Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Создание системы выращивания чили трипсов (Scirtothrips dorsalis hood) для скрининга вирулентности энтомопатогенных грибов

1.5K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/68600

⸱

18 июля 2025 г.

 ,  ,  , 
1Master Program in Plant Medicine and Good Agricultural Practice, National Chung Hsing University, 2Department of Entomology, National Chung Hsing University, 3Applied Zoology Division, Taiwan Agricultural Research Institute, 4International Doctoral Program in Agriculture, National Chung Hsing University

В этой статье

Краткое содержание

Для массового выращивания чили трипсов с использованием модифицированного метода отдельных листьев в стеклянных контейнерах, содержащих агар, был разработан протокол биотестирования с отрывными листьями, что обеспечивает высокую выживаемость и синхронное развитие. Эта система обеспечивает эффективный скрининг вирулентности энтомопатогенных грибов против личинок2-го возраста и обеспечивает надежную подачу трипсов для лабораторных, тепличных и полевых исследований.

Аннотация

Чилийский трипс (Scirtothrips dorsalis Hood) является экономически значимым вредителем декоративных и продовольственных культур на Тайване. Энтомопатогенные грибы (EPF) работают как экологически чистый биологический агент борьбы с трипсами. Крайне важно провести скрининг вирулентности изолятов EPF против трипсов чили в лабораторных условиях перед применением в полевых условиях. Тем не менее, ограниченные данные о методе выращивания трипсов чили создают проблемы для широкомасштабного лабораторного скрининга. Чтобы решить эту проблему, мы разработали модифицированный метод лабораторного выращивания для массового производства S. dorsalis.

В методе используется система выращивания отдельных листьев с использованием стеклянного контейнера, содержащего агар, который подходит для оценки EPF против трипсов чили. Эта оптимизированная система биотестирования отдельных листьев подходит для оценки эффективности EPF против трипсов чили. Система способна производить большое количество трипсов на одной и той же стадии развития для скрининга вирулентности. Согласно тесту, результат показал, что изолят Cordyceps cateniannulata (Cc-NCHU-213) показал наибольшую вирулентность (53,6%) в отношении личинок трипсоввторого возраста через 7 дней после инокуляции (d.p.i.). Кроме того, листовые диски, встроенные в агар, оставались свежими в течение более 7 дней, что позволяло трипсам выживать (90% выживаемость при контрольной обработке) в течение всего периода наблюдения, что указывает на стабильность системы выращивания. Этот протокол демонстрирует стабильную систему выращивания для массового производства и для оценки вирулентности изолятов EPF против трипсов чили, и это может быть полезно для других трипсов, позволяя проводить скрининг потенциальных изолятов EPF для борьбы с трипсами в полевых условиях.

Введение

Трипсы чили (Scirtothrips dorsalis Hood; Thysanoptera: Thripidae) — многоядный вредитель, поражающий более 100 видов растений в 40 различных семействах растений, включая овощи, декоративные и плодовые культуры1. Он произрастает в тропической и субтропической Азии-Юго-Восточной Азии, Индии, Японии и Тайване2. Насколько нам известно, трипс чили является вредителем сельскохозяйственных и декоративных культур, включая манго, чай, чернику и лотос на Тайване. За последние два десятилетия трипсы чили стали серьезным экономическим вредителем в нескольких странах из-за растущей глобализации и открытой торговли сельскохозяйственной продукцией. Кроме того, распространению этого вредителя способствовал высокий репродуктивный потенциал и приспособляемость к вновь инвазионированным территориям 1,3.

Перец чили питается в основном молодой листвой, побегами, лепестками цветов и незрелыми плодами, что приводит к некрозу и отмиранию тканей3. Кроме того, они служат переносчиком различных болезней растений, включая вирус некроза почек арахиса (GBNV), вирус хлоротической веерной пятнистости арахиса (GCFSV), вирус желтой пятнистости арахиса (GYSV)4 и вирус табачных прожилок (TSV)5. В результате, кормление стручковым трипсом может значительно снизить урожайность и ценность пострадавших культур. Успешное управление перцем чили зависит от комплексного плана борьбы с вредителями, который использует культурные, биологические и химические стратегии борьбы1. На Тайване органические фермеры обычно используют нехимические материалы, такие как масло узкого диапазона и масло нима, или методы биологического контроля, включая использование хищных клещей и мельчайших пиратских жуков (по личному наблюдению). Однако, основываясь на отзывах фермеров, применение этих масел в период цветения и плодоношения может помешать опылению и повредить пыльцу, что приведет к снижению урожайности и экономической ценности. Поэтому разработка эффективных альтернативных мер борьбы с перцем чили имеет решающее значение для органических фермеров.

Энтомопатогенные грибы (EPF) – это группа грибов, убивающих насекомых, которые показали свою эффективность и устойчивость в борьбе с вредителями 6,7,8. Несколько исследований продемонстрировали эффективность EPF против трипсов чили. Коммерческие EPF, Beauveria bassiana GHA (BotaniGard_ES) и Metarhizium brunneum F52 (Met-52 EC), продемонстрировали значительный контроль трипсов чили на растениях роз 9,10. Популяция стручкового трипса на растениях перца также может быть уменьшена с помощью Cordyceps javanica (= Isaria fumosorosea)11. Другие EPF, такие как Lecanicillium lecanii и Purpureocillium lilacinum, были протестированы против трипсов чили на различных культурах, включая перец чили и чай, и оказались эффективными в борьбе с этим вредителем12,13.

Некоторые предыдущие исследования, изучающие эффективность EPF для борьбы с трипсами в теплицах или поле, проводились без предварительного скрининга наиболее эффективных видов/штаммов EPF, что ограничивало их эффективность. Тщательный скрининг EPF может значительно улучшить борьбу с вредителями. Во многих исследованиях трипсы выращивались для биопроб на неповрежденных растениях в садках11,14. В то время как неповрежденная система выращивания растений обеспечивает более естественную среду для трипсов, они создают проблемы в управлении различными стадиями развития, поскольку трипсы демонстрируют различное поведение на каждой стадии. Такая изменчивость может усложнить выбор целевых этапов для конкретных экспериментальных целей. Кроме того, почвенные условия в системе выращивания неповрежденных растений могут влиять на окукливание и выпадение стручкового трипса, тем самым уменьшая количество особей, доступных для последующих биопроб15, ограничивая ресурсы для дальнейших биопроб. Кроме того, целые системы выращивания растений требуют больше места и постоянного ухода за растениями, поскольку растения, подвергшиеся стрессу, могут изменить поведение трипсов и могут быть более трудоемкими и ресурсоемкими. Имеется мало сообщений о системах выращивания трипсов, основанных на неживом растительном материале (например, отдельных растительных тканях или искусственных диетах) для лабораторных экспериментов по биотестированию, но детали этих методов часто были неясны или опущены12,16.

Это исследование было направлено на разработку простой, экономически эффективной и устойчивой системы массового выращивания стручкового трипса в лабораторных условиях. В этом протоколе метод выращивания с помощью листового диска7 был модифицирован для обеспечения более эффективного и контролируемого подхода к массовому выращиванию трипсов, что позволяет точно выбирать стадии развития для биопроб за счет жесткого контроля над условиями окружающей среды. Кроме того, была разработана стабильная и воспроизводимая система биотестирования для оценки вирулентности изолятов энтомопатогенных грибов (EPF) по 50% летальному времени (LT50) и 50% медианной летальной концентрации (LC50), которые относятся к расчетному времени при конкретной дозировке, и концентрации грибковой суспензии, необходимой для того, чтобы вызвать 50% смертность трипсов чили, соответственно. С помощью этого метода можно правильно идентифицировать собранных в полевых условиях трипсов, а также поддерживать стабильные лабораторные колонии трипсов для проверки эффективности различных грибковых изолятов с использованием более простой и воспроизводимой методологии.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

ПРИМЕЧАНИЕ: Полная экспериментальная блок-схема показана на рисунке 1.

1. Сбор стручкового трипса в полевых условиях и содержание колонии

  1. Сбор перца чили трипса
    1. Визуально осмотрите обе стороны листьев и внутри цветов на предмет заражения трипсами чили на растениях голубики на пораженной черничной ферме.
    2. Запишите детали каждого образца (например, часть растения и степень заражения) и подтвердите методы производства с фермерами, такие как традиционное сельское хозяйство или органическое земледелие, включая применение минерального масла и естественных врагов.
    3. Срежьте листья и цветы, зараженные трипсами чили, и переложите их в пластиковый пакет на молнии (Таблица материалов), затем закройте пакет с застежкой-молнией с небольшим количеством воздуха внутри, чтобы трипсы оставались живыми. Принесите образец в лабораторию в течение 3 часов.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Поместите образец в охладитель, когда время сбора в полевых условиях составит более 3 часов.
    4. Подготовьте стеклянный контейнер для выращивания (35 мм в высоту, 45 мм в диаметре по внутреннему диаметру), положите на дно стеклянного контейнера для выращивания три слоя круглого бумажного полотенца (диаметр 40 мм), а затем добавьте 8-10 капель (400-500 мкл) фильтрованной воды (рис. 1 и таблица материалов).
    5. Соберите молодой красный лист манго с манговых полей (Рисунок 1). Промойте лист и проверьте под оптическим микроскопом (Таблица материалов) на наличие яиц насекомых или других насекомых перед подготовкой стеклянного контейнера для выращивания. Разрежьте лист манго с помощью кожаного резака (Table of Materials) на круглый диск (40 мм) и положите его на влажное бумажное полотенце.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Листья манго являются более стабильным ресурсом для питания трипсов, чем молодые листья черники, которые растут только сезонно.
    6. Понаблюдайте за трипсами чили под оптическим микроскопом при 10-кратном увеличении и перенесите 10 взрослых трипсов (пять самцов и пять самок) с помощью тонкой кисти для рисования (Таблица материалов) в стеклянный контейнер для выращивания.
    7. Закройте каждый стеклянный контейнер для выращивания двумя слоями парапленки (Таблица материалов) и сделайте около 40 маленьких отверстий с помощью штифта #00 для вентиляции (Таблица материалов).
    8. Храните стеклянный контейнер для выращивания в инкубаторе при температуре 25 ± 1 °C, относительной влажности ~70% с фотопериодом свет:темнота (L:D) = 12 ч: 12 ч (Таблица материалов).
    9. Удалите взрослых с помощью малярной кисти через 48 часов.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Основываясь на наших наблюдениях, самки трипсов откладывают яйца через ~2 дня после переноса в стеклянный контейнер для выращивания.
    10. Понаблюдайте за тканями листьев с яйцами под стереомикроскопом для дальнейшего подтверждения яйцекладки (рисунок 1 и таблица материалов). Положите на лист с яйцами диск из свежих листьев манго и добавьте на бумажное полотенце 8-10 капель фильтрованной воды для поддержания влажности.
  2. Поддержание популяции стручкового трипса
    ПРИМЕЧАНИЕ: Из яиц вылупляются личинки1-го возраста через ~5-7 дней.
    1. Непосредственно переложите лист, содержащий личинки1-го возраста, в новую стеклянную емкость для выращивания.
      ПРИМЕЧАНИЕ: С помощью малярной кисти аккуратно перенесите личинки1-го возраста в новый стеклянный контейнер для выращивания, избегая загрязнения гнилым и неожиданным грибковым ростом на листьях манго. Исходя из наших наблюдений, взрослая самка откладывает в среднем 6 яиц в сутки.
    2. Наблюдайте за трипсами чили ежедневно. Добавляйте 8-10 капель фильтрованной воды каждые 4 дня в бумажное полотенце. Добавляйте диск из свежих листьев манго внутрь контейнера каждые 4 дня, пока старый лист не высох.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Личинки1-го возраста появляются во взрослых особях через ~7-10 дней, в зависимости от факторов окружающей среды, таких как температура и влажность.
    3. Наблюдайте за популяцией чилийского трипса ежедневно до тех пор, пока трипсы не превратятся во взрослых особей, и повторяйте шаги, описанные в шаге 1.1.4, для долгосрочного поддержания популяции.
  3. Массовое выращивание стручкового трипса
    1. Соберите взрослых самок из содержащегося поголовья и подготовьте стеклянную емкость для выращивания на основе вышеуказанных шагов.
    2. Пересадите в контейнер 10 взрослых самок и выполните шаги с 1.1.4 по 1.1.10, чтобы получить лист с яйцами.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Взрослая самка откладывает в среднем 6 яиц в день.
    3. Аккуратно перенесите ~120 личинок1-го возраста в новую стеклянную емкость для выращивания с помощью кисти.
    4. Наблюдайте за трипсами чили ежедневно. Добавляйте на бумажное полотенце 8-10 капель фильтрованной воды каждые 4 дня. Добавляйте в контейнер диск из свежих листьев манго каждые 4 дня, пока старый лист не высох.
    5. Собрать личинки1-го возраста через 5-7 дней после откладки яиц; собрать личинки2-го возраста через 7-10 дней; собрать взрослых особей через ~14 дней для биоанализа (Рисунок 2).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Наблюдайте за морфологией, чтобы различать различные стадии развития стручкового трипса для дальнейших экспериментов (Рисунок 2).

2. Молекулярная идентификация перца чили

ПРИМЕЧАНИЕ: Трипсы, собранные в полевых условиях, должны быть идентифицированы на видовом уровне путем молекулярной идентификации с использованием фрагмента гена митохондриальной цитохромоксидазы I (COI), широко используемого маркера для трипсов чили 17,18.

  1. Экстракция геномной ДНК чили трипса
    1. Соберите одного взрослого трипса чили в центрифужную пробирку объемом 1,5 мл (Таблица материалов).
    2. Гомогенизируйте трипсов чили с помощью гранулированного пестика, затем выделите геномную ДНК с помощью коммерческого набора в соответствии с протоколом производителя (Таблица материалов).
  2. ПЦР-амплификация и секвенирование ДНК
    1. Амплифицируйте ожидаемый фрагмент ДНК трипса чили с помощью PCR Master Mix (2x) с парой праймеров COI, прямым праймером LCO 1490 и обратным праймером HCO 2198, который амплифицирует частичный митохондриальный ген COI (Таблица материалов).
      1. Приготовьте ПЦР-смесь объемом 20 мкл, содержащую 2 мкл матрицы геномной ДНК трипса, по 1 мкл прямых и обратных праймеров, 10 мкл 2x PCR Master Mix и 6 мкл ddH2O (Таблица материалов).
      2. Проведите ПЦР с помощью термоамплификатора при следующих условиях цикла: начальная денатурация при 94 °C в течение 2 мин, 35 циклов при 94 °C в течение 30 с, 52 °C в течение 1 мин, 72 °C в течение 1 мин с последующим окончательным продлением до 72 °C в течение 10 мин (Таблица материалов).
    2. Проверьте ампликон ПЦР методом электрофореза в 1% агарозном геле для проверки результата амплификации (рисунок 3).
    3. Удалите целевую полосу (ожидаемый размер ампликона составлял 658.н.) и очистите ампликон ПЦР COI трипсов чили с помощью набора для очистки гелем/ПЦР в соответствии с протоколом производителя. Отправьте очищенный продукт на секвенирование через коммерческую службу секвенирования. (Таблица материалов).
  3. Анализ последовательностей
    1. Оцените качество последовательности с помощью программного обеспечения, на которое вы ссылаетесь (Table of Materials).
    2. Откройте файл FASTA или TXT и вручную обрежьте некачественные основания на концах 5 и 3 футов, удалив ненужные последовательности.
    3. Выполните поиск BLAST в базе данных NCBI (https://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi) с использованием параметров по умолчанию для подтверждения идентичности вида.

3. Приготовление энтомопатогенных грибов

ПРИМЕЧАНИЕ: Изоляты EPF, использованные в этом исследовании, перечислены в таблице 1.

  1. Восстановление грибковых изолятов из библиотеки ресурсов по грибам
    1. Разморозьте консервированный запас грибковых конидий (конидии, взвешенные в 30% глицерине) в морозильной камере при температуре -80 °C.
    2. Перенесите примерно 10 μL суспензии конидий и равномерно распределите на пластину с декстрозным агаром (SDA) диаметром 5,5 см 1/4 Сабуро с помощью распределителя ячеек в ламинарном колпаке. Среду готовят путем смешивания 0,75 г отвара декстрозы Сабуро и 1,5 г агара в 100 мл дважды дистиллированной воды (ddH2O) (Таблица материалов).
    3. Запечатайте чашку Петри парапленкой (Таблица материалов) и перенесите тарелку в темный инкубатор при температуре 25 °C на 10-14 дней.
    4. Субкультура: активно растущий грибной мицелий путем нанесения полос на свежую пластину 1/4 агара декстрозы Сабуро (SDA). Инкубируйте грибы в темноте при температуре 25 °C в течение 10-14 дней, чтобы дать возможность развиться шинам до сбора урожая.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте грибковые культуры возрастом около 10 дней для последующих биотестов. Культуры старше 14 дней не рекомендуются для тестирования на вирулентность из-за потенциального снижения жизнеспособности конидиалов.
  2. Приготовление суспензии конидии
    1. Добавьте 2-3 мл 0,03% Tween 80 на поверхность 10-14-дневной грибковой культуры на 1/4 SDA. Аккуратно соскребите конидии с помощью стерильной петли (Таблица материалов).
    2. Переложите грибковую суспензию в чистую центрифужную пробирку объемом 15 мл.
    3. Гомогенизируйте суспензию путем вихревого движения на максимальной скорости и отфильтруйте ее через фильтровальную бумагу, чтобы удалить гифальный мусор и получить чистую суспензию конидий.
    4. С помощью гемоцитометра (Таблица материалов) проверьте количество конидий под световым микроскопом и разведите суспензию до 108 конидий/мл.
    5. Перенесите конидиальную суспензию в микрораспылитель, стерилизованный ультрафиолетовым светом, для последующего применения биопробы.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что конидиальная суспензия тщательно прогревается перед каждой перегрузкой, чтобы избежать оседания. Перед использованием микрораспылитель простерилизовать, подвергнув его воздействию ультрафиолетового излучения в течение 30 минут внутри ламинарного вытяжного колпака.

4. Скрининг вирулентности против трипсов чили

  1. Подготовка личинок2-го возраста
    1. Соберите личинки2-го возраста, выполнив шаги 1.3.1-1.3.5 для следующего эксперимента.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Отличайте личинок2-го возраста по желтому цвету тела и широкому брюшку по сравнению с личинками первого возраста (Рисунок 2).
  2. Подготовка емкости для инокуляции
    ПРИМЕЧАНИЕ: Выбирайте виды листьев в зависимости от целевой культуры трипсов чили. В этом исследовании трипсы чили были собраны с поля листьев зараженной черники 'Biloxi' (V. corymbosum L. × V. darrowii Camp). Поэтому биопроба EPF против трипсов чили будет проводиться на листьях черники.
    1. Соберите молодые листья черники с черничной фермы и промойте листья черники, чтобы удалить поверхностную пыль и любые другие членистоногие, если они присутствуют.
    2. Высушите листья на воздухе или используйте бумажные полотенца, чтобы вытереть воду; Затем проверьте поверхность листьев черники на наличие других членистоногих или яиц под стереомикроскопом. Удалите всех членистоногих, если они есть.
    3. Отрежьте диск для листьев диаметром 2,8 см с помощью резака для кожи (Таблица материалов), продезинфицируйте лист с помощью 1% отбеливателя (раствор гипохлорита натрия) и 2 раза промойте стерилизованной водой, чтобы удалить остатки отбеливателя на листьях.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Подготовьте листовой диск перед затвердеванием агара, чтобы убедиться, что листовой диск может быть правильно внедрен в водный агар.
    4. Автоклав 2,5% раствором водного агара (2,5 г агара на 100 мл ддН2О) для стерилизации.
    5. Налейте 3 мл 2,5% водного агара в небольшие стеклянные емкости (35 мм в высоту, 30 мм в диаметре) внутрь ламинарного колпака до того, как агар застынет. Дайте агару остыть примерно до 40 °C, пока он не перейдет в полутвердое состояние.
    6. Аккуратно поместите листовой диск адаксиальной стороной вверх на агар, слегка заделав его с минимальным экспозицией над поверхностью агара. Как только водный агар полностью застынет, стеклянные емкости готовы к биопробе.
  3. Посев и наблюдение за EPF
    1. Перед нанесением тщательно проведите вихревую обработку конидиальной суспензии. С помощью микрораспылителя равномерно нанести 0,1 мл суспензии (приготовленной на шаге 3.2.4) на поверхность каждого листового диска с расстояния примерно 10 см внутри стеклянной емкости.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Перед экспериментом проверьте места распыления. Следите за тем, чтобы опрыскивание равномерно покрывало весь листовой диск тонким слоем. Если капли скапливаются в стоячую воду на листе, уменьшите объем прививки, чтобы избежать переувлажнения.
    2. Суспензию конидии высушить на листе на воздухе в течение 30 минут в стерильных условиях (например, в колпаке с ламинарным потоком).
    3. Перенесите 10 личинок2-го возраста в каждый контейнер с помощью тонкой кисти для рисования и запечатайте каждый стеклянный контейнер для выращивания двумя слоями парапленки.
    4. Сделайте ~30 маленьких отверстий с помощью штифта #00 для насекомых (Таблица материалов) для вентиляции.
    5. Инокулируйте контейнер при температуре 25 ± °C в инкубаторе с относительной влажностью ~70% и фотопериодом L:D = 12 ч: 12 ч.
    6. Наблюдайте и записывайте смертность трипсов чили под стереомикроскопом при 10-кратном увеличении ежедневно в течение 7 дней.
    7. Храните мертвых личинок внутри стеклянной емкости для наблюдения за микозом и подтверждения инфекции EPF.

5. Биоанализ выбранных изолятов EPF

ПРИМЕЧАНИЕ: Либо наиболее вирулентный изолят EPF, либо несколько изолятов с высокой вирулентностью могут быть выбраны для дозозависимого биоанализа против трипсов чили. Для оценки взаимосвязи между дозой и патогенностью использовали три различные концентрации конидий, в диапазоне от10,6 до 10,8 конидий/мл.

  1. Приготовление суспензии конидии
    1. Восстановите выбранный изолят EPF, следуя шагу 3.1.
    2. Приготовьте три концентрации суспензий конидий (10,6, 10,7 и 10,8 конидий/мл), как описано в шаге 3.2.
  2. Подготовка личинок2-го возраста
    1. Соберите личинок второго возраста, следуя шагу 4.1, чтобы получить вновь появившихся взрослых особей.
  3. Подготовка емкости для инокуляции
    1. Выполните шаг 4.2. Для приготовления прививки приготовьте емкость, содержащую диски листьев черники, погруженные в воду агара.
  4. Посев и наблюдение за EPF
    1. Проведите инокуляцию EPF с тремя концентрациями суспензии конидий, как описано в шаге 4.3.

6. Статистический анализ

  1. Расчет смертности
    1. Преобразуйте данные о смертности каждого штамма грибов с помощью преобразования Арксина перед проведением одностороннего дисперсионного анализа (ANOVA) для оценки различий между методами лечения грибов (уровень значимости установлен как p < 0,05).
    2. Проведите апостериорное сравнение средних значений лечения с использованием теста Тьюки на честную значимую разницу (HSD).
  2. Расчет медианы летального времени (LT50) и медианной летальной концентрации (LC50)
    1. Рассчитайте медианное летальное время (LT50) и медианную смертельную концентрацию (LC50) с помощью регрессионного анализа Probit.
    2. Создайте и заполните переменные с именами «всего», «реакция» и «продолжительность» (для LT50) или «концентрация» (для LC50) с наблюдаемыми данными в программном интерфейсе.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Если кумулятивная смертность не превышает 50% в течение периода наблюдения, значения LT50 и/или LC50 не могут быть надежно оценены.
    3. Выполнение анализа Probit, перейдя в раздел Анализ | Регрессия | Пробит. Установите «total» как общее количество протестированных насекомых, «response» — как количество мертвых насекомых, а «duration» или «concentration» — как ковариату. Установите уровень значимости для коэффициента неоднородности на 0,05, нажав Параметры и установив Уровень значимости для использования коэффициента неоднородности на 0,05.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Экспериментальная блок-схема, представленная в этом исследовании, показала, что может быть создана стабильная система выращивания стручкового трипса, начиная с полевого сбора и заканчивая скринингом вирулентности изолятов EPF (рис. 1). Несмотря на то, что морфологическое наблюдение позволяет отличить трипсов чили от других цветочных трипсов, использование частичной последовательности COI в качестве молекулярного маркера, включая размер ампликона ПЦР и секвени...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Стручковый трипс является глобально значимым вредителем, поражающим многочисленные экономически важные культуры, такие как кукуруза, арахис, перец, соя, клубника, сладкий картофель и помидоры 1,11,19. Современные стратегии борьбы основаны на комплексных подходах, включающих культурные практики, агенты биологического контроля и химические обработки, включая использование естественных врагов, нема...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы заявляют, что в данной работе нет конфликта интересов.

Благодарности

Мы выражаем особую благодарность господину Линю, Хуанф-Жэню из черничной фермы Хуми (район Вуфэн, город Тайчжун), который предоставил растения голубики. Это исследование было поддержано 113-2313-B-005 -024 -MY3 от Национального совета по науке и технике (NSTC).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
#00 Булавка для насекомыхЭнтосфинкс DMM0220Сделано в Великобритании
Центрифужная пробирка объемом 1,5 млКорнинг инкорпорейтедMCT-175-CСделано в США
10 μ L Контур инокуляцииНЕСТ Научный718201Сделано в США
100.н. Лестница ДНК IIIГенеаидДЛ007Сделано на Тайване.
2x SuperRed PCR Master MixБиоинструментыТЭ-СР01Сделано на Тайване
Чашка Петри 6 смАльфа Плюс Сайнтикал16021Сделано на Тайване
агарБиоман СайентификАГР001.1Степень по микробиологии
агарозаБиоман СайентификПБ1200Сделано на Тайване
BioGreen Safe DNA Гелевый буферБиоман СайентификSDB001TСделано на Тайване
Набор для высокоскоростной экстракции ткани Easy DNAФишер БиотекЭТ-100https://www.fisherbiotec.com.au/wp-content/uploads/2021/11/FB-EDNA-DNA-Kits-flyer-11Nov21.pdf (Сделано в Австралии)
Передний праймер: LCO 1490Геномика ПО-PR220919G6Последовательность: 5'-GGT CAA CAA ATC ATA AAG ATA TTG G-3'
Набор для геля/ПЦР GenepHlowГенеаидДФХ300http://www.protech-bio.com/UserFiles/file/Gene-Spin%20Genomic%20DNA%20Kit.pdf
Контейнер для выращивания стекла Компания «Саншайн Лаб Экипировка»Размеры: 35 мм в высоту, 45 мм в внутренний диаметр. Может быть использован любым размером из пластика или стеклянной чашки.
гемоцитометрПауль Мариенфельд640030Сделано в Германии
инкубаторХипоинтФ740Сделано на Тайване
Резчик кожиНастоящая мастерская ручной работыhttps://shopee.tw/jj891004? categoryId=100636& entryPoint=ShopByPDP& itemId=16023929406
Термоамплификатор MiniAmpThermo Fisher ScientificА37834Сделано в США
Оптический микроскоп Компания Nikon  Ки-ЛСделано в Японии
кисть для рисованияКомпания по производству щеток Tian Cheng4716608400352Может быть заменена акварельной кистью с тонким наконечником, эквивалентной размеру 0 или 1 круглой кистью.
бумажное полотенцеМайский цветокBLS007-8Сделано на Тайване
Парапленка МБемисПМ-996Сделано в США
пеллетный пестикБиоман СайентификГТ100РСделано на Тайване
Обратный праймер: HCO 2198Геномика ПО-PR220919G6Последовательность: 5'-TAA ACT TCA GGG TGA CCA AAA AAT CA-3'
Бульон из декстрозы SabouraudHiMediaМН033-500ГСделано в Индии
СтереомикроскопСоптопСЗН71Сделано на Тайване
Буфер TAE 50XБиоман СайентификTAE501000Сделано на Тайване
Подросток 80PanReac AppliChem142050.1661Сделано на Тайване
сумка на молнииКомпания Wenchen Plastic1809000061Размер: 12 см в ширину и 17 сантиметров в длину. (Сделано в Тайване)

Ссылки

  1. Kumar, V., Kakkar, G., McKenzie, C. L., Seal, D. R., Osborne, L. S. Weed and pest control-conventional and new challenges. , 53-77 (2013).
  2. Hoddle, M. Scirtothrips dorsalis (chilli thrips). CABI Compendium. , Wallingford, CT, USA. (2022).
  3. Liburd, O. E., Panthi, B. R., Phillips, D. A. Chilli thrips on blueberries in Florida: ENY2053/IN1298. EDIS. 2020 (6), (2020).
  4. Gopal, K., Krishna Reddy, M., Reddy, M., Muniyappa, V. Transmission of peanut yellow spot virus (PYSV) by thrips, Scirtothrips dorsalis Hood in groundnut. Arch Phytopathol Plant Prot. 43 (5), 421-429 (2010).
  5. Prasada Rao, R., et al. The host range of tobacco streak virus in India and transmission by thrips. Ann Appl Biol. 142 (3), 365-368 (2003).
  6. Chang, J. C., et al. Construction and selection of an entomopathogenic fungal library from soil samples for controlling Spodoptera litura. Front Sustain Food Syst. 5, 596316(2021).
  7. Yang, C. J., Nai, Y. S. Assessment of aphidicidal effect of entomopathogenic fungi against mustard aphid, Lipaphis erysimi (Kalt.). J Vis Exp. (197), e65312(2023).
  8. Liu, Y. C., et al. Isolation and selection of entomopathogenic fungi from soil samples and evaluation of fungal virulence against insect pests. J Vis Exp. (175), e62882(2021).
  9. Aristizábal, L., Chen, Y., Cherry, R., Cave, R., Arthurs, S. Efficacy of biorational insecticides against chilli thrips, Scirtothrips dorsalis (Thysanoptera: Thripidae), infesting roses under nursery conditions. J Appl Entomol. 141 (4), 274-284 (2017).
  10. Francis, J. R., Manchegowda, H. K. Molecular phylogenetic identification of Metarhizium and Beauveria and their bio-efficacy against chilli thrips, Scirtothrips dorsalis. Int J Trop Insect Sci. 43 (3), 909-918 (2023).
  11. Arthurs, S. P., Aristizábal, L. F., Avery, P. B. Evaluation of entomopathogenic fungi against chilli thrips, Scirtothrips dorsalis. J Insect Sci. 13 (1), 31(2013).
  12. Subramaniam, M. S. R., Babu, A., Deka, B. Lecanicillium lecanii (Zimmermann) Zare & Gams as an efficient biocontrol agent of tea thrips, Scirtothrips bispinosus Bagnall (Thysanoptera: Thripidae). Egypt J Biol Pest Control. 31, 1-14 (2021).
  13. Panyasiri, C., et al. Control efficacy of Purpureocillium lilacinum against chilli thrips (Scirtothrips dorsalis) on chili plant. Insects. 13 (8), 684(2022).
  14. Perera, M., Senanayake, N., Dissanayake, D. Evaluation of Amblyseius swirskii (predatory mite) and Orius laevigatus as biological control agents of chilli thrips (Scirtothrips dorsalis). Ceylon J Sci. 50 (4), 541(2021).
  15. Han, D., et al. Effect of pupation environment on pupal development and eclosion of chilli thrips (Thysanoptera: Thripidae). Environ Entomol. 54 (1), 223-230 (2025).
  16. Tatara, A. Effect of temperature and host plant on the development, fertility and longevity of Scirtothrips dorsalis Hood (Thysanoptera: Thripidae). Appl Entomol Zool. 29 (1), 31-37 (1994).
  17. Kumar, V., Seal, D. R., Osborne, L. S., McKenzie, C. L. Coupling scanning electron microscopy with DNA barcoding: a novel approach for thrips identification. Appl Entomol Zool. 49, 403-409 (2014).
  18. Silva, R., et al. Seasonal abundance of cotton thrips (Thysanoptera: Thripidae) across crop and non-crop vegetation in an Australian cotton-producing region. Agric Ecosyst Environ. 256, 226-238 (2018).
  19. Venette, R., Davis, E. Chilli thrips/yellow thrips, Scirtothrips dorsalis Hood (Thysanoptera: Thripidae) mini pest risk assessment. , Univ Minnesota Tech Bull. (2004).
  20. Mandi, N., Senapati, A. Integration of chemical, botanical and microbial insecticides for control of thrips, Scirtothrips dorsalis Hood infesting chilli. J Plant Prot Sci. 1 (1), 92-95 (2009).
  21. Samota, R., Jat, B., Choudhary, M. D. Efficacy of newer insecticides and biopesticides against thrips, Scirtothrips dorsalis Hood in chilli. J Pharmacogn Phytochem. 6 (4), 1458-1462 (2017).
  22. Panthi, B. R., Renkema, J. M., Lahiri, S., Liburd, O. E. The short-range movement of Scirtothrips dorsalis (Thysanoptera: Thripidae) and rate of spread of feeding injury among strawberry plants. Environ Entomol. 50 (1), 12-18 (2021).
  23. Priyanka, T., et al. Biology and morphometrics of Thrips parvispinus (Karny) (Thysanoptera: Thripidae) on chilli, Capsicum annuum L. Pest Manag Hortic Ecosyst. 30 (1), 85-92 (2024).
  24. Hemalatha, S., Ramaraju, K., Jeyarani, S. Evaluation of entomopathogenic fungi and delivery methods for management of thrips in chillies. Int J Veg Sci. 23 (3), 246-259 (2017).
  25. Xu, X. M., Guerin, L., Robinson, J. Effects of temperature and relative humidity on conidial germination and viability, colonization and sporulation of Monilinia fructigena. Plant Pathol. 50 (5), 561-568 (2001).
  26. Lee, S. J., et al. Transcriptional response of bean bug (Riptortus pedestris) upon infection with entomopathogenic fungus, Beauveria bassiana JEF-007. Pest Manag Sci. 75 (2), 333-345 (2019).
  27. Yang, Y. -T., et al. Up-regulation of carbon metabolism-related glyoxylate cycle and toxin production in Beauveria bassiana JEF-007 during infection of bean bug, Riptortus pedestris (Hemiptera: Alydidae). Fungal Biol. 120 (10), 1236-1248 (2016).
  28. Qayyum, M. A., et al. Entomopathogenic fungi: prospects and challenges. Entomopathogenic Fungi: Prospects and Challenges. , 57-79 (2024).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Создание системы выращивания чили трипсов (Scirtothrips dorsalis hood) для скрининга вирулентности энтомопатогенных грибов
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.