Методическая статья

Транзиентное оптическое очищение с использованием поглощающих молекул для визуализации ex vivo и in vivo

6.4K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/68629

⸱

11 июля 2025 г.

 ,  ,  , 
1Department of Physics, The University of Texas at Dallas, 2Department of Electrical and Computer Engineering, The University of Texas at Dallas

В этой статье

Краткое содержание

Методы оптического очищения, такие как поглощающие молекулы растворы, временно уменьшают рассеяние света для улучшения биологической визуализации и предлагают биосовместимые, обратимые стратегии визуализации in vivo для глубоко внедренных органов. В этом протоколе представлены подробные экспериментальные процедуры, а также усовершенствованная обработка изображений для достижения высококачественной динамической визуализации динамики в реальном времени у живых животных.

Аннотация

Динамическая визуализация является основополагающим инструментом в биологии и медицине, но она ограничена рассеянием света в живых тканях, вызванным несоответствием показателя преломления, что снижает глубину проникновения и разрешение в биологических тканях. В предыдущей работе был представлен новый подход к достижению оптической прозрачности у живых животных за счет использования сильно поглощающих молекул. Когда эти поглощающие молекулы, такие как тартразин, одобренный FDA краситель, обычно используемый в пищевых продуктах, растворяются в воде, они изменяют показатель преломления водной среды с помощью соотношения Крамерса-Кронига. Такая модуляция позволяет уменьшить несоответствие показателя преломления между отдельными компонентами в ткани с различными показателями преломления, тем самым смягчая рассеяние. В этой статье подробно описана методология метода очищения тканей с использованием водного раствора на основе тартразина, применяемого к образцам ex vivo и in vivo . Этот подход обратимо делает тела живых мышей прозрачными в видимом спектре, что позволяет более четко и глубоко визуализировать внутренние процессы и структуры. Затем был использован усовершенствованный алгоритм обработки изображений для улучшения контраста и сегментации органов интереса. Кроме того, показана высокая прозрачность образцов ex vivo , таких как куриная грудка, обработанная раствором на основе тартразина. Этот метод предлагает универсальный и доступный подход к расширению возможностей визуализации в различных модальностях и прокладывает путь к углублению в понимании сложных биологических систем.

Введение

Биологическая визуализация уже давно сталкивается с проблемой рассеяния света, которое затемняет структуры, представляющие интерес1. Методы оптической очистки направлены на уменьшение рассеяния света и повышение четкости зрения, что позволяет визуализировать ранее скрытые структуры2. Развитие этих методов привело к созданию разнообразного набора методов, предназначенных для улучшения оптической визуализации биологических тканей ex vivo, даже целых животных, без физического препарированияобразцов. Тем не менее, разработка подобных методов для применения in vivo была сложной задачей. Такие методы, как CLARITY C lear Lipid-exchange Acrylamide-hybridized Rigid Imaging /Immunostaining / in situ-hybridization-compatible Tissue hYdrogel), обеспечивают визуализацию с высоким разрешением, но не имеют обратимости, что делает их непригодными для исследований на живых животных4. Constantini et al. продемонстрировали более медленный прогресс в визуализации in vivo по сравнению с четкостью визуализации ex vivo, что связано со сложностью поддержания жизнеспособности тканей при одновременном избегании токсичных уровней агентов, необходимых для прозрачности тканей5. Генина подчеркивает, что будущее оптической очистки тканей зависит от неинвазивных и обратимых методов6. Недавние исследования продемонстрировали эффективность водорастворимых абсорбирующих красителей для оптического просветления in vivo. Например, Miller et al. показали, что местное применение тартразина значительно увеличивает глубину визуализации как в ОКТ, так и в фотоакустической микроскопии (ПАМ) живой кожи мыши, уменьшая рассеяние и увеличивая показатель преломления компонентов интерстициальной ткани. Jia et al. использовали 15% w/w раствор тартразина для улучшения in vivo PAM визуализации уха и брюшной ткани мыши, выявляя мелкие микрососудистые структуры с субклеточным разрешением, которые в противном случае были бы скрыты8. Zuo et al. также продемонстрировали визуализацию мозга через неповрежденную кожу головы и череп у живых мышей с использованием 0,6 М тартразина, достигнув в четыре раза более высокой интенсивности сигнала и в 3,5 раза улучшенного разрешения по сравнению с необработаннойтканью. В другом приложении Narawane et al. обеспечили глубокую транссклеральную ОКТ-визуализацию в глазах свиньи путем применения тартразина, достигнув четкой визуализации супрахориоидального пространства, которое ранее было недоступно из-за сильного склеральногорассеяния. Несмотря на то, что методы очистки тканей ex vivo, такие как CLARITY и iDISCO (трехмерная визуализация органов, очищенных растворителем) с помощью иммуномаркировки, достигают высокой оптической прозрачности и субклеточного разрешения за счет удаления липидов или очистки на основе растворителя, они часто не подходят для визуализации in vivo у живых животных 4,11,12. Это ограничение влияет на динамическую визуализацию, которая имеет решающее значение для биомедицинской визуализации динамических процессов внутри живых животных, таких как развитие болезней и терапия.

Поглощающие молекулы с высокой растворимостью в воде и отчетливой формой полосы поглощения, такие как тартразин, пищевой краситель, дают многообещающие преимущества для достижения оптической прозрачности у живых животных13. При специальном введении тартразина ткань избирательно поглощает ультрафиолетовый и синий волны благодаря уникальным спектральным характеристикам красителя, что приводит к модифицированному профилю показателя преломления, который уменьшает рассеяние на более длинных волнах. Этот парадоксальный метод оптического очищения тканей оптимизирован для визуализации in vivo, а соотношения Крамерса-Кронига обеспечивают научную основу для наблюдаемой прозрачности при использовании сильно поглощающих молекул, таких как тартразин14,15. Для визуализации in vivo тартразин соединяют с нагретыми частицами агарозы и водой, чтобы создать связное решение, которое лучше прилегает к коже. Водорастворимая природа тартразина также способствует легкому удалению раствора на основе красителя из живых животных, снижая потенциальные эффекты длительного воздействия растворов красителей. Кроме того, метод был адаптирован для различных биомедицинских приложений для улучшения глубины, разрешения и чувствительности изображения, включая оптическую когерентную томографию 7,16 и фотоакустическую визуализацию 7,9, что демонстрирует его потенциал для более широкого сообщества биомедицинской визуализации.

В связи с растущим интересом к применению абсорбирующих молекул в биомедицинской визуализации17,18, в протоколе представлена подробная процедура использования пищевого красителя для применения ex vivo и in vivo, наряду с обработкой изображений и обратимой визуализацией in vivo. Этот протокол применяется к тканям куриной грудки для демонстрации прозрачности ex vivo, а затем модифицируется для визуализации головы и брюшной полости мышей in vivo, демонстрируя обратимость. Раствор, нанесенный на кожу мыши in vivo, создает временную, обратимую прозрачность без вреда для кожи или целостности тканей. Этот метод может быть интегрирован с конвейером обработки изображений, включая шумоподавление, для создания оптимизированного протокола визуализации для оптической визуализации внутренних органов in vivo. В сочетании эти методы позволяют получить более качественную неинвазивную продольную визуализацию для наблюдений за биологическими процессами в режиме реального времени. Использование более безопасных агентов, демонстрирующих обратимость, преодолевает предыдущие ограничения и обеспечивает более подходящий метод динамической биологической визуализации.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все проведенные эксперименты на животных были одобрены Комитетом по уходу за животными и их использованию (IACUC) Техасского университета в Далласе в соответствии с Руководством NIH по уходу и использованию лабораторных животных. Используемые реагенты и оборудование приведены в Таблице материалов. Код обработки изображений доступен на Github: https://github.com/ou-group-utd/JoVE-2025-Image-Processing

1. Приготовление раствора тартразина

  1. Для образцов ex vivo
    1. Чтобы приготовить растворы красителей, рассчитайте необходимую массу порошка красителя (Тартразин) для приготовления нужного объема раствора. Используйте формулу:
      Масса (г) = Молярность (м) × Молекулярная масса (г/моль) × Объем (л)
      ПРИМЕЧАНИЕ: Чтобы откалибровать фактическую молярность, измерьте поглощение приготовленных растворов с помощью УФ-ВИД спектрометра и примените закон Бера-Ламберта19.
      ВНИМАНИЕ: Используйте аналитические весы, чтобы взвесить точное количество порошка. При работе с порошками красителей используйте соответствующие СИЗ (средства индивидуальной защиты), включая лабораторный халат, перчатки и защитные очки. Избегайте ингаляций или контакта с кожей.
    2. Переложите порошок красителя в чистый стеклянный флакон и добавьте необходимое количество деионизированной (DI) воды с помощью объемной пипетки, чтобы обеспечить объемную точность.
    3. Если порошок не полностью растворяется при комнатной температуре, поместите стеклянный флакон в лабораторную печь или печь, предварительно нагретую до 40 °C, и нагревайте в течение 10 минут или до полного растворения порошка (Рисунок 1A).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Растворы с низкой молярностью полностью растворимы при комнатной температуре и остаются в жидкой форме, в то время как растворы с высокой концентрацией (>0,37 М) требуют нагрева.
      ВНИМАНИЕ: Чрезмерное нагревание приведет к испарению воды и изменению фактической концентрации раствора.
    4. Перемешайте на вихревом миксере от 30 с до 1 минуты для полного растворения.
    5. Для приготовления 0,65 М раствора растворить 427,5 мг порошка тартразина в 1 мл DI воды19. Другие концентрации см. в таблице 1.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Утилизируйте неиспользованные растворы красителей и загрязненные материалы в соответствии со стандартными процедурами утилизации химических отходов.
  2. Для образцов in vivo
    1. Рассчитать необходимую массу низкотемпературных микрочастиц агарозы и тартразина для приготовления 0,65 М концентрации с 0,4% (4 мг/мл) раствора агарозного гидрогеля.
      ПРИМЕЧАНИЕ: При работе со всеми реагентами соблюдайте стандартные меры предосторожности, описанные в шаге 1.1.1.
    2. Переложите отфильтрованные порошки в чистый стеклянный флакон. Добавьте деионизионную воду с помощью объемной пипетки.
    3. Поместите флакон в лабораторный духовой шкаф или печь, разогретую до 75 °C, примерно на 10-15 минут или до полного растворения частиц агарозы.
    4. Время от времени перемешивайте с помощью вихревого миксера в процессе нагрева для равномерного растворения.
    5. Перед использованием дайте раствору остыть до комнатной температуры. Если он застынет в гелевую форму, используйте вихревой смеситель в течение 30 секунд, чтобы повторно разжижать его.
    6. Для приготовления 0,65 М раствора гидрогеля растворить 427,5 мг порошка тартразина и 4 мг агарозы в 1 мл воды DI. Для приготовления растворов других концентраций концентрацию агарозы поддерживают на уровне 0,4% (4 мг/мл) и ссылаются на таблицу 1 для соответствующей массы тартразина17.

2. Оптическое очищение тканей ex vivo

  1. Подготовка образцов
    1. Чтобы подготовить ткань ex vivo , разрежьте ткань куриной грудки до нужной толщины параллельно коллагеновым волокнам.
    2. Аккуратно промойте нарезанную ткань водой.
    3. Измерьте толщину, поместив ткань между двумя чистыми предметными стеклами микроскопа. Аккуратно прижмите предметные стекла друг к другу и с помощью штангенциркуля измерьте расстояние между предметными стеклами в центре ткани.
    4. Смочите ткань в растворе красителя.
      ВНИМАНИЕ: Убедитесь, что объем раствора больше объема образца и что ткань полностью погружена в воду.
    5. Поместите контейнер на орбитальный шейкер и встряхивайте со скоростью 100 оборотов в минуту в течение 10 минут.
    6. Дайте ткани побыть в растворе в течение 60 мин при комнатной температуре при низких концентрациях ≤0,4 М и при 40 °С при более высоких концентрациях >0,4 М.
  2. Отображение
    1. Удалите ткань из раствора красителя с помощью чистых щипцов.
    2. Поместите образец между двумя прозрачными предметными стеклами и сделайте снимок с помощью цифровой или научной камеры с соответствующими настройками разрешения и увеличения.
    3. Проводите процесс визуализации в условиях контролируемого освещения, чтобы свести к минимуму внешние световые помехи.
    4. Повторите процесс визуализации для образцов тканей различной толщины и концентрации раствора красителя (рисунок 2B).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте светодиодный источник света для задней подсветки. Тем не менее, он работает точно так же и для источника света с верхним освещением.
  3. Измерения оптического пропускания
    1. Чтобы измерить оптическое пропускание, поместите куриную ткань между двумя прозрачными стеклянными предметными стеклами и измерьте пропускание с помощью спектрометра UV-Visible-NIR (рис. 2C).
    2. Убедитесь, что система правильно выровнена, и световой луч проходит через одну и ту же область ткани до и после обработки ее растворами красителей для поддержания консистенции.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Запишите спектры пропускания в диапазоне длин волн от 400 нм до 2000 нм, используя среднюю скорость сканирования и интервал данных 1,0 нм. Полное спектральное сканирование занимает примерно 5 минут на один образец.

3. Оптическая прозрачность у живых животных

  1. Подготовка животных
    1. Перед экспериментом измерьте вес животного и запишите общий уровень активности, чтобы установить физиологический уровень.
    2. Используйте грелку с температурой 37 °C для поддержания температуры тела животного во время эксперимента.
      ВНИМАНИЕ: Постоянно следите за животным, чтобы не допустить перегрева.
    3. Проведение анестезии (в соответствии с утвержденными в учреждении протоколами) для оптической визуализации живых животных на основе участков визуализации. Для визуализации брюшной полости используйте ингаляционные анестетики для быстрого восстановления и инъекционную анестезию для визуализации мозга.
    4. Для ингаляционной анестезии вводите изофлураном со скоростью 1,5%-3% и скоростью потока 0,8 л/мин в течение примерно 5 мин до эксперимента с визуализацией и поддерживайте его на уровне 1%-2% на протяжении всего эксперимента.
      ВНИМАНИЕ: Постоянно следите за ритмом дыхания и глубиной дыхания животного. Используйте хорошо проветриваемое помещение, чтобы свести к минимуму воздействие анестезии на персонал.
    5. Для инъекционной анестезии приготовьте коктейль, содержащий кетамин гидрохлорид (16 мг/мл) и дексмедетомидин гидрохлорид 0,2 мг/мл. Доза в соответствии с массой животного и утвержденными институциональными протоколами.
    6. Подстригите мех с помощью машинок для стрижки мелких животных с нужной области визуализации.
    7. Нанесите крем для депиляции на подстриженный участок кожи менее чем на 60 с, чтобы удалить остатки волос. Немедленно снимите крем и очистите кожу с помощью спиртовых салфеток, чтобы избежать раздражения кожи.
    8. Используйте Атипамезол в качестве реверсивного препарата для инъекционной анестезии после эксперимента. Наблюдайте за животным во время выздоровления и убедитесь, что оно возвращается к нормальному дыханию и подвижности, прежде чем вернуться в домашнюю клетку.
  2. Процедура для того, чтобы сделать ткань прозрачной
    1. Подготовьте установку для визуализации, поместив под животное грелку, настроенную на 37 °C, чтобы предотвратить переохлаждение. Выровняйте источник света и камеру, чтобы сделать снимки.
    2. Для нанесения используйте 0,65 М раствор гидрогеля тартразин, смешанный с 0,3%-0,4% агарозным гелем (шаг 1.2).
    3. Нанесите раствор на кожу (живот или голову, в зависимости от характера эксперимента) с помощью пипетки и дайте ей постоять несколько секунд, чтобы она начала впитываться (рисунок 3A).
    4. Аккуратно потрите область ватным тампоном для равномерного распределения раствора красителя и облегчения впитывания через кожу.
    5. Аккуратно помассируйте область чистым ватным тампоном и наносите больше раствора до тех пор, пока кожа не начнет проявляться прозрачностью, а внутренние органы не станут видны. Во время впитывания кожа сначала покажет появление оранжево-красных точек, которые постепенно сливаются в однородный цвет. Это изменение цвета является ключевым визуальным индикатором адекватного проникновения красителя и начала оптического просветления.
      ВНИМАНИЕ: Убедитесь, что раствор не кристаллизуется над областью нанесения - кристаллизация может блокировать проходы кожи, препятствуя впитыванию молекул красителя в кожу, что очень важно для достижения прозрачности. Достаточное поглощение молекул красителя превращает цвет кожи в оранжево-красный.
    6. Продолжайте мягко массировать эту область, пока кожа не начнет проявляться прозрачностью, а внутренние органы не станут видимыми. Этот процесс обычно занимает примерно 3-5 минут массажа небольшой площади, но продолжительность может варьироваться в зависимости от размера животного и толщины кожи.
    7. Делайте снимки с помощью выровненной камеры. Настройте фокусировку, экспозицию и баланс белого для оптимизации качества изображения.
    8. Аккуратно приложите к коже предметное стекло или защитную пластинку, чтобы свести к минимуму блеск и уменьшить отражение для лучшего качества изображений.
      ВНИМАНИЕ: Обращайтесь со всеми химическими растворами с надлежащими средствами индивидуальной защиты (лабораторный халат, перчатки и средства защиты глаз) и утилизируйте использованные материалы в соответствии с протоколами утилизации химических отходов учреждения.

4. Повышение видимости органов с помощью обработки изображений

  1. Этапы обработки изображений
    1. Для обработки изображений используется Python с OpenCV. Импортируйте OpenCV, numpy, matplotlib и PyWavelets.
    2. Загрузите и нормализуйте исходное изображение. Загрузите исходное изображение .tif с высокой битовой глубиной. Если какое-либо значение пикселя превышает 255, нормализуйте все пиксели до диапазона [0, 255].
    3. Обрежьте область интереса (ROI). Вызовите селектор ROI OpenCV, чтобы нарисовать ограничивающий прямоугольник вокруг области органа. Продолжайте использовать только обрезанную версию для всех последующих шагов.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что ограничивающий прямоугольник плотно закрывает целевую область, не обрезая никаких соответствующих структур.
    4. Разделение на каналы LAB. Преобразуйте обрезанное цветное изображение в цветовое пространство LAB и разделите его на каналы L (яркость), A и B.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Изображения обрабатываются в цвете, поэтому лабораторное цветовое пространство использовалось с применением методов обработки изображений только к каналу L, где расположены интенсивности пикселей.
    5. Анализ распределения интенсивности пикселей. Постройте гистограмму L-канала для оценки контраста и разброса интенсивности.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте гистограмму для проверки необходимости повышения контрастности и для выбора параметров для повышения контрастности. Вы хотите, чтобы гистограмма была распределена по [0, 255].
    6. Примените CLAHE (адаптивное выравнивание гистограммы с ограниченным контрастом) для локального повышения контраста. Создайте объект CLAHE с clipLimit = 5.0 и tileGridSize = (16,16). Выполните CLAHE на канале L и объедините канал L, улучшенный CLAHE, с исходными каналами A и B. При необходимости конвертируйте CLAHE из LAB в RGB для визуализации.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Если гистограмма показывает чрезмерно усиленный шум (всплески), отрегулируйте 'clipLimit' или 'tileGridSize' и повторно примените для достижения сбалансированного локального контраста.
    7. Уменьшите шум на изображении с эффектом контрастности. Выполните 2-уровневую дискретную вейвлет-декомпозицию на нормализованном L-канале CLAHE (масштабированном [0, 1]) с мягким порогом 0,1. Восстановите подавленный L-канал, увеличьте масштаб до [0, 255] и объедините подавленный L-канал с исходными каналами A и B. Отображение исходного обрезанного цветного изображения в сравнении с результатом вейвлет-шумоподавления.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Вейвлет-шумоподавление уменьшает небольшие колебания, которые могут быть ошибочно истолкованы как передний план в однородных областях.
    8. Сегментируйте органы интересов с помощью адаптивного порогового управления Оцу. Вычислите пороговое значение Оцу на L-канале с подавленным шумом. Вычтите из порога смещение, равное 15, чтобы включить в него области органов с низкой интенсивностью.
      1. Применим двоичный порог со значением смещения для получения маски пикселей органа. Объедините маску с исходными каналами A и B и преобразуйте в RGB для просмотра.
        ПРИМЕЧАНИЕ: Регулировка смещения приводит к включению областей органов под сосудами. При необходимости перенастройте смещение для другого набора данных.
    9. При желании перейдите к анализу.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Демонстрация оптической прозрачности в тканях куриной грудки ex vivo
Для исследования распространения света через ткани ex vivo мы использовали нарезанные кусочки сырой куриной грудки без костей толщиной 1,5 мм, 2,5 мм и 3,5 мм (рис. 2B). Ткани разрезали параллельно коллагеновым волокнам, обеспечивая постоянную ориентацию мышечных волокон. Изображения были сделаны с использованием сетчат...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

В данной работе представлен комплексный и воспроизводимый метод протокола для достижения оптической прозрачности в биологических тканях с использованием поглощающих молекул, в частности, одобренного FDA пищевого красителя тартразина (одобренного для использования в пищевых продуктах, а не в медицинских целях). Этот метод эффективно минимизирует собственное рассеяние в тканях за счет изменения показателя преломления в микроокружении ткани, что повышает оптическую прозрачность. Это исследо...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Все авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Благодарности

ZO выражает признательность за поддержку со стороны Техасского университета в Далласе.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Аналитические весыХЗКФА220С
Аппарат для анестезии животныхКомпания RWD в области медико-биологических наукТАЙЦЗИ-ИЭИнгаляционные анестетики
Атипамезол гидрохлорид для инъекций 5 мг/млКоверт82124Инъекционная анестезия
КМОП-камераЛаборатории ТораCS165CU/м, Зелюкс
Дексмедетомидина гидрохлорида для инъекций 5 мг/10 млКоверт72960Инъекционная анестезия
Волоконный светильникКомпания RWD в области медико-биологических наук76301Источник света для верхнего освещения
Стеклянные предметные стеклаКравитиСки0303-2122Предметные стекла для микроскопа высшего качества
Гомеотермическое одеялоКомпания RWD в области медико-биологических наук69027Регулятор температуры животного
Обработка изображенийОткрытое резюмеПитонПрограммное обеспечение
Инсулиновый шприц 0,5 мл 29 гТочка комфорта26028Инъекционная анестезия
ИзофлуранКовертАртикул 029405Ингаляционные анестетики
Кетмин гидрохлорид для инъекций 100 мг/млДехра20042240Инъекционная анестезия
Светодиодный источник светаКорпорация GGEТЛБ-01Источник света для верхнего освещения
ЛинзаЛаборатории ТораMVL4WAФокусное расстояние 3,5 мм и диафрагма f/1,4
НаирЦерковь и ДуайтЛ 1224Крем для эпиляции
PBS ph 7.4 (1 шт.)Gibco2902869Инъекционная анестезия
Q-TipПуританская компания по производству медицинских изделийБольница 806-WC
SeaPlaque AgaroseЛонза50101Химический
ТартразинМиллипорСигмаНомер CAS: 1934-21-0Химический
Трансферная пипеткаФишербранд13-711-9АММД
UV-VIS-NIR СпектрофотометрСимадзуТвердоСпец-3700iИнструмент
ФлаконахКорпак242633
Объемные пипеткиEppendorf research plus3123000063100-1000&микро; L
Система очистки водыНаука об аридностиСОЛО СИнструмент

Ссылки

  1. Yun, S. H., Kwok, S. J. J. Light in diagnosis, therapy and surgery. Nat Biomed Eng. 1 (1), 0008(2017).
  2. Tuchin, V. V. Optical clearing of tissues and blood. , SPIE Publications. (2005).
  3. Ertürk, A. Deep 3D histology powered by tissue clearing, omics and AI. Nat Methods. 21 (7), 1153-1165 (2024).
  4. Chung, K., et al. Structural and molecular interrogation of intact biological systems. Nature. 497 (7449), 332-337 (2013).
  5. Costantini, I., Cicchi, R., Silvestri, L., Vanzi, F., Pavone, F. S. In vivo and ex vivo optical clearing methods for biological tissues: Review. Biomed Opt Express. 10 (10), 5251-5267 (2019).
  6. Genina, E. A. Tissue optical clearing: State of the art and prospects. Diagnostics. 12 (7), 1534(2022).
  7. Miller, D. A., et al. Enhanced penetration depth in optical coherence tomography and photoacoustic microscopy in vivo enabled by absorbing dye molecules. Optica. 12 (1), 24-30 (2025).
  8. Jia, C., et al. Tartrazine-enabled optical clearing for in vivo optical resolution photoacoustic microscopy. Biomed Opt Express. 16 (6), 2504-2515 (2025).
  9. Zuo, T., Tao, C., Liu, X. Absorbing molecules as optical clearing agents improve the resolution and sensitivity of photoacoustic microscopy. Opt Lett. 50 (7), 2282-2285 (2025).
  10. Narawane, A., et al. Optical clearing with Tartrazine enables deep transscleral imaging with optical coherence tomography. J Biomed Photonics Eng. 29 (12), 120501(2024).
  11. Ueda, H. R., et al. Tissue clearing and its applications in neuroscience. Nat Rev Neurosci. 21 (2), 61-79 (2020).
  12. Mai, H., et al. Whole-body cellular mapping in mouse using standard IgG antibodies. Nat Biotechnol. 42, 617-627 (2024).
  13. Ou, Z., et al. Achieving optical transparency in live animals with absorbing molecules. Science. 385 (6713), eadm6869(2024).
  14. Sai, T., Saba, M., Dufresne, E. R., Steiner, U., Wilts, B. D. Designing refractive index fluids using the Kramers-Kronig relations. Faraday Discuss. 223, 136-144 (2020).
  15. Yu, T., Zhu, D. Strongly absorbing molecules make tissue transparent: A new insight for understanding tissue optical clearing. Light Sci Appl. 14 (1), 10(2025).
  16. Drexler, W., et al. Optical coherence tomography: Technology and applications. Drexler, W., Fujimoto, J. G. , Springer International Publishing. Cham. 277-318 (2015).
  17. Wang, F., Zhou, C. Transparent mice': Deep-tissue live imaging using food dyes. Commun Biol. 7 (1), 1307(2024).
  18. Yu, H., Liu, J. -B., Ma, Y. -S., Fu, D. Transparent live mice offer more possibilities for biomedical research. Innov Med. 2 (4), 100098(2024).
  19. Shabbir, M. W., Biswas, S., Kajla, R., Nadella, S., Ou, Z. Designing refractive index fluids of food dye for light propagation through scattering media. MRS Commun. , (2025).
  20. Scheele, C. L. G. J., et al. Multiphoton intravital microscopy of rodents. Nat Rev Methods Primers. 2 (1), 89(2022).
  21. Schmidt, E. L., et al. Near-infrared II fluorescence imaging. Nat Rev Methods Primers. 4 (1), 23(2024).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

ex vivo

Похожие статьи