Методическая статья

Изготовленные на заказ 3D-печатные формы для визуализации рыбок данио и развития сердца

775 просмотров

⸱

DOI:

10.3791/68768

⸱

15 августа 2025 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biology, University of Mississippi

В этой статье

Краткое содержание

В этой статье мы опишем метод использования недорогого стереолитографического 3D-принтера для создания пресс-форм, облегчающих воспроизводимую установку эмбрионов рыбок данио для визуализационных исследований. С помощью этого метода мы создали пресс-формы для визуализации морфогенеза сердца у эмбрионов рыбок данио.

Аннотация

Монтирование эмбриона является одной из технических проблем, с которыми сталкиваются исследователи при реализации проекта визуализации. Эмбрионы должны быть ориентированы воспроизводимым образом таким образом, чтобы интересующая ткань была доступна для объектива микроскопа в течение всего периода визуализации. Чтобы решить эту проблему, исследователи могут встраивать эмбрионы в вязкие среды или создавать специальные чашки и слепки для удержания эмбрионов в желаемой ориентации во время визуализации. В этой статье мы опишем метод использования недорогого стереолитографического (SLA) 3D-принтера для изготовления многоразовых форм, которые создают агарозные лунки, в которые можно монтировать эмбрионы для визуализации. Эти агарозные лунки обеспечивают надежное средство для ориентации нескольких эмбрионов для визуализации. Этот метод включает в себя структуру дизайна, которую можно легко настроить для различных тканей, организмов и задач визуализации. Используя этот метод, мы создали пресс-формы для визуализации развития сердца у рыбок данио для вертикального и перевернутого микроскопов. Используя доступные материалы и оборудование, этот метод позволяет исследователям легко создавать пресс-формы, соответствующие их потребностям в монтаже.

Введение

Визуализация клеточной динамики у интактного животного имеет важное значение для понимания патологий врожденных заболеваний и основных процессов развития и гомеостаза. Эта визуализация включает в себя визуализацию в нескольких пространственных масштабах для определения физиологической динамики во всем организме, а также на тканевом, клеточном и субклеточном уровнях. Методы визуализации, используемые для визуализации клеточной динамики, варьируются от иммунофлуоресцентных исследований неподвижных образцов до покадровой визуализации живых образцов. Эти методы визуализации требуют удержания неповрежденных образцов в определенной ориентации, чтобы интересующая область была доступна объективу микроскопа.

Эмбрионы рыбок данио являются идеальным модельным организмом для визуализационных исследований благодаря их оптической прозрачности, генетической податливости, внешнему оплодотворению и позвоночному происхождению. Тем не менее, выращивание эмбрионов данио-рерио в определенной ориентации последовательным и воспроизводимым образом представляет собой постоянную проблему. Монтирование особенно сложно для визуализации развития сердца у эмбрионов рыбок данио, потому что морфогенез сердца происходит в разных плоскостях1.

Было разработано несколько подходов для решения проблем, связанных с подгонкой эмбрионов для визуализации. Один из самых простых методов заключается в установке эмбрионов данио рерио между двумя покровными стеклами со слоями ленты между покровными стеклами, чтобы предотвратить раздавливание. Этот метод позволяет получать изображения как на инвертированных, так и на вертикальных микроскопах2. Эмбрионы рыбок данио также могут быть помещены в высоковязкую среду или гель, такой как метилцеллюлоза или агароза с низкой температурой плавления 0,1-0,8%, для удержания эмбрионов в определенных ориентациях 2,3,4. Эти подходы с низкой пропускной способностью хорошо подходят для многих проектов визуализации; Тем не менее, обеспечение целостности эмбриона и воспроизводимое получение определенных ориентаций может быть проблематичным. Для повышения производительности визуализации и облегчения монтажа из затвердевшей агарозы в чашкедля визуализации 5,6,7,8 могут быть созданы регулярно расположенные лунки. Для облегчения создания этих агарозных колодцев были созданы пластиковые формы 9,10,11. В то время как эти формы могут быть применены для визуализации вдоль стандартных дорсально-вентрально-латеральных осей10,12, они часто изготавливаются для решения конкретных задач визуализации, таких как использование в 96-луночных планшетах13 или для обнаружения первого сердцебиения14. В особых случаях были созданы целые антенны для визуализации 5,15,16. Например, микрофлюидная камера (называемая ZEBRA), изготовленная из PDMS, облегчает как визуализацию, так и воздействие химических веществна эмбрионы. Эти формы часто изготавливаются из силикона или механически обрабатываются из люцита 10,18,19. Тем не менее, появление относительно недорогих трехмерных (3D) принтеров демократизировало создание специализированных пресс-форм, которые используются для создания агарозных ячеек для визуализации.

3D-печать, также называемая аддитивным или слоистым производством, предполагает создание 3D-объекта из цифровой конструкции путем последовательного сложения и слияния отдельных слоев20,21. Стереолитография (SLA) использует ультрафиолетовое (УФ) излучение для отверждения светочувствительной жидкой смолы в последовательных слоях22. Принтеры SLA экономичны, быстры и высокоточны и могут использоваться с различными смолами, в том числе с теми, которые обеспечивают гладкую поверхность16. Процесс начинается с программного обеспечения для автоматизированного проектирования (САПР), в котором цифровые модели объекта могут быть спроектированы заново или модифицированы на основе уже существующих проектов. Затем цифровая модель виртуально нарезается на печатные слои. Используя эти цифровые слои, 3D-принтер слой за слоем конструирует объект. Здесь мы представляем метод и структуру для индивидуального проектирования и создания пресс-форм для визуализации с использованием недорогого коммерчески доступного 3D-принтера SLA. Кроме того, мы используем эту структуру для создания форм для визуализации различных стадий развития сердца данио рерио на перевернутых или вертикальных микроскопах, а также для визуализации эмбрионов данио рерио вдоль их латеральной, дорсальной или вентральной оси.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Протоколы, эксперименты и результаты, описанные здесь, были проведены в соответствии с правилами и рекомендациями по благополучию животных, а также Комитетом по институциональному уходу за животными и их использованию в Университете Миссисипи (протокол #24-008).

Чтобы создать агарозные лунки различной формы, в которых эмбрионы могут быть ориентированы для визуализации, мы разработали конструкцию, в которой используется основание, прикрепленное к колышкам (рис. 1A). Форма этих колышков (см. стрелку, указывающую на колышки фиолетовым цветом на рисунке 1А) может быть изменена для ориентации эмбрионов на разных стадиях развития и сосредоточения на различных тканях. Ниже мы опишем протокол настройки этих колышков и использования этой системы для создания агарозных скважин.

1. Создание индивидуальной формы для визуализации

  1. Создайте предварительный эскиз образца или эмбриона, расположенного в нужной ориентации. Учитывайте желаемую ориентацию эмбриона и то, содержит ли используемый микроскоп вертикальные или перевернутые объективы. Также учитывайте размер чашки, количество эмбрионов, которые необходимо посадить, и расстояние между ними.
  2. Измерьте размеры эмбриона (например, длину, ширину и высоту) с помощью микроскопа в сочетании с программным инструментом, таким как FIJI23. Используйте эти размеры для того, чтобы зародыши поместились в лунки, созданные колышками.
  3. Определите форму, соответствующую геометрии эмбриона. Используя измерения, полученные на шаге 1.2, в сочетании с программным обеспечением для автоматизированного проектирования (САПР) создайте колышек, который приблизительно соответствует форме и размеру образца.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Эта форма может быть создана в базовой программе САПР путем комбинации и наложения различных предварительно разработанных форм, или форма может быть создана заново с помощью передового программного обеспечения САПР. Кроме того, можно изменить один из наших предварительно разработанных колышков (см. Дополнительный файл 1). Сужение колышка, как показано на рисунке 1А, может помочь сориентировать эмбрионы таким образом, чтобы интересующая ткань находилась ближе всего к цели.
  4. Сочетайте конструкцию колышка с базовой конструкцией:
    1. В программе САПР добавьте специально разработанный штифт к одному из предварительно спроектированных оснований (Дополнительный файл 1). Затем скопируйте и равномерно разместите колышки по всему основанию для получения высокопроизводительной визуализации с помощью инструментов расширенной программы САПР. Дважды проверьте, чтобы убедиться, что все колышки достигают одинаковой высоты от основания.
  5. Подготовьте конструкцию для 3D-печати:
    1. Перенесите индивидуальный проект пресс-формы или одну из предварительно разработанных пресс-форм (Дополнительный файл 2) в программное обеспечение для слайсера, которое преобразует проект в команды для 3D-принтера.
    2. В программном обеспечении слайсера обязательно поворачивайте конструкцию так, чтобы критически важные компоненты, такие как штифты, располагались вдали от сцены принтера. Для держателя защитного стекла, который печатается на моделирующем принтере методом наплавления (FDM), расположите печать горизонтально.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Вращение рисунка предотвратит деформацию, которая может произойти, когда хрупкие детали расположены близко к этапу печати.
    3. Добавьте опоры в программное обеспечение слайсера, чтобы гарантировать, что тонкие детали формы не сломаются во время печати. Функция автоматического размещения средних опор в программном обеспечении вместе с ручным курированием обеспечивает хорошее распределение опор без больших зазоров. Для создания прочной формы используется стратегия 100% заполнения.
    4. Печатайте несколько деталей одновременно, используя один файл STL, содержащий все формы, или упорядочивая отдельные файлы STL с помощью программного обеспечения для слайсера.
  6. Печатание
    ПРИМЕЧАНИЕ: SLA-принтеры являются нашим предпочтительным типом 3D-принтеров для пресс-форм для визуализации из-за их практичности, точности и создания гладких поверхностей. Принтер FDM используется для изготовления держателя защитного стекла, потому что он создает более легкие и жесткие отпечатки, чем принтеры SLA.
    1. Начните со следующих настроек печати и оптимизируйте оттуда: высота слоя 0,05 мм; 5 количество нижних слоев; время выдержки 2,5 с; время выдержки снизу 35 с; Подъем дна 5 мм и расстояние подъема; скорость подъема дна 60 мм/мин; скорость подъема 80 мм/мин; и скорость втягивания 210 мм/мин.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Параметры печати, скорее всего, должны быть оптимизированы пользователем, поскольку они зависят от типа смолы, комнатной температуры и модели принтера.
  7. После печати промойте формы в воде, снимите опоры и поместите формы под ультрафиолетовым светом в колпак для культуры тканей, чтобы обеспечить затвердевание смолы.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Тщательная промывка и отверждение форм важны для предотвращения отслаивания смолы и предотвращения деформации формы.
    Перчатки и лабораторный халат следует надевать при работе с неотвержденной смолой и очистке плесени, так как неотвержденная смола может раздражать кожу. Принтеры SLA используют ультрафиолетовое излучение для отверждения смолы, которая может быть вредна для глаз и кожи. Убедитесь, что камера печати надежно закрыта, и избегайте прямого взгляда на источник ультрафиолетового излучения.

2. Методика использования напечатанных на 3D-принтере форм для создания агарозных колодцев

  1. Изготовление агарозных колодцев
    1. Делают агарозные лунки путем растворения 2% (г/мл) агарозы в средах Е3 (1,578 мМ NaCl, 0,169 мМ KCl, 0,249 мМ CaCl2*2H2O, 0,161 мМ MgSO4*7H2O). Поместите форму в центр покровного дна так, чтобы стрелка была направлена вниз в сторону лунки (см. рисунок 2A, B). Пипетка 750 мкл 2% расплавленной агарозы/E3 вдоль половины периметра формы для визуализации (см. Рисунок 2C).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Расплавленная агароза должна быть невязкой, но достаточно прохладной, чтобы пипетировать ее без образования пузырьков. Мы используем посуду 60 мм с покровным дном 30 мм, в то время как для форм, предназначенных для вертикальных микроскопов, можно использовать стандартную тарелку 60 мм. Для просеивающей формы используется несколько иной протокол (см. ниже).
    2. Пипетируйте еще 750 мкл 2% расплавленной агарозы/E3 вдоль другой половины периметра формы для визуализации (см. Рисунок 2D).
    3. Подождите 5-7 минут, пока агароза застынет, наблюдая за переходом от прозрачной жидкости к непрозрачному синему гелю (см. рисунок 2E).
    4. Добавьте тонкий слой расплавленной агарозы по периметру застывшей центральной агарозы.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Хотя этот шаг не является строго обязательным, он помогает закрепить затвердевшую агарозу на чашке и предотвратить отслоение, вызванное средой.
    5. Поместите наружное кольцо (дополнительный рисунок S1B) на узел агарозной формы стрелкой, направленной в сторону агарозы (см. рисунок 2F).
    6. Осторожно удерживая внешнее кольцо, осторожно потяните прямо вверх за внутреннюю форму, чтобы отделить ее от агарозы (см. рисунок 2G).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Во избежание поломки или повреждения агарозных лунок не нажимайте слишком сильно на наружное кольцо и не скручивайте и не смещайте внутреннюю форму при вытягивании вверх.
    7. Снимите наружное кольцо, обнажив отверстия агарозы в нижней чаше покровного стекла (рисунок 2H).
    8. Осмотрите агарозные лунки под микроскопом, чтобы убедиться в правильности определения размеров и добычи.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Для получения изображений на инвертированном микроскопе часто необходимо снять тонкую пленку агарозы со дна лунки. Это можно сделать с помощью щипцов.
  2. Модифицированный протокол использования просеивающей формы
    1. Налейте расплавленный 2% агарозы/Е3 в чашку Петри, пока она не заполнится примерно наполовину.
    2. Держите форму колышками вверх и нанесите на колышки расплавленный 2% агарозы/E3 до тех пор, пока они не покроются (~3 мл).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Следите за тем, чтобы не появлялись пузырьки, выпуская только 90% расплавленной агарозы, которая была втянута в пипетку.
    3. Наклоняющим движением поместите один конец, а затем всю форму с колышками лицевой стороной вниз в чашку Петри, содержащую расплавленный агароз (дополнительный рисунок S2).
    4. Дайте агарозе застыть в течение 5-7 минут.
    5. Осторожно извлеките форму, используя ручку, чтобы поддеть один конец, а затем другой.

3. Монтаж зародышей в агарозные лунки с низкой температурой плавления и без агарозы

  1. Дехорионат и обезболивание эмбрионов в растворе трикаина 200 мкг/мл перед монтажом.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для остановки сердцебиения требуется ~400 мкг/мл раствора трикаина.
    1. Без использования агарозы с низкой температурой плавления: Заполните чашку для визуализации 1x E3 и трикаином (200 мкг/мл), добавьте в чашку для визуализации обезболенные эмбрионы, используйте щипцы для размещения и ориентации эмбрионов в агарозных лунках, а затем сделайте снимк (см. рис. 2I, J).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Поскольку щипцы могут легко повредить эмбрион, вместо него можно использовать кочергу для эмбрионов, в которой леска диаметром 0,41 мм вставлена в капиллярную трубку или наконечник пипетки и закреплена суперклеем.
    2. Использование низкой температуры плавления агарозы:
      ПРИМЕЧАНИЕ: В то время как формы предназначены для размещения эмбрионов в определенных ориентациях, использование агарозы с низкой температурой плавления для удержания эмбрионов на месте может гарантировать, что эмбрионы не будут дрейфовать во время визуализации или во время транспортировки чашки для визуализации с установленными эмбрионами в микроскоп. Приведенные ниже шаги вытекают из нашего предыдущего протокола6.
      1. Создают пробирки из низкоплавкой агарозы путем растворения 0,1-0,8% низкоплавкой агарозы в 5 мл среды Е3 и нагревания до 65-70 °С на водяной бане. Время от времени переворачивайте трубку до тех пор, пока агароза с низкой температурой плавления не растворится. Разложите низкотемпературный раствор агарозы в микрофуговые пробирки и поместите их на нагревательный блок, установленный на 42 °C. Дайте раствору уравновеситься до 42 °C в течение не менее 1 часа.
        ПРИМЕЧАНИЕ: Как правило, рекомендуется использовать свежеприготовленный низкотемпературный раствор агарозы.
      2. Используя стеклянную пипетку Пастера с широким отверстием, перенесите один эмбрион в пробирку, содержащую раствор агарозы с низкой температурой плавления. Чтобы избежать добавления лишней жидкости в раствор агарозы с низкой температурой плавления, передавайте только эмбрион и жидкость, непосредственно окружающую его. Сразу же перенесите зародыш, который сейчас находится в легкоплавкой агарозе, в одну из агарозных лунок. Верните низкотемпературный раствор агарозы в нагревательный блок для повторного использования.
      3. С помощью щипцов или кочерги для эмбрионов (см. шаг 3.1.1) поместите эмбрион в лунку для визуализации.
      4. Повторите шаги 3.1.2.2-3.1.2.3 для других скважин. Если предыдущие лунки начинают подсыхать, используйте пипетку p200, чтобы добавить небольшое количество E3 (~50-100 μL) поверх лунки.
  2. После того, как эмбрионы были установлены во всех лунках и низкая температура плавления агарозы затвердела, с помощью пипетки медленно добавьте раствор трикаина/Е3 в чашку для визуализации.
  3. После визуализации осторожно извлеките эмбрионы из лунок с помощью щипцов и дайте им развиться дальше, чтобы убедиться, что визуализация не вызвала дефектов развития.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Отверстия для агарозы можно извлечь из чашки для визуализации, которую можно промыть и использовать повторно. Промывка имеющимся в продаже средством для мытья стекол, а затем несколько раз с помощью ddH2O помогает удалить отложения соли на покровных стеклах. Несмотря на то, что мы не испытывали токсичности из-за остаточных следов средства для мытья стекол, исследователю рекомендуется подтвердить эти результаты с помощью собственных лабораторных условий.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Вышеуказанный протокол был использован для разработки пресс-форм для визуализации различных стадий сердечного развития у рыбок данио, включая сращение сердца, формирование сердечной трубки, сердечную петлю и формирование камеры. Поскольку развитие сердца не происходит вдоль основных анатомических осей эмбриона, форма колышков была адаптирована для разных стадий развития, чтобы правильно расположить эмбрионы. Например, переднее внутреннее расположение сердца данио-рерио через 48 часов после оплодотворения (HPF) относитель...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

В этом протоколе мы описываем метод проектирования напечатанных на 3D-принтере пресс-форм, которые создают агарозные лунки, которые могут облегчить монтаж эмбрионов или тканей для визуализирующих исследований. Эти формы могут быть изготовлены для визуализации с помощью вертикального или инвертированного микроскопа, а агарозные лунки, изготовленные с использованием этих специальных форм, могут использоваться для визуализации, которая варьируется от иммунофлуоресцентных исследований фиксир...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

У авторов нет конфликта интересов, о котором можно было бы заявить.

Благодарности

Мы хотели бы поблагодарить сотрудников лаборатории Bloomekatz, особенно Сасмиту Сингх и Эллисон Холмс, а также ядро визуализации GlyCORE (при поддержке P20GM130460), лабораторию IDEA Университета Миссисипи, доктора Ивэй Хана и лабораторию Хана, а также членов сообществ Университета Миссисипи по гликонауке и биологии развития. Эта работа поддерживается финансированием со стороны NIH (R15HD108782, P20GM130460).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
SLA 3D принтерElegooMARS 2 PRO
Agarose Apex Bioresearch; Genesee Scientific 20-102QDЛюбая марка может быть заменена
Autodesk Fusion 360Autodesk Inc.https://www.autodesk.com/products/fusion-360/ Программное обеспечение для автоматизированного проектирования (САПР) - более продвинутое
Axio-Zoom вертикальный микроскопZeissAxio Zoom.V16
ChituboxCBD-Techhttps://www.chitubox.com/Программное обеспечение для слайсера
Coverslip нижняя тарелка (чашка 60 мм с дном 30 мм лунка)CellvisD60-30-1.5N
F59 тяжелая цепь миозина (все быстрые изоформы)DHSBF591:50 разведение
FDM нитейBambuPLA филаменты
FDM принтерBambu BambuX1 Carbon FDM0,4 мм сопло экструдера
щипцыFisher16-100-121Другие бренды, вероятно, подойдут
Goat anti-mouse Alexa 488ThermoFisher#A281751:300 разведение
ImarisAndor10.2Программное обеспечение
инвертированный конфокальный микроскопLeicaLeica SP8 X
Низкотемпературный агарозныйзолотоБиотехнология Каталожный No: A-204-25Другие бренды, вероятно, подойдут
Пипеточный насосBel-ArtF37898
Смола для SLA принтераElegooElegoo P05BB028Водосмываемый фотополимер Смола V2.0
Агглютинин Ricinus communis (RCA-120)Vector labs#RLK-2200 (набор лектинов)Разведение 1:300
TinkerCADAutodesk Inc. https://www.tinkercad.com/Программное обеспечение для вспомогательного проектирования (САПР) - базовый
Tricaine S Вестерн Кемикал, Инк. ANADA #200-226
Агглютинин зародышей пшеницы (WGA)Vector labs#RLK-2200 (набор лектинов)1:300 разведение
Широкопроходная стеклянная пипетка Пастера Duran Wheaton Kimble (DWK)63A53WT

Ссылки

  1. Shrestha, R., Lieberth, J., Tillman, S., Natalizio, J., Bloomekatz, J. Using zebrafish to analyze the genetic and environmental etiologies of congenital heart defects. Adv Exp Med Biol. 1236, 189-223 (2020).
  2. Westerfield, M. The zebrafish book: a guide for the laboratory use of zebrafish (Danio rerio). , 5th edn, Univ. of Oregon Press. (2007).
  3. Upadhyay, S., et al. A layered mounting method for extended time-lapse confocal microscopy of whole zebrafish embryos. J Vis Exp. (155), e60321(2020).
  4. Kaufmann, A., Mickoleit, M., Weber, M., Huisken, J. Multilayer mounting enables long-term imaging of zebrafish development in a light sheet microscope. Development. 139 (17), 3242-3247 (2012).
  5. Cooper, M. S., D'Amico, L. A., Henry, C. A. Confocal microscopic analysis of morphogenetic movements. Methods Cell Biol. 59, 179-204 (1999).
  6. McCann, T., Shrestha, R., Graham, A., Bloomekatz, J. Using live imaging to examine early cardiac development in zebrafish. Methods Mol Biol. 2438, 133-145 (2022).
  7. Hirsinger, E., Steventon, B. A versatile mounting method for long term imaging of zebrafish development. J Vis Exp. (119), e55210(2017).
  8. Kleinhans, D. S., Lecaudey, V. Standardized mounting method of zebrafish embryos using a 3D-printed stamp for high-content, semi-automated confocal imaging. BMC Biotechnol. 19 (1), 68(2019).
  9. Alessandri, K., et al. All-in-one 3D printed microscopy chamber for multidimensional imaging, the universlide. Sci Rep. 7, 42378(2017).
  10. Megason, S. G. In toto imaging of embryogenesis with confocal time-lapse microscopy. Methods Mol Biol. 546, 317-332 (2009).
  11. Wühr, M., Obholzer, N. D., Megason, S. G., Detrich, H. W. III, Mitchison, T. J. Live imaging of the cytoskeleton in early cleavage-stage zebrafish embryos. Methods Cell Biol. 101, 1-18 (2011).
  12. Masselink, W., Wong, J. C., Liu, B., Fu, J., Currie, P. D. Low-cost silicone imaging casts for zebrafish embryos and larvae. Zebrafish. 11 (1), 26-31 (2013).
  13. Wittbrodt, J. N., Liebel, U., Gehrig, J. Generation of orientation tools for automated zebrafish screening assays using desktop 3D printing. BMC Biotechnol. 14, 36(2014).
  14. Jia, B. Z., Qi, Y., Wong-Campos, J. D., Megason, S. G., Cohen, A. E. A bioelectrical phase transition patterns the first vertebrate heartbeats. Nature. 622 (7981), 149-155 (2023).
  15. Ellett, F., Irimia, D. Microstructured devices for optimized microinjection and imaging of zebrafish larvae. J Vis Exp. 130, e56498(2017).
  16. Tan, S., Zhu, X., Zartman, J. J., Deng, Q. Low-cost polyethylene terephthalate lamination microfluidics designs for multiplexed zebrafish imaging. J Vis Exp. (211), e67313(2024).
  17. Bischel, L. L., Mader, B. R., Green, J. M., Huttenlocher, A., Beebe, D. J. Zebrafish entrapment by restriction array (ZEBRA) device: a low-cost, agarose-free zebrafish mounting technique for automated imaging. Lab Chip. 13 (9), 1732-1736 (2013).
  18. Peravali, R., et al. Automated feature detection and imaging for high-resolution screening of zebrafish embryos. Biotechniques. 50 (5), 319-324 (2011).
  19. Weijts, B., Tkachenko, E., Traver, D., Groisman, A. A four-well dish for high-resolution longitudinal imaging of the tail and posterior trunk of larval zebrafish. Zebrafish. 14 (5), 489-491 (2017).
  20. Bozkurt, Y., Karayel, E. 3D printing technology; methods, biomedical applications, future opportunities and trends. J Mater Res Technol. 14, 1430-1450 (2021).
  21. Murr, L. E. Frontiers of 3D printing/additive manufacturing: from human organs to aircraft fabrication. J Mater Sci Technol. 32 (10), 987-995 (2016).
  22. Gu, Z., Fu, J., Lin, H., He, Y. Development of 3D bioprinting: from printing methods to biomedical applications. Asian J Pharm Sci. 15 (5), 529-557 (2020).
  23. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nat Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  24. Beck, A. P., Watt, R. M., Bonner, J. Dissection and lateral mounting of zebrafish embryos: analysis of spinal cord development. J Vis Exp. (84), e50703(2014).
  25. Huang, C. J., Tu, C. T., Hsiao, C. D., Hsieh, F. J., Tsai, H. J. Germ-line transmission of a myocardium-specific GFP transgene reveals critical regulatory elements in the cardiac myosin light chain 2 promoter of zebrafish. Dev Dyn. 228 (1), 30-40 (2003).
  26. Bloomekatz, J., et al. Platelet-derived growth factor (PDGF) signaling directs cardiomyocyte movement toward the midline during heart tube assembly. eLife. 6, (2017).
  27. Cummings, R. D., et al. Essentials of Glycobiology. Varki, A., et al. Ch 48, Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, NY. 645-661 (2022).
  28. Gallagher, J. T., Morris, A., Dexter, T. M. Identification of two binding sites for wheat-germ agglutinin on polylactosamine-type oligosaccharides. Biochem J. 231 (1), 115-122 (1985).
  29. Yamamoto, K., Tsuji, T., Matsumoto, I., Osawa, T. Structural requirements for the binding of oligosaccharides and glycopeptides to immobilized wheat germ agglutinin. Biochemistry. 20 (20), 5894-5899 (1981).
  30. Wright, C. S., Jaeger, J. Crystallographic refinement and structure analysis of the complex of wheat germ agglutinin with a bivalent sialoglycopeptide from glycophorin A. J Mol Biol. 232 (2), 620-638 (1993).
  31. Lawson, N. D., Weinstein, B. M. In vivo imaging of embryonic vascular development using transgenic zebrafish. Dev Biol. 248 (2), 307-318 (2002).
  32. Isogai, S., Lawson, N. D., Torrealday, S., Horiguchi, M., Weinstein, B. M. Angiogenic network formation in the developing vertebrate trunk. Development. 130 (21), 5281-5290 (2003).
  33. Illi, J., et al. Translating imaging into 3D printed cardiovascular phantoms: a systematic review of applications, technologies, and validation. JACC Basic Transl Sci. 7 (10), 1050-1062 (2022).
  34. George, E., Liacouras, P., Rybicki, F. J., Mitsouras, D. Measuring and establishing the accuracy and reproducibility of 3D printed medical models. Radiographics. 37 (5), 1424-1450 (2017).
  35. Elegoo Mars 2 Pro Mono LCD 3D Printer. , https://us.elegoo.com/products/elegoo-mars-2-pro-mono-lcd-3d-printer (2025).
  36. Shrestha, R., et al. The myocardium utilizes a platelet-derived growth factor receptor α (PDGFRα)-phosphoinositide 3-kinase (PI3K) signaling cascade to steer toward the midline during zebrafish heart tube formation. ELife. 12, e85930(2023).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

3D
Видео скоро будет доступно

Похожие статьи