Методическая статья

Мышиная модель окклюзии мозгового венозного оттока путем двустороннего лигирования яремных вен

852 просмотров

⸱

DOI:

10.3791/68626

⸱

12 сентября 2025 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Institut du Cerveau-Paris Brain Institute-ICM, Hôpital de la Salpêtrière, INSERM, CNRS, Sorbonne Université, 2Inserm, UMRS-1144, Optimisation Thérapeutique en Neuropsychopharmacologie, Université Paris Cité, 3Department of Neurology, AP-HP, Hôpital Lariboisière, FHU NeuroVasc, 4Department of Neurology, Yale University School of Medicine, 5Department of Neuroradiology, AP-HP, Pitié-Salpêtrière Hospital

В этой статье

Краткое содержание

В этом протоколе подробно описан хирургический метод индуцирования окклюзии мозгового венозного оттока у мышей путем двустороннего лигирования внутренних и наружных яремных вен.

Аннотация

Лимфатические сосуды играют ключевую роль в поддержании гомеостаза жидкости и иммунном надзоре в тканях. На границе мозга мозговые оболочки содержат лимфатические сосуды, тесно примыкающие к венозным синусам. У людей идиопатическая внутричерепная гипертензия (ИБС) связана со стенозом дуральных венозных синусов, что позволяет предположить, что нарушения венозного оттока могут влиять на регуляцию мозговой жидкости и менингеальный лимфатический дренаж. Чтобы изучить эту взаимосвязь в контролируемых условиях, мы разработали мышиную модель окклюзии мозгового венозного оттока путем двустороннего лигирования как внутренних, так и наружных яремных вен (JVL). Этот хирургический протокол является воспроизводимым, неинвазивным и достигает высокого уровня успеха (98,4%) с ожидаемыми послеоперационными признаками, такими как отек лица и мозга, а также экстракраниальное сосудистое ремоделирование. Двухмерная времяпролетная (2D-TOF) МРТ-венография с последующей трехмерной (3D) реконструкцией подтвердила венозный застой вверх по течению. Эта модель позволяет лонгитюдно изучать последствия нарушения мозгового венозного оттока на цереброваскулярную архитектуру, лимфатическое ремоделирование и клиренс мозговой жидкости. Манипулируя сосудами на шее, JVL позволяет исследовать эти процессы без повреждения внутричерепных структур. Несмотря на анатомические различия между видами, JVL обеспечивает надежный и доступный подход к анализу взаимодействия между венозным оттоком, лимфодренажем и жидкостным гомеостазом в головном мозге.

Введение

Твердая мозговая оболочка — это самый внешний слой мозговых оболочек, который защищает головной и спинной мозг. Твердая мозговая оболочка обеспечивает структурную поддержку и функционирует как иммунная платформа, характеризующаяся специализированными сосудистыми сетями и разнообразными иммунными популяциями 1,2. Дуральные венозные синусы собирают кровь из всех вен головного мозга и направляют ее в яремные вены 3,4,5. Дуральные венозные синусы тесно соседствуют с MLV, с консервативными моделями между мышами и людьми 6,7,8,9,10. MLV способствуют дренажу мозговых жидкостей и обеспечивают транспортировку антигенов, макромолекул и иммунных клеток из мозговых оболочек в шейные лимфатические узлы 2,7,9,11,12.

Сужение (стеноз) синусов твердых мозговых вен приводит к нарушению мозгового венозного оттока и связано с неврологическими состояниями, такими как идиопатическая внутричерепная гипертензия (ИБГ) – заболевание, которое преимущественно поражает молодых женщин с избыточным весом и характеризуется повышенным внутричерепным давлением без четкой основной причины13,14. Пациентов с ИБС можно лечить с помощью эндоваскулярного стентирования, которое восстанавливает как физиологический отток мозговых вен, так и нормальное внутричерепное давление15.

Чтобы лучше понять роль венозного оттока в гомеостазе мозговой жидкости и участие MLV в этом процессе, мы разработали мышиную модель окклюзии мозгового венозного оттока путем двустороннего лигирования наружных и внутренних яремных вен. До сих пор не была описана мышиная модель стеноза дурального венозного синуса, а модели, которые приводят к внутричерепной окклюзии мозгового венозного оттока, повреждают представляющие интерес структуры дуральной мозговой оболочки 16,17,18. Кроме того, модели JVL, используемые для изучения регуляции внутричерепного давления, дренажа мозговой жидкости и ремоделирования сосудов твердой мозговой оболочки, в первую очередь были сосредоточены на перевязке только наружных яремных вен, что приводило к легким фенотипам без значимых исходов19,20. Предыдущие исследования продемонстрировали возможность перевязки как наружных, так и внутренних яремных вен; Тем не менее, описанные протоколы включают полную транссекцию сосудов после лигирования - этап, который увеличивает местную инвазивность и может исказить интерпретацию физиологических исходов, особенно тех, которые связаны с лимфатической цепью, учитывая тесные анатомические отношения между внутренними яремными венами и шейными лимфатическими сосудами на шее21,22.

В настоящей статье описан усовершенствованный хирургический протокол для JVL для индуцирования окклюзии мозгового венозного оттока у молодых взрослых самок мышей C57Bl6/J в возрасте 6-8 недель. Наш подход оригинален тем, что сочетает в себе внутреннюю и внешнюю перевязку яремных вен с систематическим анализом в несколько временных точек после операции, что позволяет нам точно определить последствия венозной гипертензии для ремоделирования сосудов и клиренса мозговой жидкости.

Протокол

Все процедуры in vivo соответствовали рекомендациям и институциональной политике INSERM и Комитета по уходу за животными и их использованию Парижского института мозга (APAFIS #34974-2022012017455126).

1. Перевозка и предварительная обработка животных

  1. Перенесите самок мышей C57Bl6/J в возрасте 6-8 недель и весом около 20 г в экспериментальную комнату.
    1. Каждой мыши вводят следующие подкожные инъекции с помощью игл инсулина (30-31 г):
      Бупренорфин 0,1 мг/кг (12,5 мкг/мл; 200 мкл).
      Карпрофен 20 мг/кг (50 мг/мл, разведенный 1:20 в стерильном 0,9 % NaCl; 200 μл).
      Хлорид натрия 0,9 % (200 μл) для гидратации перед анестезией.
  2. Индукция и поддержание анестезии
    1. Поместите мышь в камеру для анестезии изофлураном и начните введение анестезии 3-4% изофлураном со скоростью потока воздуха 400-500 мл/мин.
    2. Поддерживайте анестезию на уровне 1,5% со скоростью воздушного потока 140-250 мл/мин, регулируя в соответствии с частотой дыхания мыши.
  3. Удалите шерсть с шеи мыши в месте операции, желательно с помощью крема для депиляции.
  4. Включите изофлуран в обезболивающую маску для носа (настройки 1.2.2).
  5. Нанесите офтальмологический гель на глаза, чтобы предотвратить сухость.
  6. Положите мышь в лежачее положение, ее спиной на стерильные простыни поверх грелки.
  7. Убедитесь, что голова мыши полностью находится под анестезирующей маской для носа.
  8. Вытяните лапы примерно под углом 90° от оси тела, чтобы обеспечить надлежащее обнажение сосудов шеи.
  9. Обмотайте задние лапы лентой на одной линии с осью тела, чтобы обеспечить правильное положение и устойчивость во время процедуры.
  10. Используйте хирургические ленты для стабилизации лап.
  11. Следите за тем, чтобы голова оставалась в вытянутом состоянии; При необходимости аккуратно введите пару щипцов в рот, чтобы сохранить это положение.
  12. Проверьте глубину анестезии, зажав хвост или лапу.
  13. Контролируйте температуру тела с помощью ректального зонда и регулируйте грелку так, чтобы она поддерживала температуру 37 °C на протяжении всей процедуры.
  14. Продезинфицируйте место операции.
    1. Нанесите на участок повидон-йодный скраб с помощью стерильной салфетки.
    2. Прополощите ватными палочками, смоченными NaCl (в три прохода).
    3. Подсушите участок и нанесите раствор повидон-йода.

2. Оперативная фаза

ПРИМЕЧАНИЕ: Вся процедура проводится под бинокулярной лупой и осветительной лампой. Все необходимое оборудование и хирургические инструменты для процедуры перечислены вместе с используемыми реагентами в таблице материалов и показаны на рисунке 1.

  1. Обнажение яремных вен
    1. Сделайте продольный разрез кожи, около 1,5 см, с помощью небольших хирургических ножниц по средней линии вентро-шейного отдела, на 5 мм выше грудинного манубриума.
    2. С помощью двух тонких щипцов аккуратно разделите подчелюстные железы по средней линии, чтобы получить доступ к нижележащим сосудам, затем приступайте к тупому рассечению, чтобы освободить поверхностный и претрахеальный слои шейной фасции.
    3. Чтобы улучшить видимость операционного поля, осторожно сместите окружающие ткани с помощью небольших тупых ретракторов.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Начните с рассечения и перевязки наружных яремных вен, а затем внутренних яремных вен, как указано в приведенном ниже плане. Перевязка наружных яремных вен сначала увеличивает поток через IJV, вызывая их расширение, что облегчает их рассечение.
    4. Диссекция наружной яремной вены
      1. Определите наружные яремные вены, расположенные чуть выше грудной клетки, латерально, где они залегают поверхностно.
      2. Тщательно рассеките каждую вену, начиная с ее каудальной части чуть выше грудной клетки и простираясь примерно на 1 см краниально.
        ПРИМЕЧАНИЕ: Для этого аккуратно приподнимите вену с помощью щипцов с тупым концом, захватывая окружающий жир, и рассеките вокруг нее с помощью ультратонких заостренных щипцов.
    5. Диссекция внутренней яремной вены
      1. Рассеките с помощью тонких щипцов фасцию, которая соединяет мышцы над трахеей с грудино-сосцевидной и подъязычной мышцами.
      2. Используйте ретракторы для мягкого втягивания грудино-ключично-сосцевидной мышцы латерально и претрахеальных мышц медиально.
        ПРИМЕЧАНИЕ: Внутренняя яремная вена будет видна внутри фасциальной оболочки, которая также содержит внутреннюю сонную артерию, блуждающий нерв и шейные лимфатические сосуды. Внутренняя яремная вена лежит спереди от других структур внутри фасциальной оболочки.
      3. Осторожно рассеките фасцию, аккуратно защипывая и поднимая ее, чтобы отделить внутреннюю яремную вену от окружающих структур, при этом минимизируя манипуляции с тканями.
        ПРИМЕЧАНИЕ: Избегайте прямого захвата вены, так как она чрезвычайно хрупкая, вместо этого поднимите ее за окружающую фасцию. Предпочтительно использовать щипцы с ультратонким наконечником для рассечения и полутупые щипцы для удержания вены на месте.
  2. Перевязка яремной вены
    ПРИМЕЧАНИЕ: Следующие шаги относятся ко всем четырем сосудам, начиная с наружных яремных вен. Обеспечьте надлежащую гидратацию органов на протяжении всей процедуры, нанося капли NaCl на место операции, особенно перед наложением швов на разрез кожи.
    1. После того, как сосуд будет рассечен, осторожно проведите ультратонкими щипцами под сосудом, чтобы тщательно изолировать его и удалить остатки соединительной ткани.
    2. Держите плетеный шов 6.0 (без иглы) кончиками щипцов и осторожно проведите его за яремную вену, при этом аккуратно приподнимая вену с помощью полутупых щипцов.
    3. Выполните хирургический узел, перекрещивая концы шовного материала друг над другом, затем затяните, чтобы зафиксировать сосуд.
    4. Сделайте дополнительные броски, два-три, чтобы узел был прочным.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Если существует неопределенность относительно полноты первоначального лигирования, поместите вторую лигатуру на тот же сосуд в качестве меры предосторожности. Этот вторичный шов должен быть расположен на несколько миллиметров выше или ниже первого узла, вдоль той же оси. Обратите внимание, что расстояние между двумя узлами не является строго стандартизированным, так как оно не оказывает существенного влияния на результат. Выполняйте этот шаг только в том случае, если это необходимо для обеспечения полной окклюзии сосуда, как показано на рисунке 2.
  3. Закрытие тканей
    1. Верните рассеченные ткани в исходное положение.
    2. С помощью щипцов аккуратно возьмитесь за края разреза кожи, чтобы четко обнажить их.
    3. Убедитесь, что оба края разреза чистые, свободны от мусора и выровнены как можно ближе.
    4. Удерживайте шовную нить иглой (нерассасывающийся полипропилен 5.0) иглодержателем в обжатой части иглы.
    5. Введите иглу в один конец разреза, примерно в 3-5 мм от края. Используйте угол 90° к поверхности ткани для плавного введения.
    6. Проведите иглу по ткани, следя за тем, чтобы она равномерно прошла через обе стороны разреза.
    7. Завяжите первый узел и аккуратно затяните его, не сдавливая ткань.
    8. Сделайте два дополнительных броска и убедитесь, что узел крепкий.
    9. После затяжки обрежьте концы швов, чтобы оставить около 1-2 мм шва за узлом.
    10. Повторите процедуру, чтобы полностью закрыть разрез кожи, наложив шесть отдельных швов, равномерно расположенных с интервалом примерно 0,25 см.
      Примечание: Для установления соответствующего контроля в экспериментальном плане могут быть включены мыши, управляемые бутафорией. Эти животные подвергаются идентичной хирургической процедуре для обнажения вен, но без лигирования (т.е. без этапа 2.2).

3. Послеоперационный уход

  1. После операции поместите животное в отапливаемую восстановительную камеру.
  2. Контролируйте дыхание животного путем визуального наблюдения в течение 2 мин каждые 5 мин до полного восстановления сознания.
  3. Следите за тем, чтобы животное получало достаточное тепло.
  4. Проверьте наличие таких признаков боли, как: выгибание спины, вялость, отсутствие движения при открытии клетки.
  5. Вводите подкожно бупренорфин (0,1 мг/кг; 12,5 мкг/мл; 200 мкл) каждые 8-12 ч в течение 2 дней после операции.
    Примечание: Если бупренорфина недостаточно, можно вводить карпрофен для подкожной инъекции (5 мг/кг, разбавленный 1:80, 200 мкл) каждые 12 часов, начиная с первого дня после операции.
  6. Только после того, как животное проснется и полностью восстановится, верните его в клетку вместе с однопометниками.
    Примечание: На этом этапе и в течение 48 часов стандартная пища и вода в форме геля помещаются непосредственно в клетку, а не на стеллажи клетки, что позволяет мышам комфортно есть и пить без необходимости вытягивать шею.
  7. Следите за благополучием животных ежедневно в течение первых 48 часов после операции, затем каждые 2 дня до 7-го дня и один раз в неделю после операции.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Мониторинг включает в себя внешний вид, естественное и спровоцированное поведение, массу тела и место операции, что позволяет обнаружить боль, стресс или клиническое ухудшение. На основании этих наблюдений должны быть приняты соответствующие меры, включая обезболивание, поддерживающую терапию или эвтаназию, если это необходимо.

Результаты

Сразу после перевязки вены сегмент сосуда вверх по течению от места перевязки становится заметно увеличенным, в то время как нижний сегмент разрушается, становясь плоским и бледным из-за прерванного оттока крови (Рисунок 2). Перенаправление кровотока после первого лигирования приводит к тому, что три другие яремные вены немного расширяются пульсирующим образом.

Хирургическая процедура занимает около 20 минут при выполнении обученным оператором, при этом послеоперационная выживаемость составляет 98,4% (128/130 мышей). Тем не менее, при первоначальном внедрении вероятность успеха может быть ниже - примерно 93,8% (122/130) - в основном из-за компрессии блуждающего нерва (5/130) или сосудистого кровоизлияния (3/130).

Среди мышей, перенесших успешные операции JVL и находившихся под долгосрочным наблюдением, у 77,5% (86/111) развился диффузный отек лица и головы, проявившийся уже через день после операции (рис. 3). Отек постепенно уменьшался, частичное разрешение наблюдалось у 15,3% мышей (17/111) к седьмому дню и полное разрешение у всех животных к четырнадцатому дню (0/111).

Сравнение двухмерной времяпролетной (2D-TOF) МР-венографии, выполненной до и через два дня после операции JVL, с последующей 3D-обработкой, демонстрирует венозное расширение экстракраниальных лицевых вен вверх по течению от мест лигирования, что указывает на успешное хирургическое вмешательство (рис. 4). Полная методология, наряду с подробными результатами и количественным анализом, доступна в El Kamouh et al.23.

figure-results-1
Рисунок 1: Инструменты и реагенты, используемые для операции. (A) Ножницы Noyes (прямые), (B) Ножницы для радужной оболочки глаза (прямые), (C) Щипцы от комаров (прямые), (D) Изогнутые пинцеты, (E) Тонкие изогнутые пинцеты, (F) Тонкие прямые пинцеты, (G) Ретракторы. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

figure-results-2
Рисунок 2: Прямой хирургический результат: Морфологические изменения в яремной вене. (A,B) Репрезентативные изображения наружной яремной вены (EJV) до (A) и после (B) лигирования, с сосудом, очерченным черным прямоугольником. После лигирования сегмент сосуда выше по течению от места лигирования набухает (белая стрелка), в то время как нижний сегмент выглядит бесцветным и схлопнутым (черная стрелка) из-за прерванного оттока крови. Масштабная линейка = 2 мм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

figure-results-3
Рисунок 3: Временной ход отека лица после операции JVL. (A) Репрезентативные изображения, иллюстрирующие послеоперационный отек лица у мышей JVL, выделенные красной стрелкой (левая панель), показывающие отек, превышающий нормальную ширину лица, указанную белыми стрелками. (B) Частота возникновения диффузного отека лица оценивалась в продольном отношении в несколько временных точек после операции JVL. Частота отеков достигла пика в 77,5% уже через 2 ч после операции, после чего последовало выраженное снижение до 15,3% к 7-му дню (dps 7) и полное исчезновение к 14-му дню (dps 14). Данные представляют собой продольные наблюдения за 111 мышами, подвергшимися успешной операции JVL. Масштабная линейка = 1 см. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой фигуры.

figure-results-4
Рисунок 4: МРТ у мышей выявляет увеличение экстракраниальных лицевых вен после лигирования. (А,Б) Боковой вид головного мозга и черепных/экстракраниальных вен до (А) и через 2 дня после операции JVL (В). 3D-реконструкция была сгенерирована с помощью 3D-Slicer (https://www.slicer.org) и выполнена путем 3D-постобработки изображений многоградиентного эха (MGE) и времяпролетных последовательностей (TOF), полученных с помощью сканера 11,7 Тл. Обратите внимание на увеличение после операции экстракраниальных вен, включая заднюю лицевую вену (ПФВ), переднюю лицевую вену (АФВ) и верхнечелюстную вену (ВВ), соединяющиеся с общей лицевой веной (ВВ). Менингеальные венозные синусы: сигмовидная кишка (СВС). Масштабная линейка = 2 мм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Обсуждение

В данной методической работе описана хирургическая методика индуцирования окклюзии мозгового венозного оттока у мышей путем двустороннего перевязки внутренних и наружных яремных вен. Самки мышей были отобраны таким образом, чтобы отразить пол и возрастной профиль пациентов, типичных для пациентов с ИБС. Эта модель эффективно индуцирует ключевые клинические признаки ИБС, такие как внутричерепная гипертензия и задержка мозговой жидкости, подчеркивая нарушение мозгового венозного оттока как центральный патофизиологический признак заболевания и подтверждая актуальность данной модели23. Однако из-за компенсаторного ремоделирования сосудов эти особенности являются лишь преходящими. Таким образом, мыши с JVL не имитируют патофизиологию ИБС и не воспроизводят долгосрочные последствия хронических венозных заболеваний. Тем не менее, они представляют собой интересную модель для исследования процессов ремоделирования, индуцированных в крови и лимфатической сосудистой сети для восстановления нормального кровотока и дренажа спинномозговой жидкости после изменения мозгового венозного оттока. Динамические изменения в фенотипе сосудов, наблюдаемые в течение нескольких недель после операции, делают мышей JVL подходящей моделью для изучения механизмов ремоделирования сосудов головного мозга и его влияния на клиренс жидкости ииммунный надзор. Настоящий пошаговый протокол обеспечивает высокий уровень согласованности между экспериментами, особенно при выполнении опытными практиками, что делает его эффективным подходом к изучению патофизиологии нарушений венозного оттока. Кроме того, эта модель предоставляет возможности для лонгитюдного исследования, позволяя исследователям оценить прогрессирование и разрешение венозного застоя.

Основное преимущество и новизна хирургической процедуры JVL заключается в ее способности индуцировать окклюзию мозгового венозного оттока с сохранением целостности дуральных сосудистых структур. В отличие от внутричерепных подходов 16,17,18, этот метод позволяет избежать прямого повреждения твердой мозговой оболочки и связанных с ней менингеальных сосудов, что позволяет проводить надежный анализ изменений клиренса сосудов и жидкости вниз по течению. По сравнению с другими методами шейного отдела, включающими коагуляцию или двойное лигирование с последующей транссекцией сосуда21,22, этот метод является менее инвазивным и сводит к минимуму манипуляции с тканями. Избегая прижигания или чрезмерных манипуляций с сосудом, он снижает риск повреждения прилегающих шейных лимфатических сосудов – структур, которые все чаще признаются за их роль в дренаже мозговой жидкости и иммунном надзоре.

Тем не менее, операция остается технически сложной и требует тщательного послеоперационного наблюдения, особенно в течение первых 48 часов. Одной из основных проблем является потребность в высокой хирургической точности. Процедура включает в себя тщательное рассечение и лигирование как внутренних, так и наружных яремных вен, избегая травмирования прилегающих критических структур. Правильное положение животного имеет важное значение: мышь должна быть надежно закреплена, передние конечности должны быть вытянуты под прямым углом к телу, а голова должна оставаться вытянутой для оптимизации воздействия на шейный отдел. Внутреннюю яремную вену особенно деликатно изолировать из-за ее близости к сонной артерии, блуждающему нерву и шейным лимфатическим сосудам. Требуется тщательное вскрытие, чтобы избежать опасных для жизни травм. Сдавливание или повреждение блуждающего нерва может привести к внезапной смерти из-за серьезных вегетативных нарушений, а значительное кровотечение, особенно из-за перфорации сосуда, может привести к быстрому ухудшению состояния и смерти, если его своевременно не контролировать. Анестезия должна тщательно контролироваться на протяжении всей процедуры, уровень изофлурана должен регулироваться в соответствии с частотой дыхания, а температура тела поддерживается с помощью грелки. Адекватная гидратация также имеет решающее значение, особенно в случае интраоперационного кровотечения. Применение кетамина не рекомендуется, так как его анестезиологический профиль нестабилен, а продолжительность его действия плохо соответствует длительности и требованиям процедуры.

Кроме того, следует признать несколько ограничений. Эта модель была проверена только на молодых самках мышей C57BL/6J, и результаты могут варьироваться в зависимости от пола, возраста или генетического фона. Более того, венозная окклюзия в этой модели является экстракраниальной, тогда как ИБС у человека включает внутричерепной стеноз дурального синуса. Наблюдаемый в этой модели отек лица, возникающий в результате экстракраниальной венозной гипертензии, не возникает у пациентов с ИБС и может ограничивать трансляционную значимость некоторых периферических особенностей. Анатомические различия между видами еще больше ограничивают прямую экстраполяцию на физиологию человека. Например, у мышей наружные яремные вены вносят более существенный вклад в церебральный венозный дренаж, чем внутренние яремные вены у людей23. Более того, позвоночные вены играют более значительную роль у мышей, чем у человека24,25. Наконец, церебральный венозный дренаж у людей в значительной степени зависит от силы тяжести в вертикальном положении, что влияет на венозный возврат. У мышей меньший размер мозга и горизонтальное положение снижают роль гравитации, что в меньшей степени влияет на эффективность и механизм возврата венозной крови из мозга26.

Тем не менее, эта модель предлагает надежную и уникальную платформу для исследования того, как нарушение мозгового венозного оттока приводит к ремоделированию цереброменингеальных кровеносных сосудов и менингеальных лимфатических сосудов, а также к изменениям в динамике мозговых жидкостей с течением времени. Несмотря на свои ограничения в имитации хронических и анатомических аспектов венозных заболеваний человека, модель JVL проста в реализации и высоко воспроизводима, что делает ее ценным инструментом для изучения ключевых механизмов, участвующих в регуляции мозгового кровотока и клиренсе мозговой жидкости.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Эта работа была поддержана компаниями Venolymphatic (BBT.1300), NEIMO (FRN, Fond de Recherche Neurosciences), BrainWash (ANR-17-CE14-0005), Lymbrain (ANR-20-CE16-0027-01). Авторы финансируются следующими источниками: М.-Р. Эль Камух, ANR-Lymbrain; M. Spajer, BBT.1300 Venolymphatic и INCA (Institut National du Cancer); Анн-Лор Джоли Маролани: NEIMO (FRN) и ANR-11-INBS-0006; Р. Сингабаху: BBT.1300 Venolymphatic, INCA (Institut National du Cancer); S. Lenck: Institut National de la Santé et de la Recherche Médicale and Assistance Publique des Hôpitaux de Paris CIHU-2021.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Шприц 1 мл Omnifix 100 SoloБ.БраунКод по каталогу 91611708VИспользуется для увлажнения/разбавления
Весы KERN 400-45NKERN & SOHN400-45НИспользуется для отслеживания веса животного
Бинокулярный стереотаксический микроскоп (Leica S6E)Leica BIOSYSTEMS Leica S6E
Плетеная нитьФСТ18020-60Используется для перевязки вен
Бупренорфин (Buprecare), 0,3 мг/млСентраветБУП002Используется для обезболивания
Картридж для Inventor 2010 Scavenger (анестезия)ФИМЕП8438025Используется для анестезии
Ткань MedicompГартман411029Используется для поддержания асептических условий
Ватные палочкиСентраветКОТ010Используется для поддержания асептических условий
Изогнутый пинцет (Narrow Pattern Curved зубчатый)ФИМЕПNo 11003-20
Эутазол, 400 мг/млСентраветЭУТ003Используется для эвтаназии
Тонкий изогнутый пинцет (щипцы Макферсона) ФИМЕПNo 11063-07
Ножницы Fine Iris прямые ФИМЕПNo 22002-10 или No 14094-11
Тонкий прямой пинцет (щипцы Dumont Inox Medbio)ФИМЕПNo 11254-20
Нагревательная камера VET-TECHФИМЕПНЭ011Используется для поддержания температуры тела на уровне 37°°; C
Система гомеотермического мониторинга Thermostar RWD ФИМЕП69027Используется для контроля температуры тела
Инсулиновый шприц 0,5 мл U-100 (0,33 мм (29 G) x 12,7 ммBD Microfine TM+Ссылка 324892 Используется для обезболивания
Изофлуран (Изо-вет), 1000 мг/гСентраветИСО005Используется для анестезии
Щипцы от комаров прямыеФИМЕПNo 13010-12
Неабсорбционный полипропиленовый шовный материал 5.0 (Дафилон 5.0)СентраветДАФ003Используется для наложения швов на кожу
Ножницы Noyes прямые ФИМЕПNo 15012-12
Офтальмологический гель (Ocrygel)СентраветOCR002Используется для защиты глаз от раздражения и сухости
Povidum Iodine Solution (Vetedine), 75 мг/млСентраветВЕТ001Используется для поддержания асептических условий
Скраб Povidum 4% (мыло)СентраветПОВ008Используется для поддержания асептических условий
Ретракторы (Гатри)ФИМЕПNo 17021-13
Римадил (Карпрофен), 50 мг/млСентраветРИМ012Используется для обезболивания
Бритва MOSER Германия БиосебБИО-1556Используется для бритья меха
Индукция малого наркозного боксаФИМЕПpas de ré fé Ренс
Раствор натрия хлорида 0,9% B.BRAUNСентраветЧЛ050Используется для увлажнения/разбавления
Стереотаксическая рамка KOPF ФИМЕП963076АИспользуется для позиционирования животного
Операционная лампа (ré f: KL 1500 LED)LEICA BIOSYSTEMS KL 1500 LED
Киперная лентаСентраветКОЛ427Используется для фиксации верхних и нижних конечностей
TERUMO AGANI Иглы 26 G x (0,45 x 13 мм) Обычный фаска 11°Терумо АН*2613R1Используется для обезболивания
Ксилазин (Paxman), 20 мг/млСентравет221631Используется для обезболивания

Ссылки

  1. Rua, R., McGavern, D. B. Advances in meningeal immunity. Trends Mol Med. 24 (6), 542-559 (2018).
  2. Rustenhoven, J., et al. Functional characterization of the dural sinuses as a neuroimmune interface. Cell. 184 (4), 1000-1016.e27 (2021).
  3. Kılıç, T., Akakın, A. Anatomy of cerebral veins and sinuses. Front Neurol Neurosci. 23, 4-15 (2007).
  4. Balik, V., et al. Variability in wall thickness and related structures of major dural sinuses in posterior cranial fossa: A microscopic anatomical study and clinical implications. Oper Neurosurg. 17 (1), 88-96 (2019).
  5. Walsh, D. R., Lynch, J. J., O' Connor, D. T., Newport, D. T., Mulvihill, J. J. E. Mechanical and structural characterisation of the dural venous sinuses. Sci Rep. 10 (1), 21763(2020).
  6. Louveau, A., et al. Structural and functional features of central nervous system lymphatic vessels. Nature. 523 (7560), 337-341 (2015).
  7. Antila, S., et al. Development and plasticity of meningeal lymphatic vessels. J Exp Med. 214 (12), 3645-3667 (2017).
  8. Absinta, M., et al. Human and nonhuman primate meninges harbor lymphatic vessels that can be visualized noninvasively by MRI. eLife. 6, e29738(2017).
  9. Ahn, J. H., et al. Meningeal lymphatic vessels at the skull base drain cerebrospinal fluid. Nature. 572 (7767), 62-66 (2019).
  10. Jacob, L., et al. Conserved meningeal lymphatic drainage circuits in mice and humans. J Exp Med. 219 (8), e20220035(2022).
  11. Louveau, A., et al. CNS lymphatic drainage and neuroinflammation are regulated by meningeal lymphatic vasculature. Nat Neurosci. 21 (10), 1380-1391 (2018).
  12. Da Mesquita, S., et al. Functional aspects of meningeal lymphatics in ageing and Alzheimer's disease. Nature. 560 (7717), 185-191 (2018).
  13. Grech, O., et al. Cognitive performance in idiopathic intracranial hypertension and relevance of intracranial pressure. Brain Commun. 3 (3), fcab202(2021).
  14. Markey, K. A., Mollan, S. P., Jensen, R. H., Sinclair, A. J. Understanding idiopathic intracranial hypertension: mechanisms, management, and future directions. Lancet Neurol. 15 (1), 78-91 (2016).
  15. Nicholson, P., et al. Venous sinus stenting for idiopathic intracranial hypertension: a systematic review and meta-analysis. J NeuroInterventional Surg. 11 (4), 380-385 (2019).
  16. Bourrienne, M. -C., et al. A novel mouse model for cerebral venous sinus thrombosis. Transl Stroke Res. 12 (6), 1055-1066 (2021).
  17. Taniguchi, R., et al. A mouse model of stenosis distal to an arteriovenous fistula recapitulates human central venous stenosis. JVS Vasc Sci. 1, 109-122 (2020).
  18. Ding, R., et al. Activating cGAS-STING axis contributes to neuroinflammation in CVST mouse model and induces inflammasome activation and microglia pyroptosis. J. Neuroinflammation. 19 (1), 137(2022).
  19. Atkinson, W., et al. Ligation of the jugular veins does not result in brain inflammation or demyelination in mice. PLoS One. 7 (3), e33671(2012).
  20. Bolte, A. C., et al. Meningeal lymphatic dysfunction exacerbates traumatic brain injury pathogenesis. Nat Commun. 11 (1), 4524(2020).
  21. Auletta, L., et al. Original Research: Feasibility and safety of two surgical techniques for the development of an animal model of jugular vein occlusion. Exp Biol Med. 242 (1), 22-28 (2017).
  22. Nyul-Toth, A., et al. Cerebral venous congestion exacerbates cerebral microhemorrhages in mice. GeroScience. 44 (2), 805-816 (2022).
  23. El Kamouh, M. -R., et al. Cerebral venous blood flow regulates brain fluid clearance via dural lymphatics. bioRxiv. , (2024).
  24. Mancini, M., et al. Head and neck veins of the mouse. A magnetic resonance, micro computed tomography and high frequency color Doppler ultrasound study. PloS One. 10 (6), e0129912(2015).
  25. Farrar, M. J., Rubin, J. D., Diago, D. M., Schaffer, C. B. Characterization of blood flow in the mouse dorsal spinal venous system before and after dorsal spinal vein occlusion. J Cereb Blood Flow Metab. 35 (4), 667-675 (2015).
  26. Fitzpatrick, Z., et al. Venous-plexus-associated lymphoid hubs support meningeal humoral immunity. Nature. 628 (8008), 612-619 (2024).
  27. Johnson, J. N., et al. The human craniospinal venous system and its influence on postural intracranial pressure: a review. J Neurosurg. 141 (6), 1484-1493 (2024).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Видео скоро будет доступно

Похожие статьи