Методическая статья

Мышиная модель неонатального непрерывного положительного давления дыхательных путей и метод прецизионного среза лёгких для измерения сократимости дыхательных путей

DOI:

10.3791/68643

⸱

13 марта 2026 г.

 ,  ,  ,  , 
1Department of Pediatrics, UH Rainbow Babies & Children's Hospital, 2Department of Pediatrics, Case Western Reserve University School of Medicin, 3Department of Anesthesiology & Perioperative Medicine, Mayo Clinic, 4Department of Physiology and Biomedical Engineering, Mayo Clinic

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Мы демонстрируем неинвазивный метод доставки различных уровней CPAP неонатальных мышей без анестезии. Эта техника направлена частично имитировать введение CPAP у многих недоношенных младенцев с целью оценки его влияния на развитие лёгких. Мы также демонстрируем влияние CPAP на сокращение дыхательных путей с помощью метода прецизионного среза лёгких.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Механические силы, связанные с респираторной поддержкой с положительным давлением, используемой в интенсивной терапии недоношенных детей, могут иметь как положительные, так и непреднамеренные последствия для развития лёгких. Положительная поддержка давления улучшает легочный газообмен, ограничивает ателектаз и улучшает системное насыщение кислородом, но также хорошо известно вредное влияние инвазивных методов, таких как механическая вентиляция, на развитие легких. Однако существуют серьёзные пробелы в нашем понимании негативных эффектов менее инвазивных форм вентиляции. Здесь непрерывное положительное давление в дыхательных путях (CPAP) является одним из самых распространённых способов поддержки дыхания, представляющим собой наименее инвазивный в спектре положительного давления. Одним из основных ограничений в изучении развития дыхательных путей человека является отсутствие моделей, соответствующих возрасту, и возможность введения CPAP мелким неонатальным животным. Мы решили эту проблему, разработав мышиную модель неонатального CPAP, ежедневно вводимую бодрствующим новорождённым мышам без наркоза — модель, использующую клинически значимые уровни CPAP на стадии развития лёгких мышей, соответствующей недоношённым младенцам, когда они, вероятно, будут получать CPAP в отделении интенсивной терапии. Здесь мы демонстрируем нашу модель CPAP, которая включает удобную, специально разработанную систему, позволяющую неинвазивно доставлять CPAP новорождённому без наркоза с легко регулируемым уровнем уровня. Мы также демонстрируем метод прецизионного разреза лёгких для измерения гиперреактивности дыхательных путей ex vivo. PCLS описан здесь потому, что он обеспечивает удобное функциональное отображение лёгочной системы, что технически сложно для малых (неонатальных) животных, а также широко применимо к другим моделям, не связанным с CPAP. Мы приводим данные, показывающие, что CPAP вызывает гиперреактивность дыхательных путей, что может иметь важное клиническое значение для выбора метода поддержки дыхательной помощи в интенсивной терапии недоношенных младенцев.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Проблемы с дыхательной системой, такие как апноэ и дыхательная недостаточность, у многих недоношенных детей требуют жизненно важных способов дыхательной поддержки, что, к сожалению, способствует заболеваемости младенцев и длительному пребыванию в больнице. ДополнительныйO2 и респираторная поддержка с положительным давлением, включая механическую вентиляцию (MV) и менее инвазивный CPAP, являются распространёнными методами дыхательной поддержки. Однако основной краткосрочной и долгосрочной проблемой для выживших после критического периода преждевременного родования остаётся хроническое заболевание бронхиальных дыхательныхпутей 1,2,3,4, проявляющееся в виде пожизненного свистящего дыхания/астмы, ухудшения функции лёгких и снижения способности к физическим нагрузкам. Хотя вредоносные эффекты дополнительныхO2 и MV широко связаны с патогенезом бронхолегочной дисплазии (ПРЛ) и долгосрочных респираторных заболеваемостина протяжении десятилетий 5,6,7,8, некоторые данные указывают на то, что неинвазивные формы респираторной поддержки, такие как CPAP, могут также оказывать непреднамеренные эффекты на развивающееся лёгкое 6,9,10,11,12. Однако о побочных эффектах CPAP известно очень мало, главным образом из-за технических сложностей, связанных с неинвазивным применением новорождённых животных.

Учитывая общий рост уровня детскойастмы 13 и повышение выживаемости недоношенных детей после пребывания в NICU, понимание механизмов, инициирующих неблагоприятные структурные и функциональные изменения незрелых трахеобронхиальных дыхательных путей и их способство развитию пожизненных заболеваний лёгких независимо от дополнительногоO2 является важной неудовлетворённой клинической и исследовательской потребностью. Новые данные свидетельствуют о том, что неонатальный CPAP может оказывать долгосрочные побочные эффекты на функцию дыхательных путей и способствовать свистящим нарушениям, что важно, поскольку CPAP стал предпочтительным средством поддержки дыхания в попытках избежать токсичностиO2 от дополнительногоO2. Технические сложности, связанные с введением CPAP небольшим и возрастным неонатальными животными, затормозили прогресс в понимании влияния CPAP (полезного или вредного) на развитие лёгких. Мы решили эту проблему, разработав первую неонатальную мышиную модель CPAP 10,11,12,14,15 ежедневно (с разными уровнями CPAP в течение 3 часа в день) бодрым, неанестезиированным мышам с рождения, что позволило изучать клинически значимые уровни CPAP на стадии развития лёгких, сопоставимой с очень недоношенными (~24-28 недель плода) младенцами, которые, вероятно, получат CPAP16, 17. Мы провели МРТ в модели новорождённых мышей и подтвердили, что CPAP вызываетнадувание лёгких 11, а CPAP в первую постнатальную неделю вызывает долгосрочное (3 недели) увеличение реактивности дыхательных путей (то есть через 2 недели после CPAP)10,11,12,14, что совпадает с свистящим дыханием у малышей (3-4 года). Здесь мы представляем подробную демонстрацию нашей индивидуально разработанной системы CPAP для новорождённых мышей и описываем удобный способ оценки сократимости дыхательных путей с помощью метода ex vivo precision lumng slice (PCLS).

PCLS предоставляет отличную и удобную возможность для изучения механизмов гиперреактивности дыхательных путей и их соответствующих путей. С помощью метода PCLS отдельные дыхательные пути визуализируются в реальном времени для измерения сужения дыхательных путей в ответ на бронхоконстриктор, такой как метахолин, после предварительной обработки дыхательных путей специфическими ингибиторами рецепторов/каналов. Эти исследования важны для понимания патофизиологических последствий CPAP при преждевременном роде, чтобы предоставить целенаправленные и применимые вмешательства, позволяющие оптимизировать необходимую клиническую помощь при одновременном снижении потенциальных пожизненных последствий.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Эксперименты проводятся на мышах, находящихся во время беременности, которые ежедневно отслеживаются для определения дня рождения. Мышей лечат с CPAP или без него в дозе 21%O2 в течение первой недели послеродовой жизни. Обычно лёгкие удаляют в подготовке к измерению реактивности AW с помощью метода прецизионного среза легких (PCLS) через 2 недели после CPAP, хотя такие измерения возможны уже в возрасте P8 дней (сразу после CPAP) или во взрослом возрасте. Все процедуры проводились в соответствии с руководящими принципами Национального института здравоохранения (NIH) по уходу и использованию лабораторных животных и были одобрены Комитетом по уходу и использованию животных Университета Кейс Вестерн Резерв.

1. Сборка маски CPAP

  1. Постройте индивидуальную маску из отрезанного конца шприца объёмом 5 мл, содержащего секцию замка Люэра, для соединения трубок, обеспечивающей подачу воздушного потока и положительного давления в дыхательные пути мыши (рисунок 1A).
  2. Предварительно просверлите компонент шприца маски, чтобы разместить резьбовую люэр-лок, соединённую с локтем, Luer — фитинг шланга, и стандартную аквариумную трубку (диаметр 3/8").
  3. Используйте трубку бокового порта, чтобы пропускать поток воздуха через регулируемую протечку вниз по потоку для установки обратного давления в лёгкие мыши, а также специальный манометр для мониторинга уровня CPAP в реальном времени.

2. Конструкция воротника

  1. Ошейник сделайте из вырезанных кончиков пальцев стандартных лабораторных перчаток. Используйте его, чтобы подключить мышь к блоку маски.
  2. Используйте отверстие (1/4 дюйма), чтобы создать отверстие в вершине вырезанного кончика пальца, которое образует одинаковое и равномерное отверстие для лица и головы мыши.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Отверстия обеспечивают единый размер маски, но вокруг P4 нужны более крупные отверстия для роста мыши.

3. Конструкция манометра

  1. Постройте манометр из двух одноразовых серологических пипет, соединённых изогнутой аквариумной трубкой (рисунок 1A). Убедитесь, что манометр наполовину заполнен водой, содержащей каплю цветного красителя, чтобы лучше визуализировать уровень CPAP.
  2. Подключите манометр последовательно с контроллером потока (расход ~600-700 мл/мин) и маской.

4. Установка ошейника и маски на мышь

  1. Чтобы надеть ошейник на мышь (однодневную), сначала разместите его на открытом конце маски, который, аккуратно маневрируя, нужно растянуть так, чтобы он мог вместить лицо и голову мыши.
  2. Вставьте лицо мыши через отверстие ошейника, который мягко расслабляется после натянутого положения над лицом/головой. В возрасте ~4 дня в отверстии ошейника сделайте небольшие прорези для роста и увеличения головы мыши, хотя также рекомендуется использовать более крупный цельный пунш.

5. Введение CPAP нескольким мышам одновременно

  1. Создайте систему, способную доставлять CPAP нескольким (до 10) неонатальных мышей с помощью серии регуляторов потока и манометров (рисунок 1B). Обеспечить поток воздуха вверх по потоку через обычный воздушный бак со стандартным регулятором и пропустить его через контроллер потока, который обеспечивает общий поток для всех устройств CPAP и блоков масок/воротников.
  2. Пузырьки воздуха в резервуаре с водой для увлажнения перед тем, как подать его напрямую к CPAP-устройствам, и вводите CPAP каждому животному отдельно.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Управляющая мышь получает маску с таким же воздушным потоком, но без обратного давления или CPAP.
  3. Проводите все эксперименты на грелке с рециркулирующей водой при ~38 °C для поддержания стабильной температуры тела.

6. Хронология

  1. Ежедневно следите за беременными мышами, чтобы определить дату рождения, а затем проведите начальную сессию CPAP на следующий день (P1 день в возрасте) в течение 2 часов (Рисунок 2), чтобы минимизировать время вдали детёнышей от кормящей матери.
  2. В последующие дни (P2-P7) проводите каждую сессию CPAP продолжительностью 3 часа. Проводите CPAP дольше 7 дней, если необходимо, и при любом уровне CPAP, хотя 7 дней CPAP при 6 см·ч20применяются регулярно.
  3. Затем оценивайте животных на предмет влияния CPAP на реактивность дыхательных путей либо сразу после (P8), после окончания CPAP (P7), либо долгосрочных эффектов (например, P21 или взрослого возраста) с помощью прецизионной подготовки к разрезу лёгких (раздел 8).

7. Забор тканей и сокращение дыхательных путей

  1. Сбор легких для молекулярных или физиологических методов (например, полимеразная цепная реакция (ПЦР), западные блоты, иммуногистохимия, РНКэк, протеомика, метаболомика и др.).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Основное внимание уделяется влиянию CPAP на сократимость дыхательных путей, которые можно оценить in vivo (под анестезией и механической вентиляции, P21 день и старше) для механики дыхательной системы или ex vivo с помощью PCLS (P8 дней и старше). Последний обладает значительными преимуществами для изучения соединений или агентов, направленных на определённые пути, которые могут быть непригодны для исследований in vivo .

8. Экстракция/подготовка целого легкого для метода прецизионного среза лёгких (PCLS)

  1. Эвтаназия мыши с помощью передозировки анестезией (внутрибрюшническая инъекция смеси кетамина и ксилазина; соответственно 100 мг/кг/10 мг/кг), чтобы подготовить лёгкие к измерениям реактивности дыхательных путей на метахолин, применяемый в ванне.
  2. Положите мышь на спину для кануляции трахеи с помощью шприца, наполненного агарозой. Введите канюлю через небольшой вентральный разрез на шее и продвигайте её на ~3 мм перед закреплением швом.
  3. Аккуратно введите жидкую агарозу (40 °C), чтобы надуть лёгкие (0,4 мл для мышей P8; 0,8 мл для мышей P21) и поставьте мышь в холодильник на 30 минут, чтобы агароза остыла и стекла гель.

9. Секционирование лёгких для метода PCLS

  1. Когда агароза остынет, внедрите лёгкую долю (по выбору) в 2% агарозу, поместите её на вибратом, нарежьте на секции по 300 мкм и погрузите в раствор DMEM + Pen/Strep для ночной инкубации (5%CO2, 37°C).
  2. На следующий день прополосните срезы лёгких в HBSS и поместите их в камеру для записи в реальном времени реакции дыхательных путей на метахолиновый вызов.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Представленные результаты представляют собой наивное (контрольное, то есть отсутствие CPAP) и только лечение CPAP, и не используются агонисты или антагонисты/ингибиторы.
    1. Проведите визуализацию дыхательных путей.
      1. Поместите срезы лёгких в специально изготовленную камеру для перфузии и накройте их тонким, лёгким листом сетки и накладкой, которые фиксируются силиконовой смазкой.
      2. Затем установите камеру с срезом на микроскоп и непрерывно подключите перфузию (7 мл/мин) с помощью HBSS при комнатной температуре с помощью перфузионного насоса.
      3. Используйте микроскоп, установленный с камерой, чтобы определить отдельные дыхательные пути. После начального 3-минутного периода базовой записи пропустите камеру с увеличением концентрации метахолина (по 2 минуты каждая) и непрерывно фиксируйте изменения в области просвета дыхательных путей.
    2. Измерьте размер дыхательных путей.
      1. Определите одно изображение (программное обеспечение ImageJ) дыхательных путей для заданной концентрации метахолина (и исходного уровня) и количественно определите площадь просвета, выбрав порог корректировки , чтобы полностью охватить область просвета (рисунок 3A).
      2. Затем применяйте эти настройки к последующим изображениям тех же дыхательных путей при разных концентрациях (то есть один и тот же порог используется для определённого дыхательного пути).
      3. Затем выберите область просвета для измерения с помощью инструмента трассировки палочки (рисунок 3B) и нажмите Ctrl + M (рисунок 3C), чтобы автоматически определить площадь просвета в пикселях. Повторяйте это для каждой концентрации метахолина; данные численно доступны для графического представления, при этом реактивность дыхательных путей выражается как доля исходного размера просвета (рисунок 3).
    3. Размер выборки
      1. Выбирайте дыхательные пути случайным образом и проводите реакцию на метахолин на одном срезе AW/лёгких, хотя обычно на животное можно оценивать несколько секций. Таким образом, группы лечения могут состоять из нескольких дыхательных путей/животных из нескольких помётов.
      2. Разделите дыхательные пути на большие (>0,05мм 2) и малые (<0,05мм 2), поскольку ранее было установлено, что CPAP влияет на дыхательные пути разных размеров.

10. Доставка наркотиков

  1. Анализируйте с помощью срезов, подвергшихся воздействию (или инкубируемых с) siRNA, которые нацелены на определённые пути в течение 48 часов после удаления и сечения.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Агонисты и антагонисты, специфичные для различных рецепторов, также могут остро применяться к секциям легких, что является преимуществом, если такие соединения не подходят или не безопасны для применения in vivo .
  2. В качестве альтернативы легкие могут быть фиксированы (формалин) при стандартизированном давлении (25 смЧ2O), сохранены и подготовиться к иммуногистохимии и окрашиванию для последующего анализа с помощью конфокальной микроскопии.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

МРТ-анализ объёма лёгких во время неонатального CPAP
МРТ-анализ был использован для визуализации изменений объёма лёгких у трёхдневных, неанестезируемых и спонтанно дышащих мышей (n = 4 мыши). Объём лёгких увеличивался с увеличением давления инфляции (то есть CPAP) до 9 см·ч2°O (рисунок 4A). Также показаны репрезентативные изображения трёхдневной мыши с CPAP 0 и 6 см·ч20(рисунок 4B,C

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

CPAP является необходимым средством респираторной поддержки для недоношенных младенцев с дыхательной недостаточностью. CPAP накладывается на спонтанное дыхание и способствует улучшению системного насыщения кислородом, поддерживая повышенный объём лёгких, а также предотвращает альвеолярный коллапс и ателектаз. Таким образом, у CPAP есть значительные жизненно важные преимущества, и было показано, что он улучшает развитие альвеоляр, хотя польза может зависеть от тяжести и<...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Исследования финансировались грантами Национального института здоровья R01 HL177837 и R01 HL056470.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Шприц объёмом 5 млFisher Scientific149556458
Шприц объёмом 1 млFisher Scientific309659Вводить агарозу через канюлю
Отверстие 1/4"МакМастер Карр3427A57
Формы для встраивания 22 x 22 x 20Fisher Scientific22-19
Иглы весом 23 GFisher Scientific305193Для прикрепления канюли к шприцу потребуется другие размеры для возраста, кроме P21 
Серологические пипетки объемом 2 млFisher Scientific13-678-12cДля изготовления моанометра
Регулируемые клапаны утечкиЛюбой зоомагазинhttps://www.petco.com/shop/
en/petcostore/product/imagi
тарий-клапан управления воздухом
Аквариумные трубкиЛюбой зоомагазинhttps://www.petsmart.com/fish/
фильтры и насосы/воздух и вода
-насосы/верхний плавник-аквариум-airline
-tubing-5291863.html
КамераAmscopeMU300
Трубка канюлиFisher Scientific427411Для мышей P21. Для других возрастов понадобятся другие размеры.  Трубка должна плотно помещаться в трахею
КоверслипыFisher Scientific12-541-01418 мм x 18 мм
DMEM:F12Инвитроген11039-021
Контроллеры потокаКлючевые инструментыGS10510AVBДля подачи воздуха к отдельным мышам
РасходомерAvantorMFLX68560-04Для потока воздуха во всю систему
Геймар Т ПампBraintree ScientificTP-700Для поддержания температуры тела во время CPAP
Сбалансированный сольный раствор ХэнксаFisher ScientificMT-20023cvРазбавьте до 1 раза для использования
ImageJNIHБесплатное скачаниеhttps://imagej.net/ij/download.html
Латексные перчатки маленького размераFisher ScientificMF-300-SЗа изготовление масок CPAP
Агароза с низкой точкой метированияИнвитроген165200-100
СеткаAmazonhttps://www.amazon.com/Top-
Стрижка-полиэстер-конский волос
-selling/dp/B01AC93LJ0/ref=sr
_1_fkmr2_1?keywords=dritz%2
Bpolyester%2Bhorsehair%2Bbr
aid& qid=1562072725& s=gatew
ay& SR=8-1-FKMR2& th=1
МетахолинМиллипорA2251
МикроскопLeicaDMLFS
Пен/стрептококкИнвитроген15140-148
Перфузионный насосАппаратура Гарварда70-2027
Звукозаписывающая камераИнструменты WarnerRC-27Или что-то подобное
Многоразовая грелкаBraintree ScientificTP-RДля использования с помпой Gaymar T.
Силиконовая смазка (Molykote111)Amazonhttps://www.amazon.com/Molykote
-Устойчивость к компонентам смазки-
Волатильность/dp/B0DYDFLXGZ/ref=sr_1
_1_sspa?crid=2D4LQC7SRX07P&;
dib=eyJ2IjoiMSJ9.HcWWXlt8ThxcB
eGCZ6iH5jwumyClyFGkW141klcjnn
OH3hc60r0hy53Ji-9HDW0TtH33nJ-
7UmalEzJGg59qB2gzsGNzFMelwGbr/ 7UmalEzJGg59qB2gzsGNzFMelwGbr/ 7UmalEzJGg59qB2gzsGNzFMelw
Стерильные 6-скважинные пластиныFisher Scientific3516Для культивирования срезов
Швовая резьба 3-0Fisher Scientificsp117Чтобы связать канюлю с трахеей
Фитинги для трубАппаратура Гарварда72-1406
Вибратом (pelco easislicer)Тед Пелла11000Или эквивалент

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Hibbs, A. M., et al. One-year respiratory outcomes of preterm infants enrolled in the nitric oxide (to prevent) chronic lung disease trial. J Pediatr. 153 (4), 525-529 (2008).
  2. Holditch-Davis, D., Merrill, P., Schwartz, T., Scher, M. Predictors of wheezing in prematurely born children. J Obstet Gynecol Neonatal Nurs. 37 (3), 262-273 (2008).
  3. Kwinta, P., Pietrzyk, J. J. Preterm birth and respiratory disease in later life. Expert Rev Respir Med. 4 (5), 593-604 (2010).
  4. Martin, R. J., Fanaroff, A. A. The preterm lung and airway: Past, present, and future. Pediatr Neonatol. 54 (4), 228-234 (2013).
  5. Attar, M. A., Donn, S. M. Mechanisms of ventilator-induced lung injury in premature infants. Semin Neonatol. 7 (5), 353-360 (2002).
  6. Doyle, L. W., et al. Ventilation in extremely preterm infants and respiratory function at 8 years. N Engl J Med. 377 (4), 329-337 (2017).
  7. Sahni, M., Bhandari, V. Invasive and noninvasive ventilatory strategies for early and evolving bronchopulmonary dysplasia. Semin Perinatol. 47 (6), 151815(2023).
  8. Williams, E. E., Greenough, A. Lung protection during mechanical ventilation in the premature infant. Clin Perinatol. 48 (4), 869-880 (2021).
  9. Gustafson, B., Britt, R. D. Jr, Eisner, M., Narayanan, D., Grayson, M. H. Predictors of recurrent wheezing in late preterm infants. Pediatr Pulmonol. 59 (1), 181-188 (2024).
  10. Macfarlane, P. M., et al. Cpap protects against hyperoxia-induced increase in airway reactivity in neonatal mice. Pediatr Res. 90 (1), 52-57 (2021).
  11. Mayer, C. A., et al. CPAP-induced airway hyper-reactivity in mice is modulated by hyaluronan synthase-3. Pediatr Res. 92 (3), 685-693 (2022).
  12. Mayer, C. A., Martin, R. J., Macfarlane, P. M. Increased airway reactivity in a neonatal mouse model of continuous positive airway pressure. Pediatr Res. 78 (2), 145-151 (2015).
  13. Loftus, P. A., Wise, S. K. Epidemiology and economic burden of asthma. Int Forum Allergy Rhinol. 5 Suppl 1, S7-S10 (2015).
  14. Mayer, C. A., et al. Calcium-sensing receptor and CPAP-induced neonatal airway hyperreactivity in mice. Pediatr Res. 91 (6), 1391-1398 (2021).
  15. Reyburn, B., et al. The effect of continuous positive airway pressure in a mouse model of hyperoxic neonatal lung injury. Neonatology. 109 (1), 6-13 (2016).
  16. Amy, R. W., Bowes, D., Burri, P. H., Haines, J., Thurlbeck, W. M. Postnatal growth of the mouse lung. J Anat. 124 (Pt 1), 131-151 (1977).
  17. Berger, J., Bhandari, V. Animal models of bronchopulmonary dysplasia. The term mouse models. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 307 (12), L936-L947 (2014).
  18. Mamidi, R. R., Mcevoy, C. T. Extending CPAP in stable preterm infants to increase lung growth and development as measured by pulmonary function testing. Semin Perinatol. 49 (5), 152059(2025).
  19. Mcevoy, C. T., et al. Extended continuous positive airway pressure in preterm infants increases lung growth at 6 months: A randomized controlled trial. Am J Respir Crit Care Med. 211 (4), 610-618 (2025).
  20. Mcevoy, C. T., et al. Nasal CPAP increases alveolar number in a rhesus monkey model of moderate prematurity. Eur Respir J. 65 (4), 2400727(2025).
  21. Kollareth, D. J. M., Sharma, A. K. Precision cut lung slices: An innovative tool for lung transplant research. Front Immunol. 15, 1504421(2024).
  22. Koziol-White, C., Gebski, E., Cao, G., Panettieri, R. A. Jr Precision cut lung slices: An integrated ex vivo model for studying lung physiology, pharmacology, disease pathogenesis and drug discovery. Respir Res. 25 (1), 231(2024).
  23. Studley, W. R., Lamanna, E., Nold-Petry, C. A., Qin, C. X., Bourke, J. E. Insights from precision-cut lung slices-investigating mechanisms and therapeutics for pulmonary hypertension. Respir Res. 26 (1), 220(2025).
  24. Belik, J., Jankov, R. P., Pan, J., Tanswell, A. K. Chronic O2 exposure enhances vascular and airway smooth muscle contraction in the newborn but not adult rat. J Appl Physiol (1985). 94 (6), 2303-2312 (2003).
  25. Kuper-Sassé, M. E., et al. Prenatal maternal lipopolysaccharide and mild newborn hyperoxia increase intrapulmonary airway but not vessel reactivity in a mouse model. Children (Basel). 8 (3), 195(2021).
  26. Wang, H., et al. Severity of neonatal hyperoxia determines structural and functional changes in developing mouse airway. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 307 (4), L295-L301 (2014).
  27. Onugha, H., et al. Airway hyperreactivity is delayed after mild neonatal hyperoxic exposure. Neonatology. 108 (1), 65-72 (2015).
  28. Ragionieri, L., et al. Preterm rabbit-derived precision cut lung slices as alternative model of bronchopulmonary dysplasia in preclinical study: A morphological fine-tuning approach. Ann Anat. 246, 152039(2023).
  29. Ressmeyer, A. R., et al. Characterisation of guinea pig precision-cut lung slices: Comparison with human tissues. Eur Respir J. 28 (3), 603-611 (2006).
  30. Lambermont, V. A., et al. Comparison of airway responses in sheep of different age in precision-cut lung slices (pcls). PLoS One. 9 (9), e97610(2014).
  31. Barton, A. K., Niedorf, F., Gruber, A. D., Kietzmann, M., Ohnesorge, B. Pharmacological studies of bronchial constriction inhibited by parasympatholytics and cilomilast using equine precision-cut lung slices. Berl Munch Tierarztl Wochenschr. 123 (5-6), 229-235 (2010).
  32. Vietmeier, J., et al. Reactivity of equine airways--a study on precision-cut lung slices. Vet Res Commun. 31 (5), 611-619 (2007).
  33. Seehase, S., et al. LPS-induced lung inflammation in marmoset monkeys - an acute model for anti-inflammatory drug testing. PLoS One. 7 (8), e43709(2012).
  34. Seehase, S., et al. Bronchoconstriction in nonhuman primates: A species comparison. J Appl Physiol (1985). 111 (3), 791-798 (2011).
  35. Wohlsen, A., et al. The early allergic response in small airways of human precision-cut lung slices. Eur Respir J. 21 (6), 1024-1032 (2003).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

CPAP
Видео скоро будет доступно

Похожие статьи