Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

В пробирке Внутрипросветная инфузия геля: передовой подход к микроскопическому анализу артерий сопротивления человека

558 просмотров

⸱

DOI:

10.3791/68773

⸱

19 августа 2025 г.

 ,  ,  ,  , 
1Physiology Unit, Laboratory of Malaria and Vector Research, National Institute of Allergy and Infectious Diseases, 2Surgical Oncology Program, Center for Cancer Research, National Cancer Institute, 3Infectious Disease Pathogenesis Section, National Institute of Allergy and Infectious Diseases

В этой статье

Краткое содержание

Здесь мы представляем протокол сохранения артериальной архитектуры человека путем вливания тканестабилизирующего геля в просвет сосуда перед срезом для молекулярного или гистопатологического анализа.

Аннотация

Артерии сопротивления, которые включают в себя мелкие артерии и артериолы, играют важную роль в регулировании артериального давления и перфузии тканей. Дисфункция этих артерий может привести к различным сердечно-сосудистым заболеваниям, таким как гипертония, атеросклероз и сердечная недостаточность, а также к сосудисто-нервным заболеваниям. Изучение резистентных артерий человека имеет решающее значение для понимания механизмов сердечно-сосудистых заболеваний и разработки целенаправленных терапевтических стратегий. В этом исследовании представлен инновационный метод подготовки изолированных артерий сопротивления человека путем вливания в просвет тканестабилизирующего геля, сохраняя их нативную архитектуру и клеточную целостность. У пациентов, перенесших операции на брюшной полости, были получены ткани сальника человека, а путем тщательной микродиссекции были выделены небольшие артерии сопротивления (100-300 мкм в диаметре). Затем артерии канюлировали, под давлением в камере культивального миографа и фиксировали с помощью 10% нейтрального буферного формалина. В просвет канюлированной артерии вводили тканестабилизирующий гель, которому давали затвердеть для сохранения трехмерной структуры. Гистологический, иммуногистохимический анализ и анализ экспрессии генов были проведены для оценки сохранности артерий. Гистологические срезы выявили хорошо сохранившуюся структурную целостность и естественную архитектуру артерий, сохраняя четко выраженные эндотелиальные и гладкомышечные слои. Иммуногистохимическое окрашивание показало отчетливую локализацию таких маркеров, как CD31 и α-гладкомышечный актин. Гибридизация in situ выявила специфические паттерны экспрессии генов, что дало представление о молекулярных механизмах. Этот усовершенствованный метод внутрипросветной инфузии геля обладает значительными преимуществами, позволяя проводить расширенную визуализацию и всесторонний анализ артериальной структуры, ремоделирования и клеточных взаимодействий как в здоровом, так и в больном состоянии. Этот метод имеет потенциал для улучшения клинической диагностики и терапевтических стратегий сосудистых заболеваний, тем самым предоставляя ценный инструмент для продвижения исследований в области сосудистой биологии.

Введение

Артерии сопротивления регулируют кровоток и давление и претерпевают значительные изменения при таких состояниях, как гипертония, диабет и атеросклероз 1,2,3,4,5. Исследование резистентных артерий человека имеет важное значение для понимания сердечно-сосудистых патологий и разработки таргетной терапии 6,7,8,9,10. Традиционные методы исследования кровеносных сосудов часто приводили к артефактам и потере трехмерной целостности 10,11,12,13,14,15. Чтобы устранить эти ограничения, мы представляем инновационный метод препарирования изолированных артерий сопротивления человека путем вливания геля в просвет, тем самым сохраняя их приблизительную структуру ex vivo и/или in vivo.

Эта техника внутрипросветной инфузии геля поддерживает естественную архитектуру артерий, позволяя более точно представить их физиологическое состояние. Стабилизируя структуру сосудов, этот метод способствует детальному исследованию артериального ремоделирования, клеточной структуры, микродоменов, гетероклеточных соединений и экспрессии генов/белков в различных клеточных слоях. Этот метод особенно полезен для изучения компонентов, специфичных для типа клеток, как в здоровом, так и в больном состоянии.

Этот метод был успешно применен в нашемнедавнем исследовании, продемонстрировав его эффективность в сохранении структурной и молекулярной целостности резистентных артерий человека, способствуя расширенной визуализации и всестороннему анализу. Успех этого приложения вдохновил нас на документирование этого подробного протокола для использования другими.

В данной методической работе мы описываем протокол подготовки изолированных артерий сопротивления человека и введения в них биосовместимого тканестабилизирующего геля (Tissue Guard Gel). В данной статье мы опишем экспериментальный метод и проиллюстрируем его применение для оценки артериальной структуры и исследования паттернов экспрессии генов и белков в различных слоях клеток. Предоставляя комплексную и воспроизводимую технику для подготовки артерий сопротивления человека, мы стремимся продвигать исследования в области сердечно-сосудистой биологии, улучшать воспроизводимость результатов и вносить свой вклад в новые диагностические и терапевтические подходы к сердечно-сосудистым заболеваниям.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Перед проведением следующих экспериментов убедитесь, что использование человеческих тканей и следующие процедуры одобрены Институциональным наблюдательным советом (IRB). Забор сальниковой ткани у пациентов, перенесших клинически показанные операции на брюшной полости в Клиническом центре Национальных институтов здравоохранения (NIH), был проведен с одобрения Институционального наблюдательного совета NIH (NCT01915225). Все участники дали письменное информированное согласие.

1. Материалы и оборудование

  1. Обратитесь к Таблице материалов для получения информации обо всех реагентах и материалах, необходимых для этого протокола. Для получения дополнительной информации при необходимости можно обратиться к руководствам и веб-сайтам, связанным с соответствующими поставщиками.

2. Сбор тканей сальника человека

  1. Соберите ткани сальника человека у хирургической бригады.
  2. Немедленно поместите ткани на лед в предварительно охлажденный контейнер для образцов, содержащий холодный буфер Krebs Henseleit (KH) (состав: 118 мМ NaCl, 4,7 мМ KCl, 1,2 мМ MgSO4, 1,2 мМ KH2PO4, 25 мМ NaHCO3, 10 мМ HEPES, 2,0 мМ CaCl2 и 11,1 мМ глюкозу).
  3. Убедитесь, что салфетки полностью погружены в буфер, а затем надежно закройте крышку.
  4. Транспортируйте ткани в закрытом контейнере на льду в лабораторию в течение 30 минут после сбора, чтобы убедиться в жизнеспособности тканей.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Обязательно отрегулируйте pH до 7,4 с помощью NaOH во время приготовления буфера.

3. Микродиссекция артерий малого сопротивления человека

  1. По прибытии в лабораторию промойте ткани сальника холодным буфером KH для удаления лишней крови.
  2. Выберите кусочек более васкуляризированной области ткани для вскрытия в холодном буфере в чашке Петри на льду.
  3. Под микроскопом вскрытия определите небольшие артерии сопротивления (100-300 мкм в диаметре) на основе их расположения и характера ветвления.
  4. Тщательно изолируйте выявленные артерии от окружающих жировых и соединительных тканей. С помощью тонких щипцов и микроножниц разрежьте и удалите окружающие ткани, не повреждая артерию.
  5. Держите изолированные артерии в холодном буфере на протяжении всей процедуры диссекции, чтобы сохранить жизнеспособность и предотвратить любую ферментативную деградацию.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Перед вскрытием убедитесь, что область вскрытия чистая. Убедитесь, что весы объектива микроскопа и/или программное обеспечение камеры правильно откалиброваны для точного измерения диаметра при различных увеличениях. Обычно вены хорошо видны, а артерии расположены прямо рядом с венами или вокруг них. Стенки артерий толще, чем стенки вен. Будучи изолированными от окружающих тканей, артерии сохраняют свою структуру в виде неповрежденных сосудистых трубок. Напротив, вены имеют более тонкие стенки, часто кажутся ярче из-за крови в их просвете и, как правило, более хрупкие после отделения от ткани.

4. Подготовка камеры культурального миографа

  1. Подготовьте камеру бактериологического миографа с двумя стеклянными канюлями для канюляции и нагнетания давления на рассеченные артерии.
  2. Приготовьте шприц объемом 5 мл с чистой капиллярной трубкой и заполните свежим буфером KH. Подсоедините трубку к одному концу канюли и заполните ее KH, не оставляя пузырьков воздуха.
  3. Заполните камеру холодным буфером и поместите ее на лед для поддержания низкой температуры.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Можно использовать изготовленную на заказ небольшую чашку с двумя канюлями, имитирующую камеру миографа.

5. Канюляция и давление артерий

  1. Осторожно перенесите рассеченную артерию в камеру миографа с помощью тонких щипцов или пересадочной пипетки диаметром больше, чем диаметр артерии.
  2. Подготовьте четыре открытых узла с помощью нейлонового шовного материала (шов 11/0, 7 слоев) и наложите по два из них на каждую канюлю перед канюлированием артерии.
  3. Канюлеируйте проксимальный конец артерии, надев его на стеклянную канюлю с помощью тонких щипцов, и закрепите его двумя нейлоновыми швами.
  4. Используйте буфер KH в шприце, чтобы аккуратно промыть канюлированную артерию, чтобы удалить оставшуюся кровь.
  5. Канюлеируйте дистальный конец артерии и закрепите его аналогичным образом.
  6. Поместите камеру на блок миографа, который подключен к регулятору давления и температуры.
  7. Установите температуру на 37 °C.
  8. Установите начальное внутрипросветное давление на 10 мм рт.ст.
  9. Увеличивайте внутрипросветное давление с шагом 10 мм рт.ст. каждые 10 мин до достижения 60 мм рт.ст. Убедитесь, что давление постоянно поддерживается с помощью регулятора давления, подключенного к системе культурального миографа.
  10. Используйте микропозиционер для продольного выпрямления артерии, находящейся под давлением, по мере необходимости, чтобы довести длину примерно до физиологического уровня.
  11. Запустите MyoVIEW или другое подходящее программное обеспечение на мониторе компьютера, чтобы отслеживать внутренний и наружный диаметры артерий с помощью цифровых штангенциркулей.
  12. Дайте артерии уравновеситься в течение 45 минут, чтобы достичь стабильного диаметра, гарантируя, что она сохранит свои физиологические размеры и тонус.
  13. Проверьте жизнеспособность артерии с помощью сосудосуживающего средства (например, 60 мМ KCl или фенилэфрин) или вазодилататора (например, ацетилхолина) и запишите изменения диаметра артерии.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Чрезмерное давление с помощью шприца может повредить артерию, поэтому важно проявлять осторожность при ее промывке. Используйте минимальное количество буфера и действуйте осторожно. В качестве альтернативы, артериальная кровь может быть вымыта с помощью перфузионного буфера при давлении на артерию. Артерии могут находиться под давлением 80 мм рт.ст., а время уравновешивания может составлять до 1 ч.

6. Фиксация артерии

  1. После уравновешивания зафиксируйте артерии люминально и алюминально на ночь с помощью 10% нейтрального буферного формалина. Поддерживайте постоянное давление на уровне 60 мм рт.ст., чтобы в процессе фиксации сохранялась структурная целостность артериальной стенки и клеточных компонентов.
  2. После фиксации промывайте артерии люминально и алюминально PBS, чтобы удалить любой остаточный фиксатор из артерии и камеры.
    Примечание: В зависимости от цели исследования и области интереса для анализа, установленный сосуд может быть зафиксирован в присутствии фармакологических агентов, таких как сосудорасширяющее или сосудосуживающее средство. На этом этапе артерия может храниться в PBS при температуре 4 °C до 48 ч. Для фиксации артерий также можно использовать 4% параформальдегида.

7. Приготовление тканестабилизирующего геля

  1. Разжигите тканестабилизирующий гель в тюбике, нагрев его до 60 ± 5 °C перед использованием.
  2. Поместите тюбик при комнатной температуре (RT) на 3-5 минут, чтобы жидкий гель снизил температуру, а затем поместите его на нагревательный блок при температуре 40 °C, чтобы сохранить жидкий гель в течение 10-15 минут.
  3. Используйте стерильный шприц объемом 3 мл, подключенный к капиллярной трубке длиной 10-15 дюймов, чтобы извлечь жидкий гель. Немедленно приступайте к этапам инфузии, приведенным ниже.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Гель можно разжижать разными методами. Важно следовать инструкциям производителя.

8. Внутрипросветная инфузия геля и заделка

  1. Удерживайте неподвижные артерии канюлированными в камере с PBS при температуре 37 °C.
  2. Подсоедините дистальный конец капиллярной трубки, заполненной жидким гелем, к проксимальному отделу канюли.
  3. Чтобы пузырьки воздуха не проходили через просвет во время вливания геля, снимите проксимальный конец артерии с первой канюли, чтобы выпустить пузырьки воздуха и позволить гелю заполнить канюлю.
  4. Установите артерию обратно на канюлю и осторожно введите гель в просвет артерии до тех пор, пока он не выйдет из дистального отдела канюли.
  5. Немедленно замените ПБС в камере на равный объем жидкого геля, чтобы заполнить камеру до верхнего уровня.
  6. Дайте камере с артериями отдохнуть в состоянии ОТ, отключив устройство от регулятора температуры примерно на 10 минут, чтобы гель затвердел как внутри просвета, так и за его пределами в камере. Это гарантирует, что артерия будет полностью внедрена в гель, сохраняя его трехмерную структуру.
  7. С помощью тонких щипцов ослабьте капроновые швы и аккуратно вытащите канюли из камеры.
  8. Переложите весь застывший гель, содержащий артерию, из камеры в емкость, наполненную 70% этанолом. Этанол служит удерживающим раствором для сохранения образца до дальнейшей обработки.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Трехходовой клапан может облегчить удаление пузырьков воздуха перед вливанием геля. Затвердевание геля можно подтвердить, осторожно прикоснувшись к гелю в камере с помощью чистого наконечника пипетки.

9. Гистопатология

  1. Разрежьте артерию поперечно, еще находясь в геле, и поместите эти образцы в машину для обработки тканей в соответствии с инструкциями производителя.
  2. Впоследствии, заделав ткань, сделайте парафиновый блок. Убедитесь, что образцы встроены «на конец» так, чтобы поперечные сечения были обращены вниз на блоке.
  3. Вырежьте осевые срезы толщиной 5 мкм с помощью микротома. Перенесите вырезанные срезы на клеевые предметные стекла.
  4. Выпекать секции при температуре 60 °C в течение 1 ч, затем провести депарафинизацию с помощью ксилола с последующей регидратацией с помощью промывки на основе градуированного спирта.
  5. Окрашивают срезы гематоксилином и эозином (ПЭ) для рутинной гистопатологии и дифференцируют в 1% кислом спирте. Рассмотрите срезы под световой микроскопией с помощью соответствующего микроскопа и сделайте фотографии с помощью совместимой камеры.

10. Иммуногистохимия

  1. Добивайтесь окрашивания с помощью автоматизированной системы с системой обнаружения тонкого измельчения полимеров в соответствии с протоколом производителя.
  2. Депарафинизируйте срезы тканей при температуре 72 °C в течение 30 с раствором для депарафинизации, затем регидратируйте срезы с помощью градуированных спиртовых смывов и промывочного раствора.
  3. Выполните извлечение эпитопов, вызванное нагреванием, нагревая срезы до 100 °C в течение 20 мин в растворе для извлечения эпитопов 1 и нанесите блок перекиси на 5 мин для подавления эндогенной активности пероксидазы.
  4. Применяют первичные антитела (например, анти-CD31 или анти-гладкомышечный актин) в соответствующих концентрациях, разбавленных в разбавителе антител, снижающих фон. Срезы инкубировать полимером пероксидазы хрена в течение 8 мин и окрашивать срезы раствором хромогена в течение 10 мин. Противозаварить предметные стекла гематоксилином в течение 5 мин.

11. Хромогенная гибридизация in situ RNAScope

  1. Выполните окрашивание с помощью автоматизированной системы с соответствующим набором и набором для обнаружения красного цвета полимера в соответствии с протоколом производителя.
  2. Выпекать секции в течение 30 мин при 60 °C, затем депарафинить секции в течение 30 с в растворе депарафина, нагретом до 72 °C.
  3. Увлажните ткани с помощью абсолютного этанола и раствора для умывания.
  4. Срезы обрабатывают раствором для извлечения эпитопов 2 в течение 15 мин при 95 °С и инкубируют срезы с раствором фермента в течение 15 мин при 40 °С.
  5. Гибридизуйте образцы с соответствующими зондами RNAScope для генов-мишеней.
  6. Используйте зонд для хозяйственных генов со средней экспрессией (например, пептидилпролилилизомеразу В) для подтверждения адекватного содержания и целостности РНК.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Ткани сальника человека были получены от пациентов, перенесших клинически показанные операции на брюшной полости. Небольшие артерии сопротивления (100-300 мкм в диаметре) были тщательно изолированы от окружающих жировых и соединительных тканей под микроскопом (рис. 1A-C). Изолированные артерии очищали, успешно канюлировали и устанавливали на стеклянные канюли в камере культурального миографа для повышения давления (рис. 1D-F

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Достижения в области медицинской визуализации, хирургических техник и исследовательских методологий улучшили наше понимание 3D-сосудистой архитектуры, произведя революцию в диагностике, хирургическом планировании и исследованиях 17,18,19,20. Несмотря на эти новшества, сохранение 3D-структуры изолированных артерий сопротивления человека остается сложной задачей ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

NIAID GenAI был использован для создания первоначального плана и черновика рукописи, который был тщательно написан, проверен и отредактирован авторами-людьми для обеспечения точности и согласованности.

Благодарности

Это исследование финансировалось Отделом внутренних исследований Национального института аллергии и инфекционных заболеваний, проект номер AI001150 HCA. Мы благодарим нашего бывшего сотрудника лаборатории, доктора Стивена Брукса, а также наших нынешних сотрудников лаборатории, Мохамеда Ибрагима, Мэри Джексон и Цзянь Ву из отдела функциональной геномики малярии, за их помощь в получении изображений во время процесса.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
1% Focus Acid AlcoholStatLab  SL89-1
10% NBSLeica Biosystems3800598
HDMI-камера 4K-микроскопииHitech Instruments, Inc.HT-XP4K8MA
Разбавитель антител — фоновое уменьшениеДакоS3022
Автоматизированный тканевой процессор Leica BiosystemsHistoCore PEGASUS/Cat# 14048858005
Раствор девоска связейLeica BiosystemsAR9222
Решение для извлечения эпитопа связи 1Leica BiosystemsAR9961
Решение для извлечения эпитопа связи 2Leica BiosystemsAR9640
Обнаружение рафинирования полимеров связейLeica BiosystemsDS9800
Обнаружение красного цвета Bond Polymer RefineLeica BiosystemsDS9390
Раствор для промывания (10 раз)Leica BiosystemsAR9590
Cannula Pack (стекло), 80– 100 & MU; mDMTКод продукта: 300407
CD31Abcamab28364
Дисекционные чашки, большие (стекло пирекса), 93 ммИнструментация живых системАРТИКУЛ: DD-90
Тарелки для вскрытия, маленькиеИнструментация живых системАРТИКУЛ: DD-50
Микроскоп для рассеченияHitech Instruments, Inc.ZEISS SteREO Discovery.V8 
Щипцы Dumont #5Тонкие научные инструментыПункт No 11295-10
Дюмон #5SF щипцыТонкие научные инструментыПункт No 11252-00
EcoMountBioCare MedicalEM897L
ЭозинIHC WorldIW-3100B
ГематоксилинBioCare MedicalCathe-MM
Камера для удлиненияOlyumpusDP28
Визуализационный микроскопOlyumpusBX51
Krebs Henseleit Buffer (с 2 мМ хлорида кальция)Boston BioProducts, Inc.SKU: C-10625N-200mL
Буфер Кребса-Хензелейта (без кальция)Boston BioProducts, Inc.SKU: C-9906W-200mL
Монтажные носителиThermoFisher Scientific4111
Камера и блок миографаDMT202/204 см
PBS (физиологический раствор с фосфатным буфером)Thermofisher Scientific10010023
PPIB  ACDBio313908
RNAscope 2.5 LS Reagent Kit-REDACDBio322150
СтайнерLeicaАвтоматизированная система Leica Bond RX
Штифты из нержавеющей стали для диссекцииИнструментация живых системSKU: PIN-0.1MM | ПИН-0,2 ММ | PIN-#3 | PIN-VP-1
Парапласт SurgipathLeica Biosystems39601006
Гель защиты тканейStatLab  TissueGuard/SKU: TG12
Пружинные ножницы Vannas — режущая кромка диаметром 2 ммТонкие научные инструментыПункт No 15000-03
Пружинные ножницы Vannas — режущая кромка 2,5 ммТонкие научные инструментыПункт No 15000-08
Пружинные ножницы Vannas — режущая кромка 3 ммТонкие научные инструментыПункт No 15000-00
α-SMAAbcamab5694

Ссылки

  1. Intengan, H. D., Schiffrin, E. L. Vascular remodeling in hypertension: Roles of apoptosis, inflammation, and fibrosis. Hypertension. 38 (3 Pt 2), 581-587 (2001).
  2. Mulvany, M. J. Small artery remodelling in hypertension. Basic Clin Pharmacol Toxicol. 110 (1), 49-55 (2012).
  3. Petrie, J. R., Guzik, T. J., Touyz, R. M. Diabetes, hypertension, and cardiovascular disease: Clinical insights and vascular mechanisms. Can J Cardiol. 34 (5), 575-584 (2018).
  4. Schiffrin, E. L. Vascular remodeling in hypertension: Mechanisms and treatment. Hypertension. 59 (2), 367-374 (2012).
  5. Zieman, S. J., Melenovsky, V., Kass, D. A. Mechanisms, pathophysiology, and therapy of arterial stiffness. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 25 (5), 932-943 (2005).
  6. Bell, J. S., et al. Microstructure and mechanics of human resistance arteries. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 311 (6), H1560-H1568 (2016).
  7. Intengan, H. D., Schiffrin, E. L. Structure and mechanical properties of resistance arteries in hypertension: Role of adhesion molecules and extracellular matrix determinants. Hypertension. 36 (3), 312-318 (2000).
  8. Rajendran, P., et al. The vascular endothelium and human diseases. Int J Biol Sci. 9 (10), 1057-1069 (2013).
  9. Chistiakov, D. A., Orekhov, A. N., Bobryshev, Y. V. Endothelial barrier and its abnormalities in cardiovascular disease. Front Physiol. 6, 365(2015).
  10. Gurina, T. S., Simms, L. Histology, Staining. , Statpearls Publishing. Treasure Island, FL. (2025).
  11. Hillman, H. Limitations of clinical and biological histology. Med Hypotheses. 54 (4), 553-564 (2000).
  12. Taylor, A. M., Bordoni, B. Histology, Blood Vascular System. , Statpearls Publishing. Treasure Island, FL. (2025).
  13. Nolte, P., et al. Spatial correlation of 2D hard-tissue histology with 3D microCT scans through 3C printed phantoms. Sci Rep. 13 (1), 18479(2023).
  14. Taqi, S. A., Sami, S. A., Sami, L. B., Zaki, S. A. A review of artifacts in histopathology. J Oral Maxillofac Pathol. 22 (2), 279(2018).
  15. Torii, S., et al. Histopathologic characterization of peripheral arteries in subjects with abundant risk factors: Correlating imaging with pathology. JACC Cardiovasc Imaging. 12 (8 Pt 1), 1501-1513 (2019).
  16. Brooks, S. D., et al. Sickle trait and alpha thalassemia increase nos-dependent vasodilation of human arteries through disruption of endothelial hemoglobin-enos interactions. Circulation. 151 (1), 8-30 (2025).
  17. Chatzizisis, Y. S., et al. Role of endothelial shear stress in the natural history of coronary atherosclerosis and vascular remodeling: Molecular, cellular, and vascular behavior. J Am Coll Cardiol. 49 (25), 2379-2393 (2007).
  18. Li, S., Liu, S., Wang, X. Advances of 3D printing in vascularized organ construction. Int J Bioprint. 8 (3), 588(2022).
  19. Rengier, F., et al. 3D printing based on imaging data: Review of medical applications. Int J Comput Assist Radiol Surg. 5 (4), 335-341 (2010).
  20. Solanki, R., et al. The importance of three dimensional coronary artery reconstruction accuracy when computing virtual fractional flow reserve from invasive angiography. Sci Rep. 11 (1), 19694(2021).
  21. Tucker, W. D., Arora, Y., Mahajan, K. Anatomy, Blood Vessels. , Statpearls Publishing. Treasure Island, FL. (2025).
  22. Choi, J., Lee, E. J., Jang, W. B., Kwon, S. M. Development of biocompatible 3D-printed artificial blood vessels through multidimensional approaches. J Funct Biomater. 14 (10), 497(2023).
  23. De Graaf, M. N. S., et al. Multiplexed fluidic circuit board for controlled perfusion of 3D blood vessels-on-a-chip. Lab Chip. 23 (1), 168-181 (2022).
  24. Lapierre-Landry, M., Liu, Y., Bayat, M., Wilson, D. L., Jenkins, M. W. Digital labeling for 3D histology: Segmenting blood vessels without a vascular contrast agent using deep learning. Biomed Opt Express. 14 (6), 2416-2431 (2023).
  25. Abdul Sisak, M. A., et al. A near-infrared organic fluorescent probe for broad applications for blood vessel imaging by high-throughput screening via 3D-blood vessel models. Small Methods. 5 (8), e2100338(2021).
  26. Yu, T., Yang, Q., Peng, B., Gu, Z., Zhu, D. Vascularized organoid-on-a-chip: Design, imaging, and analysis. Angiogenesis. 27 (2), 147-172 (2024).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Анализ артерий человекаметод микродиссекциикультуральная миографическая камерапрессоризация артерийиммуногистохимическое окрашиваниегибридизация in situмаркеры эндотелиальных клетокгладкомышечные клетки
В пробирке Внутрипросветная инфузия геля: передовой подход к микроскопическому анализу артерий сопротивления человека
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.