Методическая статья

Инъекция под контролем эхокардиографии для целенаправленной и надежной доставки интрамиокардиальных стволовых клеток в модели инфаркта миокарда у крыс

DOI:

10.3791/68775

⸱

25 июля 2025 г.

 ,  ,  ,  ,  , 
1Cardio & Organ Systems (COST), Biomedical Research Institute, UHasselt

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В этой статье подробно описан оптимизированный протокол интрамиокардиальных инъекций под контролем эхокардиографии на крысах с моделями инфаркта миокарда с использованием иглы размером 29 G x 88 мм. Этот метод обеспечивает надежную, точную и воспроизводимую доставку терапевтических агентов непосредственно в зону периинфаркта.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Интрамиокардиальная инъекция (ЭГИ) под контролем эхокардиографии является минимально инвазивным методом проведения терапии стволовыми клетками в моделях доклинического инфаркта миокарда (ИМ). По сравнению с традиционными подходами с открытой грудной клеткой, ЭГИ обеспечивает улучшенную клиническую трансляцию, меньшую инвазивность и минимальное физиологическое воздействие на животное. В то время как EGI хорошо зарекомендовала себя на мышиных моделях, ее применение на крысах остается ограниченным из-за анатомических и технических проблем. В частности, истончение передней стенки левого желудочка (LVAW) в инфарктных и периинфарктных областях затрудняет безопасную и точную доставку миокарда, поскольку толщина стенки может быть ниже размера скоса иглы обычно используемых игл 27 G или 28 G, что увеличивает риск перфорации желудочков или неудачного родоразрешения. Чтобы устранить это ограничение, мы оптимизировали протокол для ЭГИ в моделях ИМ крыс с использованием игл Spinocan 29 G. Игла меньшего диаметра и длины позволяет точно нацеливаться на тонкую ткань миокарда, сводя к минимуму повреждение и повышая точность инъекции, независимо от толщины LVAW. Этот метод совместим со стандартными платформами трансторакальной эхокардиографии и устраняет необходимость в торакотомии, позволяя проводить лонгитюдные исследования на одном и том же животном. Наш усовершенствованный метод обеспечивает надежную, воспроизводимую доставку терапевтических агентов в жизнеспособный миокард, прилегающий к зоне инфаркта, где регенеративная терапия наиболее эффективна. Повышая безопасность и точность нацеливания, этот подход повышает трансляционную актуальность доклинических кардиологических исследований и поддерживает разработку стандартизированных протоколов в лабораториях.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Сердечно-сосудистые заболевания остаются основной причиной заболеваемости и смертности во всем мире, при этом инфаркт миокарда (ИМ) вносит значительный вклад в развитие как острых, так и хронических сердечных заболеваний1. Несмотря на достижения в области фармакологии и интервенционного лечения, регенеративная способность сердца взрослого человека ограничена, что часто приводит к неблагоприятному ремоделированию и прогрессированию до сердечной недостаточности. Следовательно, терапия на основе стволовых клеток привлекла внимание как потенциальная стратегия восстановления поврежденного миокарда, сохранения сердечной функции и улучшения клинических исходов4.

Надежные доклинические модели имеют важное значение для оценки безопасности, эффективности и стратегий доставки этих методов лечения. Среди моделей мелких животных крысы имеют ряд преимуществ, включая управляемый размер сердца, хорошо описанную технику инфаркта и трансляционно релевантныереакции на ремоделирование сердца. Традиционно интрамиокардиальное введение стволовых клеток в моделях ИМ крыс достигается с помощью торакотомии, что позволяет непосредственно визуализировать место инъекции6. Тем не менее, этот подход является инвазивным, создает значительные процедурные риски и препятствует повторным вмешательствам в лонгитюдных исследованиях. Кроме того, ему не хватает согласованности с клиническими методами доставки, такими как катетерная или чрескожная инъекция7.

Интрамиокардиальная инъекция (ЭГИ) под контролем эхокардиографии является минимально инвазивной альтернативой, которая обеспечивает целенаправленную доставку терапевтических агентов под визуальным контролем в режиме реального времени. Несмотря на то, что EGI хорошо зарекомендовала себя на мышиных моделях, ее использование в моделях крыс было ограничено. ЭГИ более широко развита у мышей, чем у крыс, в первую очередь потому, что большинство исследований сердечно-сосудистой системы исторически были сосредоточены на мышах как на доминирующей доклинической модели. Кроме того, меньший размер и анатомия сердца мышей позволили оптимизировать процедуры под ультразвуковым контролем9. Напротив, крысы имеют более толстую грудную стенку и большую дыхательную подвижность, что затрудняет стабильную визуализацию с высоким разрешением во время процедур10.

Достижения в области технологии высокочастотного ультразвука сделали ЭГИ у крыс возможными, повысив клиническую значимость их использования. Тем не менее, истончение передней стенки левого желудочка (LVAW) в инфарктных областях остается основной проблемой для EGI у грызунов. У крыс толщина стенки часто уменьшается до менее чем 1 мм, в то время как стандартные иглы 27 G или 28 G имеют длину скоса 1,25-1,5 мм, что увеличивает риск перфорации желудочков или плохо направленной доставки клеток. Чтобы устранить это ограничение, мы усовершенствовали технику EGI на крысах с использованием игл Spinocan размером 29 G x 88 мм. Эти иглы имеют длину скоса 1 мм, что позволяет точную, атравматичную доставку клеток в истонченный миокард инфарктной и периинфарктной областей. Процедура проводится с помощью трансторакальной эхокардиографии высокого разрешения, позволяющей визуализировать как анатомические ориентиры, так и траекторию иглы в режиме реального времени.

Этот усовершенствованный протокол ЭГИ обеспечивает минимально инвазивный, воспроизводимый метод адресной доставки терапевтических агентов в периинфарктный миокард у крыс с острым и хроническим ИМ, независимо от толщины LVAW. Он облегчает инъекции в жизнеспособные пограничные зоны - критически важные места для достижения терапевтического эффекта - при этом значительно снижая хирургическую нагрузку и время восстановления по сравнению с открытыми подходами к грудной клетке. Кроме того, он поддерживает продольные исследования, включающие повторные инъекции и последующую визуализацию, тем самым сокращая количество животных в соответствии с принципом 3R (Замена, Сокращение, Уточнение)11. Протокол может быть адаптирован для доставки фармакологических агентов, генной терапии, биоматериалов и различных типов стволовых клеток. Стандартизируя EGI в моделях крыс и согласовывая их с методами клинической доставки, этот подход повышает воспроизводимость в лабораториях и повышает трансляционную значимость доклинических кардиологических исследований.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Все эксперименты на животных были одобрены Местным этическим комитетом UHasselt (Ethical Commission for Animal Experimentation, UHasselt, Diepenbeek, Belgium, ID202308 и ID202497) и проведены в соответствии с Директивой ЕС 2010/63/EU.

1. Настройка оборудования

  1. Включите платформу ультразвуковой визуализации, встроенную платформу с подогревом, блок мониторинга физиологии и подогреватель геля.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для обеспечения четкой и достаточно детальной визуализации передней стенки левого желудочка во время процедуры ЭГИ рекомендуется использовать высокочастотную ультразвуковую систему, оснащенную линейным преобразователем ≥ 15 МГц, обеспечивающим осевое разрешение около 75 мкм.
  2. Включите грелку, чтобы поддерживать температуру тела крысы во время удаления волос на груди.
  3. Выберите подходящий датчик и инициализируйте 3D-двигатель, чтобы обеспечить полный диапазон движения датчика.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В дополнение к использованию микроманипулятора системы перил платформы животного, 3D-двигатель позволяет выполнять высокоточную регулировку датчика, что может облегчить выравнивание с иглой для инъекции, когда это необходимо. При необходимости процедура может быть выполнена и без 3D-мотора.
  4. Перед визуализацией убедитесь в правильном выравнивании системы. Установите микроманипулятор винтов, управляющих платформой животного, в нейтральное положение (т.е. по центру в пределах полного диапазона движения). Центрируйте саму платформу для животных в середине системы перил. Расположите систему крепления датчика так, чтобы датчик был выровнен непосредственно над центром платформы для животных.

2. Подготовка животных и обезболивание

  1. Взвесьте крысу и рассчитайте необходимое количество бупренорфина (0,04 мг/кг) для введения для облегчения боли.
  2. Поместите крысу в индукционную камеру, подключенную к наркозному аппарату. Индуцировать анестезию 2,5% изофлураном с добавлением кислорода со скоростью потока 2 л/мин.
  3. После введения анестезии переложите крысу на грелку, чтобы поддерживать температуру тела на уровне 37 0,5 °C. Поддерживайте адекватную анестезию, помещая морду крысы в носовой конус, подключенный к анестезиологической системе, обеспечивая постоянный поток 1-3% изофлурана с добавлением 1-1,5 л/мин кислорода, регулируемого по мере необходимости для обеспечения адекватной седации.
  4. Выбрейте грудь крысы и удалите остатки волос с помощью крема для депиляции. После удаления волос продезинфицируйте место инъекции, чередуя подходящее хирургическое средство (например, повидон-йод) с 70% этанолом, повторите 3 раза. Нанесите офтальмологический гель на оба глаза, чтобы предотвратить сухость.
  5. Введите заранее рассчитанную дозу бупренорфина внутримышечно в заднюю ногу, чтобы свести к минимуму дискомфорт, связанный с ЭГИ.
  6. Перенесите крысу с грелки на животную платформу системы ультразвуковой визуализации. Обеспечьте стабильную доставку анестезии через встроенный в платформу носовой конус, поддерживая постоянный поток 1-3% изофлурана в 1-1,5 л/мин кислорода. Закрепите лапы крысы на электродах платформы, нанеся небольшое количество электродного геля для обеспечения оптимального качества сигнала. Вставьте ректальный датчик температуры для непрерывного контроля температуры тела.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Непрерывный мониторинг физиологических параметров имеет важное значение на протяжении всех процедур визуализации и инъекций. Частота сердечных сокращений (ЧСС), частота дыхания (ОР) и температура тела крысы должны оставаться в допустимых диапазонах, чтобы избежать осложнений, связанных с анестезией. В качестве общего ориентира, ЧСС должна быть в диапазоне 250-400 уд/мин, тогда как ЧСС должна составлять не менее 30 вдохов в минуту. Если ОР или ОР падают ниже этих пороговых значений, немедленно уменьшите концентрацию изофлурана (например, с 2-3% до 1-2%) и убедитесь, что животное остается в правильном положении и не переохлаждается. Корректировки должны производиться постепенно, с тщательным контролем до тех пор, пока параметры не вернутся к заданным уровням.
  7. На этом этапе получите любые желаемые исходные изображения или изображения перед инъекцией. В целом, для исходной функциональной и анатомической оценки рекомендуются парастернальные изображения длинной оси (PSLAX) и короткой оси (SAX) как в B-режиме, так и в M-режиме, а также четырехкамерные изображения.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Общая визуализация может быть выполнена с помощью системы, настроенной так, как показано на рисунке 1A. Для процедуры инъекции платформу животного необходимо будет переместить, а датчик отрегулировать соответствующим образом. Несмотря на то, что визуализация в B-режиме PSLAX используется для контроля во время инъекции, эти изображения могут быть неоптимальными для апостериорного функционального анализа из-за необходимости точного выравнивания иглы.

3. Процедура интрамиокардиальной инъекции под контролем эхокардиографии

ПРИМЕЧАНИЕ: С этого момента для успешного выполнения впрыска требуются два оператора. Оператор А отвечает за манипуляции с платформой животного и мониторинг изображения эхокардиографии в реальном времени, в то время как оператор Б должен располагаться за креплением для инъекции, чтобы точно выровнять иглу и датчик.

  1. Подготовьте систему инъекций, прикрепив направляющую иглу 22 G к шприцу объемом 1 мл. Поместите шприц с направляющей иглой на крепление для инъекций и закрепите зажим для инъекций.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Игла 29 Г x 88 мм слишком гибкая, чтобы прокалывать кожу и мышечные слои напрямую; Направляющая игла необходима для облегчения инъекции.
  2. Совместите датчик с креплением для инъекции, чтобы обеспечить визуализацию иглы. Отрегулируйте положение датчика с помощью крепления датчика и удерживающего зажима и, при необходимости, поверните крепление для впрыска вдоль его направляющей для достижения соответствующего выравнивания.
  3. Не перемещая крысу, поверните платформу животного так, чтобы выемка датчика указывала на правое плечо крысы (рисунок 1B-D). Такая установка позволяет получить четкое изображение левого желудочка в B-режиме PSLAX. Убедитесь, что направляющая игла остается в поле движения преобразователя. В случае смещения отрегулируйте положение датчика с помощью системы 3D-двигателя, а не изменяйте крепление впрыска.
  4. После того, как будет достигнуто правильное выравнивание иглы-датчика, выполните точную настройку изображения с помощью винтов микроманипулятора на рельсе платформы для животных. Сохраняйте положение датчика, чтобы сохранить выравнивание с иглой. Для оптимизации качества изображения может потребоваться дополнительное вращение или перемещение платформы животного.
  5. Визуализируйте область инфаркта. Оцените степень инфаркта, регионарное смещение стенки и истончение стенки с использованием визуализации PSLAX в B-режиме и M-режиме для оценки целесообразности установки места инъекции. Примените подход к оценке движения стенки с 16 сегментами для выявления акинетических или сильно гипокинетических областей, которые представляют собой ядро инфаркта.
  6. Определите периинфарктную зону и выберите целевое место инъекции. Выберите гипокинетическую зону, прилегающую к ядру инфаркта, с толщиной конечной диастолической стенки более 1 мм, что позволяет полностью ввести скос иглы 29 G под небольшим углом.
  7. Используя рельсовую систему, переместите крепление для впрыска в сторону платформы для животных. Точно выровняйте иглу по центру датчика с помощью винтов микроманипулятора на креплении для инъекции.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Точное выравнивание имеет решающее значение. Если игла не расположена по центру датчика, она не будет видна во время инъекции.
  8. Продвигайте направляющую иглу с помощью винта микроманипулятора инъекций на креплении для инъекций до тех пор, пока кожа не будет проколота. Убедитесь, что кончик иглы виден на ультразвуковом изображении. Если игла не видна, осторожно втяните иглу с помощью винта микроманипулятора «inject» и повторите шаг 3.7 для повторного выравнивания.
  9. Активируйте функцию направления иглы в ультразвуковом программном обеспечении для подтверждения траектории иглы. Переместите направляющую иглу к заранее определенной целевой области, расположив скос иглы примерно в 1-2 мм от передней стенки левого желудочка (LVAW) (рис. 2A).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Избегайте прокола миокарда направляющей иглой, чтобы предотвратить чрезмерное кровотечение или повреждение сердца.
  10. После того, как игла будет размещена, оператор А должен твердо стабилизировать направляющую иглу у ее основания, обеспечивая постоянную визуализацию иглы на ультразвуковом экране. Одновременно попросите оператора Б ослабить зажим, фиксирующий шприц, извлечь шприц и подготовить шприц для инъекций. Проинструктируйте оператора А держать направляющую иглу неподвижно.
  11. Прикрепите иглу 29 г x 88 мм к шприцу, в котором находится инъект (оператор В) и закрепите шприц на креплении для инъекций. Вручную проведите иглу 29 G x 88 мм через неподвижную направляющую иглу, при необходимости внося небольшие корректировки с помощью винтов микроманипулятора в плоскости оси X (слева или справа от щупа). Продвигайте вручную до тех пор, пока на УЗИ не станет виден скос иглы в грудной полости.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Из-за гибкости иглы 29 G она может согнуться во время введения в грудную полость. Чтобы свести это к минимуму, оператор А может стабилизировать внешнюю часть стержня иглы, в то время как оператор Б продвигает иглу в грудную полость.
  12. После того, как игла размером 29 G x 88 мм пройдет через направляющую иглу и станет видимой на УЗИ, введите ее в миокард LVAW с помощью винтов микроманипулятора для дополнительной точности и безопасности. Убедитесь, что скос иглы полностью расположен внутри миокарда (рисунок 2B).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Из-за относительно длинного скоса иглы 29 G по сравнению с толщиной стенки миокарда крайне важно убедиться, что весь скос встроен в миокард. При необходимости используйте функцию «Заморозить изображение», чтобы подтвердить размещение. Несмотря на то, что ультразвуковая калибровка глубины может повысить точность, в этом протоколе мы проверили глубину, выбрав места инъекций с толщиной конечной диастолической стенки >1 мм, и визуально подтвердив, что кончик иглы приближается к эндокардиальной границе, но не нарушает ее (рис. 2B).
  13. Медленно вводите инъекцию в миокард (оператор В). Успешная интрамиокардиальная инъекция визуально подтверждается светлым/плотным эхогенным пятном в месте инъекции, которое должно перемещаться синхронно с LVAW (рис. 2C). Чтобы свести к минимуму обратный поток инъекции, подождите примерно 10 с после завершения инъекции, прежде чем втягивать иглу.
  14. Сначала извлеките шприц с иглами из крепления для инъекций, чтобы свести к минимуму риск травмы от укола иглой. Далее осторожно снимите крысу с платформы животного и дайте ей восстановиться на грелке. Непрерывно контролируйте жизненно важные параметры до полного восстановления после анестезии.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Проверка точности инъекций с помощью биолюминесцентной визуализации (BLI) in и ex vivo
Чтобы оценить успех и эффективность ЭГИ, стволовые клетки сначала трансдуцировали для экспрессии люциферазы светлячков (Fluc) через лентивирусный вектор, что позволило отслеживать in vivo с помощью биолюминесцентной визуализации (BLI). БЛИ подтвердила точную интрамиокардиальную доставку в ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

По мере продвижения доклинических исследований, направленных на регенеративную терапию для восстановления сердца после инфарктов миокарда, препятствия на пути к оптимальной доставке терапевтических агентов остаются12. Минимально инвазивные методы ЭГИ становятся все более предпочтительными по сравнению с подходами с открытой грудной клеткой, поскольку они лучше имитируют клиническое чрескожное родоразрешение, улучшают благополучие животных и позволяют проводить

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

У авторов нет конфликта интересов, который можно было бы раскрыть.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Мы благодарим Кима Нейстена за помощь в проведении флуоресцентной визуализации. Эта работа была финансово поддержана мандатом Фландрии по инновациям и предпринимательству (VLAIO) Baekeland (HBC.2021.0811).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
21? Преобразователь MX250 МГцFUJIFILM VisualSonics, Inc./Высокочастотный ультразвуковой преобразователь, совместимый с системой Vevo 3100
Транспоральная хирургическая лента 3M3 МИН.1527Закрепить лапы животного на платформе животного
Аквасоник  100 Гель для пропускания ультразвукаПаркер Лабораториз Б.В.01-08Обеспечивает надлежащую акустическую связь между датчиком и кожей животного для оптимального качества изображения
Бупак 0,3 мг/мл раствор для инъекций для собак и кошекРихтер Фарма АГ57446/4008Опиоидный анальгетик (бупренорфин) для обезболивания
ISOFLUTEK  1000Аливира/Ингаляционный анестетик на основе изофлурана 
Мультибутылочный подогреватель геля 230 ВПаркер Лабораториз Б.В.83-03-20 CE (ЖК-дисплей)Подогревает ультразвук гелем до температуры тела для предотвращения переохлаждения животного
Signagel Гель для электродовПаркер Лабораториз Б.В.15-25Применяется на электродах ЭКГ для улучшения проводимости сигнала для физиологического мониторинга
СПИНОКАН 29 Г Х 88 ММБбраун4501900Игла тонкого калибра для точной инъекции интрамиокарда
Шприц Terumo из 3 частей с предварительно подключенной иглой для подкожных инъекцийТерумо Европа Н.В.MDSS01S2516EИспользуется для крепления и фиксации направляющей иглы 22 G и инъекционной иглы 29 G для контролируемой доставки в миокард.
Блок физиологического мониторинга THM150FUJIFILM VisualSonics, Inc./Контролирует жизненно важные показатели, такие как частота сердечных сокращений, частота дыхания и температура тела животного во время процедуры
Veet Minima PureРекитт Бенкизер/Крем для депиляции 
Vevo 3100FUJIFILM VisualSonics, Inc./Ультразвуковая система высокого разрешения 
Vidisic carbomerum 980 2мг/г офтальмологический гельБауш + Ломб/Наносится на глаза животного, находящегося под наркозом, для предотвращения высыхания роговицы

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Martin, S. S., et al. heart disease and stroke statistics: a report of US and global data from the American Heart Association. Circulation. 151 (8), e41-e660 (2025).
  2. Alam, P., et al. Cardiac remodeling and repair: recent approaches, advancements, and future perspective. Int J Mol Sci. 22 (23), 13104(2021).
  3. Fernandez-Avilés, F., et al. Global position paper on cardiovascular regenerative medicine. Eur Heart J. 38 (33), 2532-2546 (2017).
  4. Yan, W., et al. Stem cell-based therapy in cardiac repair after myocardial infarction: promise, challenges, and future directions. J Mol Cell Cardiol. 188, 1-14 (2024).
  5. Lindsey, M. L., et al. Guidelines for experimental models of myocardial ischemia and infarction. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 314 (4), H812-H838 (2018).
  6. Kanelidis, A. J., et al. Route of delivery modulates the efficacy of mesenchymal stem cell therapy for myocardial infarction: a meta-analysis of preclinical studies and clinical trials. Circ Res. 120 (7), 1139-1150 (2017).
  7. Khalili, M. R., et al. Navigating mesenchymal stem cell doses and delivery routes in heart disease trials: a comprehensive overview. Regen Ther. 29, 117-127 (2025).
  8. Nong, Y., et al. Echocardiography-guided percutaneous left ventricular intracavitary injection as a cell delivery approach in infarcted mice. Mol Cell Biochem. 476 (5), 2135-2148 (2021).
  9. Gao, S., Ho, D., Vatner, D. E., Vatner, S. F. Echocardiography in mice. Curr Protoc Mouse Biol. 1, 71-83 (2011).
  10. Zacchigna, S., et al. Towards standardization of echocardiography for the evaluation of left ventricular function in adult rodents: a position paper of the ESC working group on myocardial function. Cardiovasc Res. 117 (1), 43-59 (2021).
  11. The 3Rs of animal research. 76, EBioMedicine. 103900(2022).
  12. Sahoo, S., Kariya, T., Ishikawa, K. Targeted delivery of therapeutic agents to the heart. Nat Rev Cardiol. 18 (6), 389-399 (2021).
  13. Tang, X. L., et al. Repeated administrations of cardiac progenitor cells are superior to a single administration of an equivalent cumulative dose. J Am Heart Assoc. 7 (4), e007400(2018).
  14. Shazly, T., Smith, A., Uline, M. J., Spinale, F. G. Therapeutic payload delivery to the myocardium: evolving strategies and obstacles. JTCVS Open. 10, 185-194 (2022).
  15. Kato, K., et al. Different sensitivity to the suppressive effects of isoflurane anesthesia on cardiorespiratory function in SHR/IZM, WKY/IZM, and CRL:CD (SD) rats. Exp Anim. 65 (4), 393-402 (2016).
  16. Flecknell, P. Laboratory Animal Anaesthesia. , 4th ed, Academic Press. London, United Kingdom. (2015).
  17. Oh, S. S., Narver, H. L. Mouse and rat anesthesia and analgesia. Curr Protoc. 4 (2), e995(2024).
  18. Bartunek, J., et al. Cardiopoietic stem cell therapy in ischaemic heart failure: long-term clinical outcomes. ESC Heart Fail. 7 (6), 3345-3354 (2020).
  19. Bartunek, J., Terzic, A. Optimized catheter system demonstrates utility for endomyocardial delivery of cardiopoietic stem cells in target patients with heart failure. Tex Heart Inst J. 50 (5), e238247(2023).
  20. Li, J., et al. All roads lead to Rome (the heart): cell retention and outcomes from various delivery routes of cell therapy products to the heart. J Am Heart Assoc. 10 (8), e020402(2021).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Похожие статьи