Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Электрофизиологические методы оценки периферической болевой блокады у анестезируемой крысы

505 просмотров

⸱

DOI:

10.3791/68740

⸱

21 ноября 2025 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Physical Medicine and Rehabiliation, The MetroHealth System, 2Department of Physical Medicine and Rehabilitation, Case Western Reserve University School of Medicine

В этой статье

Краткое содержание

Здесь мы представляем метод оценки активации и блокировки сенсорных аксонов в периферических нервах в острой, анестезиированной, in vivo экспериментах с крысами, используя два типа спинальных электрофизиологических измерений, которые могут различать активность подтипов нервных волокон: локальные полевые потенциалы и записи отдельных нейронов с широким динамическим диапазоном.

Аннотация

Электрофизиологические записи in vivo из поясничной области позвоночника крысы могут использоваться для изучения активации сенсорных нейронных сигналов в задних конечностях, а также эффективности терапевтических вмешательств, прерывающих восходящие болевые сигналы.

Здесь мы описываем хирургические процедуры (ламинэктомия и воздействие седалищного нерва), сбор данных и анализ двух комплементарных электрофизиологических сигналов: записи локального полевых потенциалов и широкого динамического диапазона записей отдельных нейронов. Оба дифференцируют активацию подклассов нервных волокон на основе скорости проводимости относительно импульса электрической стимуляции.

Локальные полевые потенциалы (LFP) могут различать волокна нервов A α/β и C, но не могут обнаружить активность Aδ. Они предоставляют информацию о глобальной активации всего седалищного ишиаса. После электрической прямой стимуляции седалищного нерва с помощью биполярного электрода типа J-cuff рассчитывается площадь под измерениями кривой двух желоб, соответствующих каждой компоненте.

Записи одного нейрона с широким динамическим диапазоном (WDR) оценивают активность подмножества активации седалищного режима и позволяют различать типы волокон Aα/β, Aδ и C. Электрическая стимуляция может применяться непосредственно к седалищному мышцу, как при LFP, или с помощью игольчатых электродов, установленных на подошвенной поверхности задней лапы. Этот сигнал с более высокой частотой приводит к высоким скачкам потенциала действия сигнал/шум. Количество спайков в заранее заданных окнах задержки отражает уровень активности различных типов волокон.

На сегодняшний день эти методы использовались для оценки временных свойств трёх различных методов блокировки боли: блокада электрического нерва постоянного тока с использованием специально изготовленного электрода с углеродом отделения нервов (CSINE), переменного тока с килогерцовой частотой и фотобиомодуляции с помощью лазера с частотой 830 нм. Эта хирургическая подготовка применялась для вмешательств по блокаде нервов до 5 часов.

Введение

Прямое блокирование болевых сигналов в периферических нервах до достижения спинного мозга имеет потенциал для различных применений болевой терапии, таких как остеоартрит колена и синдром фантомной конечности послеампутации 1,2,3,4. В целом такие методы обезболивания уменьшают или устраняют системные побочные эффекты, характерные в современных фармацевтических анестетиках ианальгетиках 1,2.

Два типа дополнительных электрофизиологических измерений могут быть записаны из поясничного спинного мозга для оценки периферической сенсорной активации: локальные полевые потенциалы (LFP)3,4 и записи отдельных нейронов с широким динамическим диапазоном (WDR)5,6,7. LFP можно записывать с спинных дорсальных колонн. Они используются для измерения активации всего седалищного нерва; LFP представляет ответы многих клеток, включая возбуждающие постсинаптические потенциалы в дендритах и потенциалы действия, зафиксированные с концов сомы и аксонов. Они применялись для изучения нейропластичностиспинного мозга 3 и обезболивающего эффекта электрической стимуляции спинногомозга 8. По сигналам LFP можно измерить амплитуду крупных, миелинизированных Aα/β, а также амплитуду немиелинизированныхC-волокон 3. Нейроны WDR расположены в дорсальном роге спинного мозга L4 и L5. Эти нейроны мультирецептивны; они получают и добросовестно передают данные от всех подклассов сенсорных нейронов: ноцицептивных Aδ- и C-волокон, а также неноцицептивных Aα/β-волокон 7,9,10,11. Таким образом, исходя из задержки по отношению к сенсорному стимулу, активность нейронов WDR даёт подробную информацию о периферической сенсорнойактивности 5. Подобные записи ранее использовались для оценки сенсорного блока с помощью постоянного тока (DC)9 и переменного тока с килогерцовой частотой (KHFAC)10. Обе техники используют задержку записанных сигналов для различия между различными подклассами сенсорных периферических нервных волокон; Это связано с разной теплопроводностью подклассов нервныхволокон 12. Сигналы комплементарны, поскольку записи LFP отражают активность всего седалищного нерва, но могут отличить только Aα/β от C-волокон и не обнаруживают Aδ13,14. В то же время записи WDR отражают активность субпопуляции волокон седалищного нерва, но могут различать Aα/β, Aδ иC-волокна 7,9,10,11. Этот недостаток можно преодолеть с помощью многоконтактных электродных массив для одновременной записи нескольких нейронов WDR15.

Различные подтипы периферических нервных волокон передают разные типы сенсорных или моторных сигналов. Например, крупные, миелинизированные сенсорные волокна передают тактильные сигналы, а меньшие, немиелинизированные волокна — сигналыболи 16,17,18. При оценке технологий блокировки нервов важно понимать, какие подтипы волокон наиболее затронуты, поскольку клинически выгодно блокировать болевые сигналы, сохраняя тактильные ощущения. Кроме того, наблюдаются сложные временные свойства блокады периферических нервов. Например, местный анестетик лидокаин изначально блокирует только немиелинизированные С-волокна, а затем затем блокирует миелинизированные волокнапозже. После полной блокировки всех нервных волокон лидокаином также наблюдаются различия в типах волокон при восстановлении послеблока 20. Описанная здесь электрофизиологическая техника позволяет исследователям выяснить временные свойства методологий блокады периферических нервов в различных подпопуляциях сенсорных нервных волокон. На сегодняшний день мы использовали этот метод для оценки блока с использованием электрического блока постоянноготока 21,22, электрическогоблока переменного тока с частотой килогерц 23 и фотобиомодуляции с использованием ближних инфракрасных длинволн 24,25. Эти методы также подходят для изучения других вмешательств, локально воздействующих на периферический нерв, таких как холод, тепло и химические инъекции26, 27 и 28.

Оценка терапии периферических нервов часто использует модели заболеванийвоспалительной 29 или невропатическойболи 30 в сочетании с поведенческими тестами механической и тепловой гиперчувствительности31. Описанные здесь электрофизиологические методы могут количественно оценить изменения нейронной активности, способствующие снижению боли. Кроме того, они могут предоставить полезные данные о нежелательных эффектах блокады периферических нервов, таких как блокировка крупных сенсорных волокон, участвующих в тактильных ощущениях.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Этот протокол, включающий эксперименты на животных, был одобрен Институциональным комитетом по уходу и использованию животных (IACUC) Университета Кейс Вестерн Резерв (CWRU). Университет Кейс Вестерн Резерв является учебным заведением, аккредитованным AAALAC, и соответствует соответствующим федеральным, штатным и местным законам и нормативам, а также институциональной политике. Наша исследовательская группа была обучена и сертифицирована сотрудниками CWRU. При работе над протоколами, утверждёнными IACUC, мы придерживаемся политики Службы общественного здравоохранения и Руководства по уходу и использованию лабораторных животных (8-е издание)32.

ПРИМЕЧАНИЕ: Параметры вентиляции, анестезии и других лекарственных препаратов, описанные здесь, успешно использовались для взрослых крыс любого пола весом от 350 до 500 г.

1. Анестезия и вентиляция

  1. Индуцировать анестезию в герметичной акриловой коробке с 5% изофлураном. Когда крыса полностью теряет сознание, перейдите к носовому конусу для бритья. С помощью электрических машинок удалите шерсть со спины и левую заднюю ногу от подвздошного гребня до коленного сустава.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Крыса готова к интубации, когда спонтанное дыхание происходит со скоростью 15-30 вдохов в минуту.
  2. Интубировать крысу в положении на спине ножной с помощью катетера ангиокатов на 14 G (катетер 16 G может быть более подходящим для мелких животных) и ларингоскопом с лезвием размера Miller 0 или 00.
  3. Чтобы улучшить видимость голосовых связок, аккуратно подпирайте язык с помощью не сдавливающих щипцов. Проверьте интубация по отклонению грудной клетки и частоте вентиляции, что совпадает со скоростью подъёма грудной клетки.
  4. Используйте вентиляцию с положительным давлением при скорости хода 60 в минуту и объёме 3-5 смл на ход, при этом концентрация изофлурана составляет 1%-3%.
  5. Катетеризуйте латеральную хвостовую вену с помощью внутривенного катетера 22 G. Для улучшения видимости очистите вену на боковой стороне хвоста тёплой водой и 70% изопропиловым спиртом.
  6. Введите примерно 1 мл стерильного физиологического раствора, внимательно контролируя поток через катетер. Любой отёк указывает на неправильное размещение катетера.
  7. С помощью полиэтиленовой трубки соедините вставленный катетер к шприцу раствора рокурония (2 мг/мл), установленному в драйвере шприца. Не начинайте инфузию, пока не будете готовы провести позвоночные записи.

2. Хирургия

ПРИМЕЧАНИЕ: Все хирургические процедуры должны выполняться на основании стереотаксического аппарата для мелких животных. Остальное стереотаксическое оборудование можно собирать поэтапно по мере прохождения операции.

  1. Операция на позвоночнике
    1. Для праворукого хирурга расположите крысу с хвостом вправо и головой влево. Левша может предпочесть расположить крысу с головой вправо.
    2. Пощупайте крайне хвостовое ребро на левом боку крысы и следуйте за ним к позвоночнику. С помощью скальпеля сделайте средний разрез примерно 60 мм по центру этой точки.
    3. Используйте скальпель, чтобы соскрести ткань из колючих отростков. Используйте ножницы, чтобы обнажить рёбра и определить самое хвостовое ребро.
    4. Используя технику тупого вскрытия (вставить ножницы закрытыми, затем открыть ножницы для разделения тканей) подтвердить каудальное ребро визуально и тактильно. На этом этапе используйте хирургический микроскоп (увеличение 3,5-45x). Хвостовое ребро соединяется с ростральной стороной позвонка T13. Отметьте шипистый отросток T13 перманентным маркером.
    5. Стабилизируйте позвоночник с помощью зажимов на позвонках T11 и L4. Для этого используйте тупую вскрытие, чтобы создать карман с обеих сторон каждого позвонка.
    6. Сдвините два вертикальных столба с базовыми креплениями в T-образную дорожку на платформе стереотаксиса, выровняйте позвонки T11 и L4, но не затягивайте. Вставьте цилиндрические стержни зажимов позвонков в зажимы, но не затягивайте.
    7. Начиная с T11, удержите позвоночник зубчатыми щипцами, вставьте челюсти зажимов позвоночника по обе стороны позвонка, примерно под углом 45° от позвонка T13, и затяните челюсти зажима позвоночника. Затем затяните ствол зажима позвоночника в пост-хоме. Повторите этот процесс для позвонка L4.
    8. Поднимите оба зажима, чтобы поднять позвоночник так, чтобы торс крысы поддерживался зажимами позвоночника (рисунок 1A). Это снижает артефакты движения, связанные с дыханием, в электрофизиологических записях.
    9. Обозначьте рострохвостное положение шипистых отростков T13 и L1 с помощью одиночных швов на поверхности мышцы латерально от позвоночника.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Ориентиры шипового отростка будут удалены во время ламинэктомии.
  2. Ламинэктомия
    1. Временно разместить U-образную стереотаксичную раму так, чтобы горизонтальная направляющая могла отдых пяток рук во время выполнения этой деликатной процедуры (рисунок 1B). Её следует удалить до операции на седалищном нерве.
    2. Очищение мышц и соединительной ткани с поверхности позвонковых пластинок между T12 и L3 с помощью зубчатых щипцов, ножниц и соскребания скальпелем. Под хирургическим микроскопом используйте рентгены Фридмана-Пирсона для удаления позвоночных пластинок L2–T13.
    3. Для начала расположите ронжеров близко к горизонтали и делайте небольшие укусы от хвостовой части L2, где она перекрывается с L3. Расширите ламинэктомию рострально, чтобы обнажить среднюю линию спинного мозга, стараясь минимизировать давление на спинной мозг и регулярно очищая костные фрагменты у рейнджеров.
    4. Наконец, удлините ламинэктомию латерально на 2 мм с каждой стороны от средней линии. Удалите твердую мозговую опухлину из открытого спинного мозга с помощью тонких щипцов и пружинных ножниц.
    5. Перед тем, как делать резки, поставьте палатку на твердую опухлину. Небольшое количество спинномозговой жидкости будет вытекать из твердой мозговой материи после первого разреза. Аккуратно впитывайте его скрученной тканью без ворса, прежде чем удалить оставшийся участок твердой мозговой орудости.
    6. Накройте ламинэктомию кусочком физиологической ткани до периода электрофизиологической записи.
  3. Операция на седалищном нерве
    1. Уберите стереотаксичную U-образную рамку, чтобы получить доступ к ноге животного. Обнажите седалищный нерв на уровне середины бедра, сделав разрез скальпелем (рисунок 1C). Очистить соединительную ткань нерва с помощью тупой диссекции. Количество обнажённого нерва зависит от того, подвергается ли он электрической стимуляции.
    2. Разместите устройство для блокады нерва рядом с открытым нервом. Убедитесь, что стимуляторный электрод и устройство блокады нерва расположены проксимально от точки ветви, где ишиас делится на большеберцовский, соральный и перонеальныйнервы 33. Замените стереотаксическую рамку и добавьте стереотаксическую руку для подготовки к электрофизиологическим записям (рисунок 1D).
    3. Проводите стимуляцию для записи нейронов WDR либо на подошвенной поверхности задней лапы, либо с помощью прямой стимуляции седалищного органа с помощью электрода нервной манжеты. Для записи LFP стимуляцию проводят через прямую стимуляцию нерва, поскольку активация через стимуляцию стопы приводит к тому, что вырез C-волокна становится слишком диффузным для обнаружения.
    4. Если сенсорная стимуляция применяется непосредственно к седалищному нерву, разместите на нерв34-го нерва специально изготовленный электродом в форме платиновой J-образной манжеты, открытый размер контакта 1 мм x 3 мм (аналогичные электроды для нервных манжет могут быть изготовлены на заказ MicroProbes for Life Science, Гейтерсбург, Мэриленд, или World Precision Instruments, Сарасота, Флорида).
    5. Для наиболее эффективной прямой стимуляции нервов убедитесь, что электрод расположен проксимально к точке ветви, где седалищный нерв делится на большеберцовый и грудковыйнервы 33.
    6. Для подошвенной стимуляции вставьте два 13-мм игольчатых электрода из нержавеющей стали внутрипятой и снаружи4-й цифры, близко к подошвенной поверхности.

3. Электрическая стимуляция

  1. Если используете стимуляцию нервной манжеты, начните системную инфузию раствора рокурония (2 мг/мл при концентрации 1-1,4 мл/ч). Системная инфузия рокурония должна вступить в действие в течение 30-60 секунд. Обратите внимание на движение, связанное с стимуляцией, в задней лапе и регулируйте скорость инфузии по мере необходимости, чтобы полностью исключить движение.
  2. Примените электрическую стимуляцию с управлением током либо на плантарную поверхность стопы, либо на седалищный нерв с помощью бифазного прямоугольного изолированного импульсного стимулятора, используя параметры стимуляции: ширина импульса 1-5 мс, частота пульса 0,1-0,2 Гц, амплитуда 1-10 мА от пика до пика.
  3. Корректируйте параметры стимуляции во время электрофизиологических записей, описанных в следующем разделе, чтобы обеспечить максимальную стимуляцию всех подтипов волокон.
  4. Стимулятор имеет выходной сигнал триггера, отдельный от импульса стимуляции с управлением током. Подключите его к устройству сбора данных, чтобы синхронизировать электрофизиологические данные с импульсом стимуляции. Подробности смотрите в следующем разделе.

4. Электрофизиологические записи

  1. Вставьте шподермические иглы (21 G, 1 1/2 дюйма) в мышцу по обе стороны позвоночника, параллельно позвоночнику. Соедините заземляющую стрелку с металлическим корпусом каждой из головных ступеней.
  2. Подключите эталонную стрелку к каждому из эталонных входов на головных каскадах. Каждый из 8 каналов усилителя имеет собственный выходной порт BNC, подключённый к отдельному аналогово-цифровому каналу на устройстве сбора данных.
  3. Оцифровывайте сигналы непрерывно (частота дискретизации 20 кГц) и отображения (программное обеспечение Spike2). С помощью кабеля BNC подключите выход импульса триггера (обозначенный как «TRIG OUT») от изолированного импульсного стимулятора к одному из цифровых входных каналов устройства сбора данных.
  4. В программе настройте триггерный канал для записи событий. Это позволит анализировать сигналы LFP или WDR относительно времени каждой электрической стимуляции.
    ПРИМЕЧАНИЕ: LFP и WDR записи могут быть сделаны с помощью одного и того же микроэлектродного массива (1 x 8 многоэлектродных массива, расстояние между валами 500 мкм, импеданс 1 МОМ, индивидуальное изготовление). Глубина проникновения и настройки полосного фильтра усилителя — ключевые различия между типами сигнала. Массив удерживался и подключался к стереотаксу с помощью индивидуального 3D-печатного разъёма (рисунок 2A). Однако доступна коммерчески доступная альтернатива (рисунок 2B, Стандартный держатель электрода [Таблица материалов]).
  5. Для LFP вставляют массиву, ориентированную в рострокудальное направление, с самым ростральным уровнем электрода с швом, отмечающим Т13-шипный отросток, как можно ближе к средней линии, не повреждая кровеносный сосуд средней линии. Самые сильные сигналы находятся между поверхностью шнура и глубиной 300 мкм.
  6. Установите пропускные фильтры на усилителе на 10-100 Гц с усилением 1000x. Добавьте 60 Гц фильтр с вырезами (или 50 Гц, в зависимости от географического положения), чтобы убрать шум от сетевой сети. Качество мощности сигнала будет различаться по массиву. Выберите лучший сигнал для дальнейшего анализа.
  7. Нейроны WDR распределены по всему поясничному увеличению спинного мозга, в дорсальном роге на глубину от 600 до 1200 мкм и 200–800 мкм латерально к средней линии, ипсилатерально по отношению к стимуляции. Установите пропускающие фильтры на усилителе на 300-10 000 Гц с усилением 10 000x. Для таких записей также используйте фильтр с вырезами, хотя шум от сети обычно устраняется с помощью полосного фильтра.
  8. Регулируйте параметры стимуляции при наблюдении за электрофизиологическим сигналом. Отрегулировать амплитуду стимуляции и ширину импульса, чтобы обеспечить максимальную активацию всех подтипов нервных волокон.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Крупные миелинизированные волокна (Aα/β) имеют самые низкие пороги активации, за ними следуют малые миелинизированные волокна (Aδ). Немиелинизированные С-волокна требуют более высокой ширины и амплитуд импульсов стимуляции для генерации потенциалов действия с помощью электрической стимуляции.
  9. Начиная с ширины импульса 1 мс, увеличивайте амплитуду, пока не будут видны все компоненты сигнала. Если более высокие пороговые C-волокна не видны, увеличьте ширину импульса стимуляции.
  10. Для LFP-записи обратите внимание на короткую задержку, низкопороговую реакцию A-волокна от 40 до 100 мс и более длительную задержку с высоким порогом C-волокна в диапазоне 150–350 мс (рисунок 3B)3,8.
  11. Для записи WDR используйте следующие постстимульные задержки для определения подтипов нервных волокон: Aα/β: 0 - 25 мс, Aδ: 25 - 100 мс и C: 100-500 мс (рисунок 3C)5,6,7.

5. Блокада периферического нерва

  1. С помощью электрода нервного интерфейса с углеродом (CSINE)21 подайте катодный постоянный ток 0,1–5 мА к седалищному нерву, проксимально от стимулирующей манжеты (если применимо). Примеры блочных испытаний записей LFP и WDR показаны на рисунках 4 и 5.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Данные, полученные с использованием этого протокола, позволяют оценить относительную степень блокировки для подклассов сенсорных нервных волокон. Это также позволяет оценить временные свойства блока; как скорость индуцированного блока, так и скорость восстановления после прекращения блокирующегостимула 35. Для LFP-измерений активация волокон определяется путём вычисления площади под кривой за конкретный временной период, соответствующий интересуемому типу волокна....

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Этот метод описывает совокупность двух комплементарных электрофизиологических сигналов, которые можно использовать для измерения эффективности потенциально терапевтических вмешательств для блокировки сенсорных сигналов в периферических нервах.

Локальные полевые потенциалы (LFP) могут записываться из спинных дорсальных колонок с помощью микроэлектродов с высоким сопротивлением (1 МОМ). Они используются для измерения активации всего седалищного нерва; LFP предст...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Эта работа была поддержана NIH NINDS R01NS116009.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
1 x 8 многоэлектродная решетка, 500 и микро; расстояние между валами МикрозондыИндивидуальный продуктИндивидуальный микроэлектродный массив и bbsp;
14 G ангио-катетерБенктон ДикинсонSKU: 381164, GTIN: 382903811649
8-канальный биоусилительWorld Precision InstrumentsISO-DAM8AГлавная сцена
Тринокулярный стереомикроскоп серии AmScope SM-6T 3,5-45x Увеличение с шарнирным рычагом с кольцевым светомAmscopeSM-8TW2-144SХирургический микроскоп
устройство для сбора данных Cambridge Electronic DesignPower1401-3A
Щипцы Dumont #5Тонкие научные инструменты11251-20
Friedman-Pearson Rongeurs (размер чашки 1 мм)Тонкие научные инструменты16021-14
Аппарат ИВЛ ГарвардаHarvard Apparatus Модель 683
Изофлуран, USPPiramel Critical Care66794-017-25
ЛарингоскопСарнова ХК301-B802
Лезвие ларингоскопа Miller 00Сарнова ХК301-B5100-20
Парные подкожные иглыRhythmLinkRLSND121-1.013 мм игольчатые электроды из нержавеющей стали;
Rocuronium bromium, USPSolco43547-530-10
Spike2Cambridge Electronic Design
Импульсный стимулятор с изолированной квадратной волной AM-SystemsМодель 2100Бифазный прямоугольный изолированный импульсный стимулятор
Стереотаксичная платформа   with  регулируемые крепления основания и bbsp; с штифтом и зажимомDavid Kopf InstrumentsМодель 982
SureSite IV 22G x 1" безопасный катетер  MedlineDYNA2210022 G внутривенный катетер, nbsp;
Драйвер шприцаКоул ПармерМодель 74900
Сверхточный микроманипулятор
разрешение 10 микрон		David Kopf InstrumentsМодель 961
Универсальный держательDavid Kopf InstrumentsМодель 1772 Альтернативный 3D-печатный разъём и nbsp;
U-образная стереотаксическая рама David Kopf InstrumentsМодель 1430
Пружинные ножницы Vannas — режущая кромка 2 ммТонкие научные инструменты15000-03 
Зажимы позвонков David Kopf InstrumentsМодель 986C 

Ссылки

  1. Paul, A. K., et al. Opioid analgesia and opioid-induced adverse effects:a review. Pharmaceuticals (Basel). 14 (11), 1091(2021).
  2. Guichard, L., et al. Opioid-induced hyperalgesia in patients with chronic pain:a systematic review of published cases. Clin J Pain. 38 (1), 49-57 (2022).
  3. Hu, N. W., et al. Protein synthesis inhibition blocks the late-phase LTP of C-fiber evoked field potentials in rat spinal dorsal horn. J Neurophysiol. 89 (5), 2354-2359 (2003).
  4. Gozariu, M., et al. Temporal summation of C-fiber afferent inputs:competition between facilitatory and inhibitory effects on C-fiber reflex in the rat. J Neurophysiol. 78 (6), 3165-3179 (1997).
  5. Zhang, Z., et al. Understanding of spinal wide dynamic range neurons and their modulation on pathological pain. J Pain Res. 17, 441-457 (2024).
  6. Duan-Mu, C. L., et al. Electroacupuncture-induced muscular inflammatory pain relief was associated with activation of low-threshold mechanoreceptor neurons and inhibition of wide dynamic range neurons in spinal dorsal horn. Front Neurosci. 15, 687173(2021).
  7. Wallin, J., et al. Spinal cord stimulation inhibits long-term potentiation of spinal wide dynamic range neurons. Brain Res. 973 (1), 39-43 (2003).
  8. Yang, F., et al. Activation of cannabinoid CB1 receptor contributes to suppression of spinal nociceptive transmission and inhibition of mechanical hypersensitivity by Aβ-fiber stimulation. Pain. 157 (11), 2582-2593 (2016).
  9. Yang, F., et al. Differential expression of voltage-gated sodium channels in afferent neurons renders selective neural block by ionic direct current. Sci Adv. 4 (4), eaaq1438(2018).
  10. Cuellar, J. M., et al. Effect of high-frequency alternating current on spinal afferent nociceptive transmission. Neuromodulation. 16 (4), 318-327 (2013).
  11. Omori, Y., et al. A mouse model of sural nerve injury-induced neuropathy:gabapentin inhibits pain-related behaviors and the hyperactivity of wide-dynamic range neurons in the dorsal horn. J Pharmacol Sci. 2009, 532-539 (2009).
  12. Vande Perre, L., et al. Differences in conduction velocities of nerve fibers excited by infrared and electrical stimulation. J Neurosci Methods. 418, 110427(2025).
  13. Paquette, T., et al. Spinal neurovascular coupling is preserved despite time-dependent alterations of spinal cord blood flow responses in a rat model of chronic back pain:implications for functional spinal cord imaging. Pain. 164 (4), 758-770 (2023).
  14. Yang, C. -T., et al. Novel pulsed ultrahigh-frequency spinal cord stimulation inhibits mechanical hypersensitivity and brain neuronal activity in rats after nerve injury. Anesthesiology. 139 (5), 646-663 (2023).
  15. Nierula, B., et al. A multichannel electrophysiological approach to noninvasively and precisely record human spinal cord activity. PLoS Biol. 22 (10), e3002828(2024).
  16. Arcourt, A., et al. Touch receptor-derived sensory information alleviates acute pain signaling and fine-tunes nociceptive reflex coordination. Neuron. 93 (1), 179-193 (2017).
  17. Zimmerman, A., Bai, L., Ginty, D. D. The gentle touch receptors of mammalian skin. Science. 346 (6212), 950-954 (2014).
  18. Wellnitz, S. A., et al. The regularity of sustained firing reveals two populations of slowly adapting touch receptors in mouse hairy skin. J Neurophysiol. 103 (6), 3378-3384 (2010).
  19. Falinower, S., et al. A C-fiber reflex modulated by heterotopic noxious somatic stimuli in the rat. J Neurophysiol. 72 (1), 194-213 (1994).
  20. Jones, M. G., et al. Neuromodulation using ultra low frequency current waveform reversibly blocks axonal conduction and chronic pain. Sci Transl Med. 13 (608), (2021).
  21. Vrabec, T. L., et al. A carbon slurry separated interface nerve electrode for electrical block of nerve conduction. IEEE Trans Neural Syst Rehabil Eng. 27 (5), 836-845 (2019).
  22. Bender, S. A., et al. Effects on heart rate from direct current block of the stimulated rat vagus nerve. J Neural Eng. 20 (1), (2023).
  23. Green, D. B., et al. Effects of waveform shape and electrode material on kilohertz frequency alternating current block of mammalian peripheral nerve. Bioelectron Med. 8 (1), 11(2022).
  24. Buzza, A. S., et al. Direct photobiomodulation therapy on the sciatic nerve significantly attenuates acute nociceptive sensitivity without affecting motor output. Neuromodulation. 27 (8), 1338-1346 (2024).
  25. Buzza, A., et al. Selective neural inhibition via photobiomodulation alleviates behavioral hypersensitivity associated with small sensory fiber activation. Lasers Surg Med. 56 (3), 305-314 (2024).
  26. Lothet, E. H., et al. Alternating current and infrared produce an onset-free reversible nerve block. Neurophotonics. 1 (1), 011010(2014).
  27. Fishman, M. A., et al. Temperature-mediated nerve blocks in the treatment of pain. Curr Pain Headache Rep. 25 (9), 60(2021).
  28. Wang, F., et al. Nociceptor-localized cGMP-dependent protein kinase I is a critical generator for central sensitization and neuropathic pain. Pain. 162 (1), 135-151 (2021).
  29. Shi, C. Y., et al. Luteoloside exerts analgesic effect in a complete Freund's adjuvant-induced inflammatory model via inhibiting interleukin-1β expression and macrophage/microglia activation. Front Pharmacol. 11, 1158(2020).
  30. Leong, M. L., Speltz, R., Wessendorf, M. Effects of chronic constriction injury and spared nerve injury, two models of neuropathic pain, on the numbers of neurons and glia in the rostral ventromedial medulla. Neurosci Lett. 2016, 82-87 (2016).
  31. Zhao, X. H., Zhang, T., Li, Y. Q. The up-regulation of spinal Toll-like receptor 4 in rats with inflammatory pain induced by complete Freund's adjuvant. Brain Res Bull. 111, 97-103 (2015).
  32. Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , U.S. Department of Health and Human Services, Public Health Service, National Institutes of Health. (1986).
  33. Greene, E. C. Anatomy of the Rat. , American Philosophical Society. Philadelphia. (1935).
  34. Foldes, E. L., et al. fabrication and evaluation of a conforming circumpolar peripheral nerve cuff electrode for acute experimental use. J Neurosci Methods. 196 (1), 31-37 (2011).
  35. Green, D. B., et al. Temporal properties of transcutaneous direct current motor conduction block. J Neural Eng. 22 (1), (2025).
  36. Sandkühler, J., Gruber-Schoffnegger, D. Hyperalgesia by synaptic long-term potentiation (LTP):an update. Curr Opin Pharmacol. 12 (1), 18-27 (2012).
  37. Drdla-Schutting, R., et al. Erasure of a spinal memory trace of pain by a brief, high-dose opioid administration. Science. 335 (6065), 235-238 (2012).
  38. Guan, Y., et al. Windup in dorsal horn neurons is modulated by endogenous spinal µ-opioid mechanisms. J Neurosci. 26 (1), 4298-4307 (2006).
  39. Morgan, M. M. Paradoxical inhibition of nociceptive neurons in the dorsal horn of the rat spinal cord during a nociceptive hindlimb reflex. Neuroscience. 88 (2), 489-498 (1999).
  40. Deng, W., et al. Paravertebrally-injected multifunctional hydrogel for sustained anti-inflammation and pain relief in lumbar disc herniation. Adv Healthc Mater. 13 (27), 2401227(2024).
  41. Jones, A. F., et al. Sex and age effects on chronic inflammatory pain development, maintenance, and resolution in Wistar rats. J Pain. 28, 104789(2025).
  42. Goo, B., et al. Bee venom alleviated edema and pain in monosodium urate crystals-induced gouty arthritis in rat by inhibiting inflammation. Toxins (Basel). 13 (9), 661(2021).
  43. Thibault, K., et al. Antinociceptive and anti-allodynic effects of oral PL37, a complete inhibitor of enkephalin-catabolizing enzymes, in a rat model of peripheral neuropathic pain induced by vincristine. Eur J Pharmacol. 600 (1-3), 71-77 (2008).
  44. Henschke, N., Kamper, S. J., Maher, C. G. The epidemiology and economic consequences of pain. Mayo Clin Proc. 90 (1), 430-437 (2015).
  45. Dorner, T. E. Pain and chronic pain epidemiology:implications for clinical and public health fields. Wien Klin Wochenschr. 130 (1), 1-3 (2018).
  46. Memtsoudis, S. G., et al. Peripheral nerve block anesthesia/analgesia for patients undergoing primary hip and knee arthroplasty:recommendations from the International Consensus on Anesthesia-Related Outcomes after Surgery (ICAROS) group based on a systematic review and meta-analysis of current literature. Reg Anesth Pain Med. 46 (11), 971-985 (2021).
  47. Irajian, M., Fattahi, V. Rebound pain after peripheral nerve block for ankle surgery and postoperative analgesic:systematic review. Eurasian J Chem Med Pet Res. 2 (3), 43-52 (2023).
  48. Su, T. F., et al. Peripheral direct current reduces naturally evoked nociceptive activity at the spinal cord in rodent models of pain. J Neural Eng. 21 (2), 026044(2024).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Электрофизиологические методы оценки периферической болевой блокады у анестезируемой крысы
Свяжитесь с нами
Рекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

Авторские права © 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.