.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Избегайте складки тканей во время криосекции. Это в значительной степени минимизируется заполнением пустых желудочковых полостей соединением ОКТ (см. шаги 4.4-4.6).
  5. Выровняйте срезы последовательно на стеклянных стеклянных стеклах, размещая по восемь кусочков на каждый слайд. Всего ожидается 80 секций, то есть 10 слайдов на сердце.
  6. Сушите стекли феном на минимальной температуре, используя поток воздуха комнатной температуры (отопление не требуется) примерно 10 минут.
  7. Погрузите препараты в камеру для окрашивания, заполненную раствором Замбони (фиксатор, содержащий 2% параформальдегида и 0,4 % пикриновой кислоты, w/v).
    ВНИМАНИЕ: фиксатор Замбони может вызвать аллергическую кожную реакцию и, как подозревается, вызывает генетические дефекты и канцерогенез. Утилизировать отходы и остатки в соответствии с правилами местных органов власти.
  8. Исправьте сердечную ткань при 4 °C за ночь. Эта долгосрочная фиксация гарантирует, что поверхность сердечной ткани свободна от воздушных пузырьков, образующихся в процессе фиксации.
  9. После фиксации вынимите стекли из фиксатива и смойте их три раза PBS.
  10. Крепите затворы с монтажным материалом и закройте секции с помощью накладок. После этого этапа слайды сердца готовы к получению изображений.
  11. Храните образцы в коробке для слайда при комнатной температуре.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Поскольку осадки формазана нерастворимы в воде, окрашивание можно сохранять годами без потери интенсивности.

6. Визуализация и обработка

  1. Настройте световой микроскоп с объективом 1.25x и запустите программное обеспечение CellSens для визуализации.
  2. Разместите сердечную секцию в центре поля зрения.
  3. Регулируйте время экспозиции, фокус и баланс белого камеры по мере необходимости.
  4. Запечатлевайте изображения каждого раздела и сохраняйте все изображения из одного сердца в отдельной папке.
  5. Скопируйте скрипт R (дополнительный файл 1) на платформу RStudio и запустите автоматизированный алгоритм на основе R для оценки MI. Алгоритм вычисляет размеры планиметрического инфаркта для каждого среза и вычисляет общий объём инфаркта для всего сердца.
  6. Экспортируйте набор данных в файл Excel и анализируйте данные по мере необходимости.
  7. Импортируйте все изображения каждого сердца в платформу ImageJ для последующего 3D-восстановления.
  8. Сложите все изображения в последовательном, последовательном порядке с помощью всплывающего меню платформы ImageJ.
  9. Создайте 3D-конструкцию с помощью функции поверхностного графика.
  10. Откройте окно просмотра громкостей и настройте все параметры для 3D-проекции.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Методология иммуногистохимии9 и видео традиционного окрашивания TTC 4,5 уже были опубликованы ранее и не включены в данную статью.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Ключевые этапы микроскопического окрашивания TTC показаны на рисунке 1. После двух раундов окрашивания TTC на поверхности сердца стал заметен заметный пробованный узор. Серийное разрезание всего сердца с интервалом в 100 мкм дало примерно 80 срезов ткани, при этом место перевязки находилось около60-го среза. В каждом разделе глубокое красное окрашивание жизнеспособных кардиомиоцитов (viaCM) было чётко отличимо от ж...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Инфаркт миокарда (МИ), вызванный длительной ишемией миокарда, остаётся серьёзной проблемой для здоровья в целом, поскольку ишемическое повреждение часто нарушает сокращающуюся функцию сердца, необходимую для эффективного кровообращения. За последние несколько десятилетий были направлены значительные усилия по выявлению вмешательств или соединений, повышающих сердечную устойчивость к ишемическомустрессу 1. Хотя рассматривались альтернативные суррогатные конечные по...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы заявляют, что у них нет конкурирующих финансовых интересов.

Благодарности

Это исследование было профинансировано FoKo 23/2013 и Институтом исследований сердечно-сосудистых заболеваний Дюссельдорфа (CARID).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Цель 1,25xОлимпPlanApo 1.25X/0.04Визуализация
10 мл шприцевБ. Браум4617100VРетроперфузия
2,3,5-хлорид трифенилтетразолияМилипор1.08380.0100Химикаты
Канюля на 20 гBD305895Ретроперфузия
3  Шприцы mLБ. Браум4617022VРетроперфузия
Трёхсторонний запорный кранБ. Браум16494CРетроперфузия
Aquamount BDH362262HКиросецация
БалансОхаусН/ДВзвешивание химикатов
Бинокулярный микроскопLeicaMZ6Кануляция
C57BL/6JЖанвьеН/ДЖивотные
КамераОлимпUC30Визуализация
Обложные слипыЭпредияBB02400500A113MN20Киросецация
КриостатLeicaM850Киросецация
Двойная дистиллированная водаМилипорН/ДРастворяющие химикаты
Тонкие ножницы для препарированияAESCULAPBC702RХирургические инструменты
Тонкие микродиссекционные щипцы AESCULAPFM001RХирургические инструменты
Стеклянные микроскопические стеклиЭнгельбрехт11102Киросецация
ImageJNIH1,54 гОбработка визуализации
ИзофлуранПирамал14150097146754Химикаты
ИзопропанолРот  0733.1Химикаты
Световой микроскопОлимпBX61Визуализация
Микродиссекцияционные щипцы F.S.T11152-10Хирургические инструменты
Соединение ОКТСакура4583Химикаты
Чашка ПетриТерно Сайентифик172931Ретроперфузия
Фосфатно-буферный физиологический растворРот9143.1Химикаты
RstudioPosit Software2024.09.0Обработка визуализации
Шелковый шовF.S.T18020-60Ретроперфузия
Программное обеспечениеОлимпCellSens V3.2Визуализация
Нержавеющие ножницы для препарированияAESCULAPBC257RХирургические инструменты
Решение ЗамбониМорфисто12773.0050Химикаты

Ссылки

  1. Bolli, R., Becker, L., Gross, G., Mentzer, R., Balshaw, D., et al. Myocardial protection at a crossroads: the need for translation into clinical therapy. Circ Res. 95 (2), 125-134 (2004).
  2. Murphy, E., Steenbergen, C. Mechanisms underlying acute protection from cardiac ischemia-reperfusion injury. Physiol Rev. 88 (2), 581-609 (2008).
  3. Bohl, S., Medway, D. J., Schulz-Menger, J., Schneider, J. E., Neubauer, S., et al. Refined approach for quantification of in vivo ischemia-reperfusion injury in the mouse heart. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 297 (6), H2054-H2058 (2009).
  4. Liepinsh, E., Kuka, J., Zvejniece, L., Vilskersts, R., Dambrova, M. Rodent heart and brain tissue preparation for digital macro photography after ischemia-reperfusion. J Vis Exp. (180), e62942(2022).
  5. Kim, S. -C., Boehm, O., Meyer, R., Hoeft, A., Knüfermann, P., et al. A murine closed-chest model of myocardial ischemia and reperfusion. J Vis Exp. (65), e3896(2012).
  6. Lindsey, M. L., et al. Guidelines for experimental models of myocardial ischemia and infarction. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 314 (4), H812-H838 (2018).
  7. Ding, Z., et al. A refined TTC assay precisely detects cardiac injury and cellular viability in the infarcted mouse heart. Sci Rep. 14 (1), 25214(2024).
  8. Zhu, H., et al. IL-6 coaxes cellular dedifferentiation as a pro-regenerative intermediate that contributes to pericardial ADSC-induced cardiac repair. Stem Cell Res Ther. 13 (1), 44(2022).
  9. Zhu, H., et al. Sfrp1 as a pivotal paracrine factor in the trained pericardial stem cells that foster reparative activity. Stem Cells Transl Med. 13 (2), 137-150 (2023).
  10. Yellon, D. M., Hausenloy, D. J. Myocardial reperfusion injury. N Engl J Med. 357, 1121-1135 (2007).
  11. Li, C., Chen, M., Zhang, D., Xu, T., Wang, Z. Cardiac injury induced by obstructive jaundice: a comprehensive review. Perioper Precis Med. 28 (1), 28-38 (2025).
  12. Chang, X., et al. ß-tubulin contributes to Tongyang Huoxue decoction-induced protection against hypoxia/reoxygenation-induced injury of sinoatrial node cells through SIRT1-mediated regulation of mitochondrial quality surveillance. Phytomedicine. 108, 154502(2023).
  13. Li, Z., Hu, B., Zou, X. Research advances in understanding the role and mechanism of pyroptosis in myocardial ischemia-reperfusion injury. Perioper Precis Med. 2 (2), 52-63 (2024).
  14. Ouyang, W., et al. An immunostaining-based approach for assessing myocardial viability in the infarcted mouse hearts. Front Cardiovasc Med. 12, 1598314(2025).
  15. Benedek, A., et al. Use of TTC staining for the evaluation of tissue injury in the early phases of reperfusion after focal cerebral ischemia in rats. Brain Res. 1116 (1), 159-165 (2006).
  16. Lindsey, M. L., et al. Guidelines for in vivo mouse models of myocardial infarction. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 321 (6), H1056-H1073 (2021).
  17. Lujan, H. L., Janbaih, H., Feng, H. -Z., Jin, J. -P., DiCarlo, S. E. Myocardial ischemia, reperfusion, and infarction in chronically instrumented, intact, conscious, and unrestrained mice. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 302 (12), R1384-R1400 (2012).
  18. Redfors, B., Shao, Y., Omerovic, E. Myocardial infarct size and area at risk assessment in mice. Exp Clin Cardiol. 17 (4), 268-272 (2012).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

3D
Микроскопический анализ хлорида 2,3,5-трифенилтетразолия для точного и надёжного анализа повреждения миокарда
Свяжитесь с нами
Рекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

Авторские права © 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.