Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Трансляционно-релевантная модель резекции опухоли для доклинических моделей плоскоклеточной карциномы у мышей

733 просмотров

⸱

DOI:

10.3791/68621

⸱

3 апреля 2026 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Katz Department of Oral and Maxillofacial Surgery, The University of Texas Health Science Center at Houston, School of Dentistry, 2Department of Head and Neck Surgery, The University of Texas MD Anderson Cancer Center, 3Department of Bioengineering, Rice University

В этой статье

Краткое содержание

Здесь показан уникальный метод хирургического удаления плоскоклеточных карциномных опухолей полости рта, установленных в полости рта.

Аннотация

В настоящее время первой линией лечения наиболее распространённой формы плоскоклетичной карциномы головы и шеи (HNSCC) — плоскоклеточной карциномы полости рта (OSCC) — является хирургическая резекция, за которой следует лечение, адаптированное к риску, такое как химиолучевая терапия. Однако с нынешним уровнем ухода и даже появлением новых методов лечения, таких как блокада контрольно-пропускных пунктов, общая выживаемость при заперекоченных, рецидивирующих заболеваниях остаётся высокой, а распространённость рака головы и шеи, по прогнозам, будет продолжать расти в ближайшие годы. Поэтому необходимо более глубокое изучение современных стандартов ухода, а также новых терапевтических средств, чтобы адаптировать потенциальные и перспективные варианты лечения пациентам с HNSCC. Для оценки безопасности и эффективности возможных лечебных вмешательств используются доклинические модели. К сожалению, современные доклинические модели не полностью отражают хирургическую процедуру, которую проходят многие пациенты, поскольку она в основном включает нехирургические методы лечения, такие как лучевая терапия, химиотерапия или иммунотерапия. Кроме того, существующие хирургические модели ограничены дополнительными реагентами, необходимыми для установления опухолей в ортотопных участках, и необходимостью микрохирургии для удаления опухоли. Это требует создания усовершенствованных и упрощённых доклинических моделей для изучения терапевтических средств и получения представления о рецидиве локорегиональных опухолей и устойчивости к лечению. В этой статье описывается новая сингенетическая клинически значимая ортотопическая модель субтотальной резекции мышиных мышей, которая повторяет стандарт ухода в OSCC. Эта модель упрощает существующие модели и приводит к измеряемому рецидиву после хирургической резекции опухолей слизистой слизистой щечи. Использование этой модели может дать ценные знания о рецидиве опухоли и устойчивости к лечению у пациентов с OSCC. Создание этой доклинической модели открывает путь для дальнейших исследований того, как OSCC реагирует на адъювантные терапии после резекции, фиксируя состояние опухоли в клинически значимом окне, в которое пациенты обычно начинают последующие процедуры.

Введение

Злокачественные опухоли, возникающие в гортани, глотке, гипофаринксе, носовой полости, слюнных железах и полости рта, классифицируются как рак головы и шеи. Плоскоклеточный карцинома головы и шеи (HNSCC), который составляет более 90% таких случаев, развивается из плосколепных эпителиальных клеток, выстилающих этианатомические участки. 1. Более конкретно, плоскоклеточная карцинома полости рта (ОССК) — это злокачественное образование, ограниченное областью полости рта. В 2022 году рак головы и шеи занимал шестое место по распространённости в мире: по оценкам, по оценкам, по всему миру зарегистрировано 947 000 новых случаев, а ежегодно — 482 000смертей.

Хирургическая резекция обычно является методом лечения рака головы и шеи первой линии, включая OSCC, часто после которой следует химиолучеваятерапия 1,3,4. Хотя эти стандартные методы лечения потенциально лечебны в локально ограниченных случаях или ранних стадиях, у пациентов с OSCC сохраняется высокий уровень локорегиональных и дальних рецидивов. Фактически, менее двух третей пациентов с OSCC выживают дольше пяти лет и испытывают значительные побочныеэффекты 5,6,7. Появляется всё больше доказательств того, что травматический стресс, возникший во время операции, запускает физиологические процессы, связанные с повреждением тканей и заживлениемран 8,9. Кроме того, исследования также показали, что хирургическая резекция способствует иммунологической дисфункции, что, в свою очередь, может способствовать рискурецидива 10.

Несмотря на то, что большинство пациентов проходят хирургическую резекцию в качестве первой линии терапии для OSCC, в настоящее время сохраняется потребность в соответствующих доклинических ортотопических моделях резекции для OSCC, которые стандартизируют установление опухолей и субтотальную резекцию, а также сохраняют соответствующие иммунологические механизмы рецидива опухоли для создания критического контекста для исследований в этойобласти 11, 12,13. Предыдущие исследования, описывающие модели резекции на животных, включают модель резекции опухоли молочной железы 4T1, которая использовалась для изучения иммуносупрессивных эффектовхирургического вмешательства 14. Для исследований в OSCC было описано использование гетеротопической модели субтотальной резекции опухоли MOC1-OVA вмышином боку 15. В ортотопических участках использование клеточной линии ВПЧ орофарингеальной SCC mEERL95 применялось для установления субментальных опухолей с целью моделирования резекции и рецидива, а также хирургического переноса дренажных лимфатических узлов наивным мышам для дальнейшегоизучения 16. Также сообщалось о соответствующих ортотопических исследованиях, изучающих рецидив у иммунодефицитныхмышей 13.

Здесь представлен недавно установленный протокол для иммунокомпетентной, сингенетической ортотопической доклинической модели OSCC стандартной операции по резекции опухоли и рецидива, наблюдаемой в течение недели после резекции. Эта процедура ещё больше упрощает существующие модели, проводя удаление опухоли без микрохирургии и используя мышиную линию рака полости рта (MOC2), которая не требует добавления клеточной или базальной мембраны для установления опухолей.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Следующая процедура, а также содержание и содержание животных, проводились в Центре лабораторной медицины и ухода за животными при Медицинском научном центре Университета Техаса в Хьюстоне (UTHealth) в координации с институциональным Комитетом по благополучию животных. Соответствующий протокол был утверждён Институциональным комитетом по уходу и использованию животных (IACUC) и соответствует принципам и этическим нормам, изложенным в политике Службы общественного здравоохранения США по гуманному уходу и использованию лабораторных животных. Пожалуйста, следите за соблюдением всех правил, установленных местным IACUC, и обеспечьте соблюдение одобренного IACUC протокола использования животных (или его эквивалента) перед переходом к следующим разделам. Реагенты и используемое оборудование перечислены в Таблице материалов.

1. Установление ортотопических опухолей слизистой полости рта в щечной слизости

ПРИМЕЧАНИЕ: Для этого конкретного протокола для установления опухолей17 использовались клетки MOC2. Однако могут использоваться и другие клеточные линии или типы. Количество опухолевых клеток, необходимое для формирования опухолей in vivo , зависит от клеточной линии и должно быть оптимизировано до инокуляции для хирургического вмешательства.

  1. Когда культура опухолевых клеток достигает примерно 80% слияния, собирайте клетки путём аспирации и удаления культурных сред.
  2. Для удаления оставшейся сыворотки промывайте клетки фосфатно-буферным физиологическим раствором (PBS) без магния и кальция, объёма, достаточного для полного покрытия поверхности сосуда (например, колбы) присоединёнными клетками.
  3. Добавьте 0,05% трипсина в колбу для культуры, чтобы достаточно покрыть дно колбы. Инкубировать клетки при 37 °C с 5%CO2 примерно 5 минут для отсоединения клеток.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Инкубационный период, необходимый (2-15 минут) для отделения клеток, может варьироваться в зависимости от используемой клетки (то есть клеточной линии). Однако длительное воздействие трипсина может нанести вред клеткам. Если требуется дополнительное время для достаточного отслоения клеток, периодически и внимательно следите за клетками.
  4. После наблюдения отслоения клеток закалите не менее чем в 2 раза больше объёма трипсина, используемого в полной среде (например, для 5 мл трипсина закалите не менее 10 мл полной среды).
  5. Центрифугуйте суспензию ячейки при 350 x g в течение 5 минут при комнатной температуре и аспирируйте супернатант.
  6. Повторно подвесьте в холодном PBS и примите аликвот для подсчёта. Повторите шаги 1.5-1.6 для дополнительной промывки, чтобы удалить оставшиеся материалы.
  7. Используя дополнительные PBS, отрегулировать оптимальную концентрацию клеток для инокуляции (то есть 3 x 104 MOC2 клетки на 30 мкл объёма). Держите ячейку на льду до готовности к использованию.
  8. Анестезия мыши с помощью 1%-3% изофлурана, дополнительного кислородом 1,5 л/мин в камере для мелких животных.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Удаление волос не обязательно, но рекомендуется на данном этапе для визуализации места прививки и улучшения консистенции прививки. Если удаление на этом этапе, следуйте инструкциям из шагов 3.3-3.5.
  9. Тщательно перемешайте суспензию клеток для равномерного распределения клеток и соберите их в шприце с инсулином объемом 0,3 мл.
  10. Удерживать седативную мышь, одной рукой обхватывая её заднюю шею так, чтобы передняя сторона мыши была обращена к проводнику, а голова — вверх, чтобы рот был открыт и доступен.
  11. Аккуратно введите шприц в открытый рот под углом вниз к левому нижнему нижнему вестибюлю нижней челюсти. Продолжайте вводить иглу через нижнюю слизистую слизистую область.
  12. Введите в эту область 30 мкл суспензии клетки, аккуратно вынимите шприц, удерживайте это положение 5 секунд, затем медленно убирайте шприц, чтобы избежать дополнительной суспензии клеток при извлечении.
  13. Убедитесь, что мышь находится в нормальном физическом и поведенческом состоянии после прививки.
  14. Отслеживайте вес и рост опухоли мыши с помощью баланса и цифровых суппортов соответственно. Регулярно следите за развитием опухоли, 2 раза в неделю или согласно заданному протоколу.

2. Подготовка материалов для операции

ПРИМЕЧАНИЕ: Настоятельно рекомендуется присутствовать как минимум один хирург или хирургический ассистент для помощи в организации и организации на протяжении всей процедуры с целью поддержания стерильности.

  1. Выберите чистую процедурную комнату с закрытой дверью и ограниченным трафиком.
  2. Предварительно подогрейте новую клетку с чистым, сухим постельным бельём и гнездом бумажных полотенец, частично положив её поверх электрического обогревателя.
  3. Нагрейте стерилизатор до рабочей температуры (250-265 °C).
  4. Установите индукционную камеру с изофлураном и портативное анестезиологическое устройство с соответствующим носовым конусом и подключите к изофлурану, кислороду и соответствующей системе отбора.
    ПРИМЕЧАНИЕ: При использовании индукционной камеры анестезируйте мышей при температуре примерно 3% изофлурана. При использовании носового конуса анестезируйте мышей изофлураном 1%–2%.
  5. Включите хирургическую площадку, нагреваемую водой, до 38,9 °C и закрепите источник изофлурана в голове площадки.
  6. Дезинфицируйте рабочую поверхность и хирургическую прокладку дезинфицирующим средством и накройте рабочее пространство чистой подкладкой.

figure-protocol-1
Рисунок 1: Выбранные хирургические инструменты и материалы для удаления опухоли. (1) хирургические перчатки, (2) драпировка, (3) марлевый накладок, (4) шприц для инсулина объемом 0,3 мл, (5) полотенец, (6) полотенец, (7) лезвие для скальпеля, (8) скальпель без лезвия, (9) гемостат Хартмана, (10) гемостатические щипцы для комаров, (11) микродиссектирующие ножницы, (12) микродиссектирующие щипцы, (13) щипцы Брауна-Адсона, (14) микродиссектирующие щипцы, (15) аппликаторы на ватном наконечнике, (16) триммер, (17) 4-0 покрытый викриловый шов, (18) 0,25% бупивакаин и (19) мазь для глаз. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этой фигуры.

3. Подготовка животного к операции

  1. Взвесьте мышь за 24 часа до процедуры, чтобы определить подходящую дозировку анестезии и обезболивающего препарата согласно установленному протоколу.
  2. Анестезируйте мышь в индукционной камере примерно 2 минуты, а затем введите обезболивающие не менее чем за 30 минут до операции. Это следует вводить подкожно в затылок шеи мыши.
  3. Если это не было сделано ранее во время прививки или если ранее очищенные волосы начали восстанавливаться, нанесите небольшое количество крема для удаления волос с помощью апликатора с ватным наконечником непосредственно к волосам в месте резекции опухоли, с достаточными краями, чтобы волосы не попадали в разрезное пространство во время процедуры.
  4. Дайте крему постоять примерно 10 секунд и протирайте волосы сухой, чистой марлей.
  5. Удалите оставшийся крем с участка марлей, смоченной физиологическим раствором или водой, затем высушите участок сухой, чистой марлей.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Удаление волос с помощью электронного триммера является приемлемым, но менее предпочтительным альтернативным методом, так как кожа вокруг головы и шеи может быть тонкой и нежной. При использовании триммера обязательно избегайте чувствительных участков, таких как глаза, и держите кожу напряжённой, чтобы избежать нежелательных травм мыши.
  6. Вводите системные обезболивающие подкожно и местные обезболивающие в место разреза.
  7. Положите анестезированную мышь на грелку, лежа на спине, передней стороной вверх. Его нос должен находиться прямо внутри носовой крышки конуса.
  8. Нанесите небольшое количество (то есть достаточное, чтобы покрыть глаз) стерильной смазочной мази для глаз на каждый глаз мыши, чтобы предотвратить пересыхание глаз во время процедуры.
  9. С помощью чистого аппликатора с ватным наконечником прочистите место резекции 70% изопропиловым спиртом, затем трижды введите 10% йод, обязательно удаляя йод после последнего прохода 70% изопропиловым спиртом.
  10. Надевая стерильные перчатки и соответствующие средства индивидуальной защиты (халат, чехол для волос), подготовьте стерильное поле размером не менее 18"W x 26"L и разложите все необходимые инструменты и материалы (стерильная хлопковая марля, стерильные ватные палочки, стерильный физиологический раствор, апликаторы изопропилового спирта, хирургические инструменты) (Рисунок 1).
  11. Накройте мышь стерильным штором и вырежьте отверстие сразу над местом резекции стерильными ножницами.

4. Хирургическое удаление установленных опухолей полости рта

ПРИМЕЧАНИЕ: В течение всей процедуры хирург или ассистент должен проверять дыхание и рефлексы мыши, чтобы обеспечить надлежащее насыщение кислородом во время анестезии. Корректируйте изофлуран в соответствии с ветеринарными рекомендациями и институциональной политикой по мере необходимости.

  1. С помощью нового хирургического скальпеля создайте субчелюстный разрез чуть ниже опухоли и вдоль левой линии челюсти, занимающий длину опухоли (рисунок 2A,B).
  2. Аккуратно используйте гемостаты Хартмана, чтобы расширить отверстие в сторону опухоли. При необходимости промазывайте всю кровь стерильной марлей.
  3. Найдите опухоль и используйте щипцы, чтобы удержать её на месте (рисунок 2B).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Ассистент может помочь с помощью щипцов для поддержания доступа к месту опухоли (то есть оттягивать кожу).
  4. Хирургическими ножницами перерезайте основание опухоли, чтобы резецировать все видимые участки (рисунок 2C). Переместить кожу над урезанным участком опухоли и закрыть разрез четырьмя-шестью прерванными швами, используя 4-0 долговечных викриловых швов (рисунок 2D).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Будьте осторожны, чтобы не закреплять швы слишком плотно, чтобы сохранить кожу, не причиняя дополнительной вреда мышам, а также предотвратить возможные травмы при дальнейшем снятии швов.
  5. Для дальнейших операций очистите поверхности хирургических инструментов 70% изопропиловым спиртом и поместите их в нагретый бусиновый стерилизатор на 10-15 секунд перед каждым следующим использованием. Один и тот же набор инструментов может использоваться для проведения операций на до 5 мышах или, согласно институциональным рекомендациям и практикам.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Удаленные опухоли могут быть отброшены или взяты для обработки и дальнейшего анализа (например, фиксация для гистологии и визуализации; диссоциация тканей и иммунное окрашивание для анализа фенотипирования проточной цитометрии, согласно специальному экспериментальному плануисследования 18,19 (рисунок 2E).

figure-protocol-2
Рисунок 2: Опухоли полости рта, образовавшиеся трансорально через нижнюю слизистую слизистую область, могут быть удалены субнижнечелюстным подходом без осложнений заживления. (A) Установленная опухоль (красная стрелка) в полости рта. (B) Поднижний нижний разрез, обнажающий опухоль. (C) Удаленная опухоль. (D) Закрытие раны с множественными прерванными викрилными швовами. (E) Удаленная опухоль. (F) Краткая схема трансоральной прививки. Изображение создано в BioRender. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этой фигуры.

5. Уход после резекции

  1. После закрытия разреза отключите поток анестезии до 0% и продолжайте толькоO 2 при 1,5 л/мин, пока мышь не начнёт приходить в сознание (менее 5 минут). Если мышь остаётся неподвижной и не реагирует несколько минут, обратитесь к институциональной политике по ветеринарному вмешательству.
  2. Аккуратно перенесите мышь в заранее нагретую клетку. Продолжайте наблюдать за мышью на предмет послеоперационного сознания и подвижности. К 10 минутам он должен полностью прийти в сознание и подвижность.
  3. Проводить ежедневный послеоперационный мониторинг в соответствии с утверждённым протоколом и институциональной политикой.
  4. Сразу после операции обеспечьте мыши «мягкую» пищу, помещая гранулы, замоченные в воде, в доступном контейнере (например, пластиковой весовой лодке) прямо в клетку. Если осложнений не возникнет, мышь может вернуться к обычному твёрдому корму при следующем обычном кормлении.
  5. Следите за мышами два раза в день в первые 48 часов (2 дня) и один раз в день минимум 96 часов (4 дня) после операции. Затем возобновите обычный график мониторинга (то есть 2 раза в неделю).
  6. На 7-й день после операции снять швы под наркозом, стараясь не порезать и не травмировать мышей.
  7. Продолжайте мониторинг мышей и, когда они достигнут гуманного уровня, гуманно усыплять животных в соответствии с утверждёнными протоколами эвтаназии и Американской ветеринарной медицинской ассоциацией.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Статистический анализ кинетики роста опухолей и выживаемости животных являются релевантными показателями для этой методологии. Для кривых выживаемости Каплана-Майера статистический анализ с использованием теста log-rank/Mantel-Cox проводился с помощью программного обеспечения для статистического анализа. Для кривых роста опухолей использовался тест множественных сравнений Шидака с помощью двустороннего анализа ANOVA для сравнения размеров опухолей между нерезекционными и резекционными группами. P-значения менее 0,05 считались значимыми.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Наблюдения от слизистой слизистой слизисти мыши MOC2
С помощью клеточной линии MOC2 опухоли были установлены в слизистой слизистой ротовой полости мыши (рисунок 2A-F). Выявленные первичные опухоли были удалены при размере опухоли 25-36мм 2. После резекции мыши обычно восстанавливались полной подвижностью в течение 5-10 минут. Мыши затем проходили наблюдение для послеоперационного наблюдения для...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

В этой статье описывается простая процедура установления и субполной резекции опухолей в слизистой слизистой полости рта у мышей. Предыдущие исследования также показали возможность установления опухолей через мышиной язык, слизистую или дно рта для анализа резекционных опухолей, а также для изучения последующих локальных рецидивов и региональных и дальних метастазов, каждое из которых имеет свои ограничения12,13. Однако этот неда...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Ни одного.

Благодарности

Эта работа была профинансирована компанией 1R21DE034543 (NIH-NIDCR). Мы также благодарим административный, ветеринарный и обслуживающий персонал Центра лабораторной медицины и ухода за животными UTHealth за их поддержку и заботу.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
0,05% трипсинКорнинг25-052-CL0,53 мМ EDTA, 1 X [-] бикарбонат натрия 
0,25% инъекция бупивакаина HClМакКессон10772802,5 мг/кг-1 мг/кг, ID/SC 20-30 мкл
0,9% хлорида натрия, USPМакКессон1617365 мл/кг, SC, внутривенный 1,5 мл
Игла 23 GБектон, Дикинсон и компания [МакКессон]402
4-0 покрытый ВикрилМакКессон100700
Конические трубки объемом 50 млThermo Scientific33965
Впитывающие накладкиVWR115-0684
Спиртовой мазок изопропиловый спирт 70%Бектон, Дикинсон и компания [VWR]326895
Самозапечатывающийся подсумок Autoclave 5 и frac14; ” x 10"  МакКессон960944
БалансОхаус [VWR]30253019
Bioclave MiniBenchmark ScientificB4000-M
Щипцы Брауна-АдсонаROBOZ [VWR]RS-5231
Аппликатор с хлопковым наконечником, стерильный 6 дюймовМакКессон999736
Физиологический раствор Dulbecco's Phophate Buffered / ModifiedЦитиваSH30028.02[-] кальций, [-] магний
Ethiqa XRÒ*Fidelis Animal HealthNDC 86084-100-303,25 мг/кг SC
Универсальный драпировкаМакКессон68107
Стеклянный бусиновый стерилизаторVWR75999-324
Стеклянные бусиныVWR75999-332
Гемостаты ХартманаТонкие научные инструменты [VWR]13003-10
Высококачественное портативное анестезиологическое устройствоPatterson Veterinary07-8915662
Изофлуран, USPМакКессон8032504-5% индукции, 1-3% обслуживания
MedLEDÒ Хром (фара)KLS MartinML-MC7-HT-HK-X21
Микродиссектирующие щипцыROBOZ [VWR]RS-5174
Ножницы для микропрепарированияROBOZ [VWR]RS-5914
Шприцы Monoject InsulinКардинал Хелс [МакКессон]8881600145
Гемостатические щипцы для комаровROBOZ [VWR]RS-7100
Крем Nair для удаления волосЦерковь и Dwight Co., Inc.
Держатель для иглыROBOZ [VWR]RS-7154
Раствор для подготовки PVP 10% повидон йодМакКессон911740
СкальпельROBOZ [VWR]RS-9843
Скальпельные лезвия из углеродистой стали No 10МакКессон862685
Подогреваемая площадка для мелких животныхK& H Pet Products [Amazon]9 x 12 дюймов 20 Вт
Маленькая мышиная камераPatterson Veterinary07-893338
Маленький носовой конусPatterson Veterinary78909681
Steri-DrapМакКессон5713
Стерильные марлевые подушечки 2" x2" – 12 ПЛАНЕРЫКорпорация Dukal [Amazon]ССЫЛКА: 1212
Стерильная смазочная мазь для глазМакКессон730979
Хирургические перчаткиМакКессон20-2070N
Шприц 1ccМакКессон1065984
Отслеживаемые цифровые суппорты из углеродного волокнаФишер Бранд15-077-957
Комплект триммераWAHL [Amazon]BravMini

Ссылки

  1. Klein, J. D., Grandis, J. R. The molecular pathogenesis of head and neck cancer. Cancer Biol Ther. 9 (1), 1-7 (2010).
  2. Lee, A. M., Weaver, A. N., Acosta, P., Harris, L., Bowles, D. W. Review of current and future medical treatments in head and neck squamous cell carcinoma. Cancers (Basel). 16 (20), 3488(2024).
  3. Liu, Y., Zhang, N., Wen, Y., Wen, J. Head and neck cancer: Pathogenesis and targeted therapy. MedComm (Beijing). 5 (9), e702(2024).
  4. Qiao, X., et al. The evolving landscape of PD-1/PD-L1 pathway in head and neck cancer. Front Immunol. 11, 1721(2020).
  5. Bakos, O., Lawson, C., Rouleau, S., Tai, L. -H. Combining surgery and immunotherapy: turning an immunosuppressive effect into a therapeutic opportunity. J Immunother Cancer. 6 (1), 86(2018).
  6. Chaves, P., et al. Preclinical models in head and neck squamous cell carcinoma. Br J Cancer. 128 (10), 1819-1827 (2023).
  7. International Agency for Research on Cancer. Estimated number of new cases from 2022 to 2050, both sexes, age [0-85+]. Globocan. , World Health Organization. (2022).
  8. Bonomi, M., Patsias, A., Posner, M., Sikora, A. The role of inflammation in head and neck cancer. Adv Exp Med Biol. 816, 107-127 (2014).
  9. Tang, F., Tie, Y., Tu, C., Wei, X. Surgical trauma-induced immunosuppression in cancer: recent advances and the potential therapies. Clin Transl Med. 10 (1), 199-223 (2020).
  10. Tai, L. -H., et al. A mouse tumor model of surgical stress to explore the mechanisms of post-operative immunosuppression and evaluate novel perioperative immunotherapies. J Vis Exp. (85), e51253(2014).
  11. Kansal, V., Kinney, B. L. C., Schmitt, N. C. Characterization of the tumor microenvironment in the mouse oral cancer (MOC1) model after orthotopic implantation in the buccal mucosa. Head Neck. 46 (5), 1056-1062 (2024).
  12. Oweida, A. J., et al. Intramucosal inoculation of squamous cell carcinoma cells in mice for tumor immune profiling and treatment response assessment. J Vis Exp. (146), e59195(2019).
  13. Behren, A., et al. Development of an oral cancer recurrence mouse model after surgical resection. Int J Oncol. 36 (4), 849-855 (2010).
  14. Tai, L. -H., et al. Preventing post-operative metastatic disease by inhibiting surgery-induced dysfunction in natural killer cells. Cancer Res. 73 (1), 97-107 (2013).
  15. Sharon, S., et al. A platform for locoregional T-cell immunotherapy to control HNSCC recurrence following tumor resection. Oncotarget. 12 (13), 1201-1213 (2021).
  16. Mermod, M., et al. Mouse model of postsurgical primary tumor recurrence and regional lymph node metastasis progression in HPV-related head and neck cancer. Int J Cancer. 142 (12), 2518-2528 (2018).
  17. Judd, N. P., Allen, C. T., Winkler, A. E., Uppaluri, R. Comparative analysis of tumor-infiltrating lymphocytes in a syngeneic mouse model of oral cancer. Otolaryngol Head Neck Surg. 147 (3), 493-500 (2012).
  18. Cossarizza, A., et al. Guidelines for the use of flow cytometry and cell sorting in immunological studies (third edition). Eur J Immunol. 51 (12), 2708-3145 (2021).
  19. Gurina, T. S., Simms, L. Histology, staining. , StatPearls Publishing. (2025).
  20. Cognetti, D. M., Weber, R. S., Lai, S. Y. Head and neck cancer: An evolving treatment paradigm. Cancer. 113 (7 Suppl), 1911-1932 (2008).
  21. Anderson, G., et al. An updated review on head and neck cancer treatment with radiation therapy. Cancers (Basel). 13 (19), 4912(2021).
  22. Johnson, D. E., et al. Head and neck squamous cell carcinoma. Nat Rev Dis Primers. 6 (1), 92(2020).
  23. Friedman, J., et al. Neoadjuvant PD-1 immune checkpoint blockade reverses functional immunodominance among tumor antigen-specific T cells. Clin Cancer Res. 26 (3), 679-689 (2020).
  24. Zhou, S., et al. Neoadjuvant and adjuvant immunotherapy in the treatment of oral squamous cell carcinoma. J Biochem Mol Toxicol. 39 (3), e70199(2025).
  25. Shibata, H., Saito, S., Uppaluri, R. Immunotherapy for head and neck cancer: a paradigm shift from induction chemotherapy to neoadjuvant immunotherapy. Front Oncol. 11, 727433(2021).
  26. Saddawi-Konefka, R., et al. Lymphatic-preserving treatment sequencing with immune checkpoint inhibition unleashes cDC1-dependent antitumor immunity in HNSCC. Nat Commun. 13 (1), 4298(2022).
  27. Darragh, L. B., et al. Elective nodal irradiation mitigates local and systemic immunity generated by combination radiation and immunotherapy in head and neck tumors. Nat Commun. 13 (1), 7015(2022).
  28. Saddawi-Konefka, R., et al. Defining the role of immunotherapy in the curative treatment of locoregionally advanced head and neck cancer: Promises, challenges, and opportunities. Front Oncol. 11, 738262(2021).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Трансляционно-релевантная модель резекции опухоли для доклинических моделей плоскоклеточной карциномы у мышей
Свяжитесь с нами
Рекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

Авторские права © 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.