Методическая статья

Мышиная модель на беговой дорожке для исследования приливов и непрерывного мониторинга температуры кожи

DOI:

10.3791/68922

⸱

14 октября 2025 г.

 ,  ,  ,  , 
1State Key Laboratory of Genetics and Development of Complex Phenotypes, School of Life Sciences, Fudan University, 2Department of Endocrinology, Jinshan Hospital, Fudan University, 3Institutes of Biomedical Sciences, School of Life Sciences, Inner Mongolia University, 4Department of Endocrinology and Metabolism, Zhongshan Hospital, Human Phenome Institute, Fudan University

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Это исследование создает мышиную модель приливов жара в менопаузе путем сочетания овариэктомии с термогенезом, вызванным физическими упражнениями, и непрерывным мониторингом температуры кожи хвоста с высоким разрешением.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Приливы значительно ухудшают качество жизни у женщин в период менопаузы, однако лежащие в их основе нейронные механизмы и эффективные методы лечения остаются плохо изученными. Основной проблемой в этой области является отсутствие надежных животных моделей и неинвазивных методов непрерывного мониторинга температуры кожи. Здесь была разработана мышиная модель, сочетающая овариэктомию с термогенезом, вызванным физическими упражнениями, для изучения приливов. С помощью телеметрического регистратора, закрепленного напечатанным на 3D-принтере хвостовым рукавом, температура кожи хвоста непрерывно контролировалась в состоянии без стресса. Кроме того, инфракрасные камеры обеспечили дополнительный метод мониторинга производства и рассеивания тепла, что позволило более полно оценить температуру тела. Используя эту модель, было обнаружено, что овариэктомированные мыши демонстрируют более высокое повышение температуры кожи и более низкую температуру тела, эффективно имитируя фенотип прилива, наблюдаемый в менопаузе. Этот подход создает точную модель для мониторинга приливов и будет полезен для исследователей в области терморегуляции, нейробиологии и клинических исследований менопаузы.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Приливы являются одними из наиболее распространенных и разрушительных симптомов менопаузы, значительно ухудшая качество жизни1. Эти эпизоды характеризуются внезапным скачком температуры кожи с последующим преходящим падениемтемпературы тела2, часто сопровождающимся учащенным сердцебиением, беспокойством и головокружением3. Несмотря на их глубокое воздействие, эффективные методы леченияостаются ограниченными4, что подчеркивает необходимость более глубокого понимания их основных механизмов.

Важным шагом в изучении приливов является разработка надежных животных моделей, которые точно воспроизводят дисфункцию терморегуляции. В настоящее время основным подходом является овариэктомия (OVX), которая вызывает изменение температуры кожи и тела5. Однако эти изменения часто непостоянны, так как они могут быть спутанынапряжением или колебаниями температуры окружающей среды6. Кроме того, съемка спорадических событий, похожих на вспышки, остается сложной задачей. Альтернативные методы используют фармакологические агенты (например, сенктид, капсаицин, тамоксифен или налоксон) для вызова острой кожной вазодилатации у грызунов 7,8,9. В то время как эти соединения вызывают быстрое, измеримое повышение температуры кожи, их инвазивное введение и дозозависимые эффекты усложняют интерпретацию терморегуляторных реакций. Кроме того, остается неясным, полностью ли лекарственно-индуцированная вазодилатация повторяет физиологические условия естественных приливов. Таким образом, срочно необходима более совершенная и надежная животная модель.

Физические упражнения являются хорошо известным модулятором температуры тела и связаны с индукцией приливову людей. В некоторых исследованиях использовали принудительные упражнения на мышах для имитации моделей рассеивания тепла, напоминающих приливы 11,12,13. Несмотря на то, что этот подход является неинвазивным средством для провоцирования колебаний температуры, мониторинг температуры кожи у активных мышей, особенно с помощью инфракрасной термографии, является технически сложной задачей. Кроме того, всесторонняя оценка симптомов, похожих на приливы, требует непрерывной, долгосрочной регистрации температуры хвоста (кожи) и тела тела.

Чтобы преодолеть эти ограничения, была разработана оптимизированная модель мыши, сочетающая овариэктомию с физическими упражнениями, вызванными беговой дорожкой, чтобы надежно вызывать терморегуляторные реакции, подобные приливам. В эксперименте мыши C57BL/6J в возрасте от 8 до 10 недель содержались в стандартных условиях (цикл свет-темнота 12:12, 22 °C ±1 °C, 50% ± 10% влажности). Кроме того, был разработан телеметрический регистратор температуры, закрепленный напечатанным на 3D-принтере хвостовым рукавом, который обеспечивает непрерывный мониторинг температуры хвоста у свободно движущихся мышей. Инфракрасная термография также была включена для получения дополнительных данных о производстве и рассеивании тепла. Эта модель послужит ценным инструментом для исследования механизмов приливов и оценки потенциальных терапевтических вмешательств.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Эти методы были разработаны для мышиных моделей. Исследования на мышах были одобрены Комитетом по институциональному уходу за животными и их использованию Фуданьского университета (2021JS0040). До внедрения протокола животные содержались в соответствии с Руководством по уходу за лабораторными животными и их использованию. В этом исследовании самки мышей C57BL/6J в возрасте от 8 до 10 недель весом 20-23 г содержались в стандартных условиях (цикл свет-темнота 12:12, 22 °C ± 1 °C, влажность 50% ± 10%). Подробная информация об используемых реагентах и оборудовании приведена в Таблице материалов.

1. Подготовка к эксперименту

  1. Приготовьте десять 8-10-недельных самок мышей, содержащихся в стандартных условиях (цикл свет-темнота 12:12, 22 °C ±1 °C, 50% ± 10% влажности) с пищей и водой в неограниченном количестве.
  2. Случайным образом распределите мышей по группам OVX и фиктивным группам (n = 5/группа). Сгруппированный домик поможет с синхронизацией эстральных циклов.
  3. Настройка протокола беговой дорожки
    1. Откройте программное обеспечение для управления беговой дорожкой "TSE TreadMill (USB) 5.1.7_2" на подключенном компьютере (Дополнительный рисунок 1).
    2. Инициализируйте новый экспериментальный файл, выбрав в строке меню пункт Файл > Инициализировать новый файл .
    3. Запрограммируйте протокол выполнения:
      1. Задайте первый отрезок: ускорение 0-20 с от 0 до 0,17 м/с.
      2. Установите второй отрезок: 20-150 с постоянная скорость на 0,17 м/с.
      3. Установите третий отрезок: ускорение 150-170 с от 0,17-0,25 м/с.
      4. Установите конечный отрезок: 170-600 с постоянной скорости 0,25 м/с10,12.
        ПРИМЕЧАНИЕ: Не используйте электрическую стимуляцию в этом эксперименте, чтобы избежать дополнительного стресса.

2. Мониторинг эстрального цикла

  1. Мазок из влагалища на окрашивающее стекло ежедневно в одно и то же время каждый день в течение 8 дней подряд путем промывания 100 мкл стерильного PBS с помощью пипетки.
  2. Просушка образцов на предметных стеклах в течение 24 ч в вытяжном шкафу.
  3. Кратковременно окуните образцы в 100% метанол при комнатной температуре.
    ВНИМАНИЕ: Метанол токсичен при вдыхании, проглатывании или контакте с кожей. Используйте в хорошо проветриваемом вытяжном шкафу, надевайте нитриловые перчатки и избегайте искр/пламени.
  4. Разбавьте коммерческий краситель 20× Гимзы до 1× с помощью PBS.
  5. Испачкайте метанолом закрепленные предметные стекла на 1× Гимзе в темноте на 1-2 ч.
  6. Исследуйте цитологию влагалища для определения стадий течки на основе этих исследований14,15.
  7. Продолжайте эксперименты, когда мыши находятся в проэструсе (рисунок 2B).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Обращайтесь с мышами осторожно, чтобы избежать нарушения цикла, вызванного стрессом. Избегайте глубокого введения наконечников пипеток для предотвращения ложной беременности.

3. Операция овариэктомии

  1. Запишите вес мышей и обезболите мышей изофлураном. Используйте грелку для поддержания температуры тела животного во время операции.
  2. Сбрейте шерсть в дорсолатеральной области с обеих сторон перед задними лапами и продезинфицируйте 70% этанолом и йодом в течение 3 раз.
  3. Сделайте паравертебральный разрез длиной 1 см на коже и с помощью инструмента с тупым наконечником отделите кожу от подлежащей мышечной ткани. Затем сделайте разрез в мышечной стенке. Обнажите яичниковые жировые подушечки ватными палочками.
  4. Перевязывайте кровеносные сосуды яичников с помощью нитей. Иссечение яичников хирургическими ножницами16.
  5. Закройте разрез слоями, мышцами и кожей нерассасывающимися нитями. Аккуратно очистите кожу вокруг места операции солевым раствором, чтобы удалить засохшую кровь или остатки антисептического скраба.
  6. Для фиктивного контроля отрежьте кусок жировой подушки, не касаясь яичников.
  7. Следите за здоровьем мышей ежедневно в течение 7 дней после операции.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что мыши находятся на грелке при температуре около 35 °C на протяжении всего процесса анестезии.

4. Имплантация регистратора температуры ядра

  1. Программирование и инициализация регистратора (дополнительный рисунок 2).
    1. Вставьте регистратор температуры вертикально в док-станцию.
    2. Нажмите на Recorder > Connect в строке меню программного обеспечения.
    3. Выберите «Правка» > «Новая последовательность измерений» в строке меню.
    4. Выберите «Несколько интервалов записи » в параметрах режима записи.
    5. Установите параметры: Дата начала: [ГГГГ-ММ-ДД ЧЧ:ММ], Дата окончания: [ГГГГ-ММ-ДД ЧЧ:ММ], Интервал записи: 5 мин.
    6. Добавьте настройку интервалов в последовательность.
    7. Нажмите на Регистратор > начать новую последовательность измерений.
  2. Под наркозом побрейте и продезинфицируйте кожу живота.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Эта процедура имплантации регистратора температуры брюшной полости может быть выполнена вместе с операцией OVX, чтобы избежать нескольких операций.
  3. Сделайте разрез кожи по средней линии диаметром 2 см примерно на 1 см ниже диафрагмы.
  4. Продлите разрез по белой линии, чтобы открыть брюшную полость.
  5. Аккуратно введите регистратор температуры ядра в брюшную полость по сагиттальной плоскости.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Правильное размещение имеет решающее значение для точных показаний температуры. Избегайте поверхностного расположения вблизи кожи, так как температура окружающей среды может помешать измерениям.
  6. Сшить разрез брюшной полости с помощью 5-0 нерассасывающихся нитей.
  7. Продезинфицируйте брюшную полость раствором йода.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Внимательно следите за животным во время восстановления. Поддерживайте тепло с помощью грелки, пока мыши полностью не проснутся.

5. Крепление регистратора температуры на хвосте

  1. Программирование и инициализация регистратора (см. процедуру шага 4.1, изменение интервала записи до 2 минут).
  2. Очистите хвост этаноловым свайпом. Продезинфицируйте 3D-рукав 70% этанолом и закрепите регистратор температуры внутри рукава.
  3. Нанесите на рукав быстроотверждающийся клей. Расположите логгер на расстоянии 1 см от основания хвоста (рис. 1A). Убедитесь, что обнаруживающая поверхность регистратора находится в тесном контакте с кожей. Убедитесь, что логгер закреплен на подфюзеляжной стороне хвоста, чтобы свести к минимуму нагрузку на движение.
  4. Подержите его на месте с давлением в течение 2 минут. При необходимости используйте краткую анестезию для точной установки.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Ежедневно следите за отеком хвоста или отслоением логгера после установки. Правильно подключенное устройство может оставаться здоровым не менее 3 дней.

6. Бег на беговой дорожке и сбор данных

  1. Акклиматизируйте мышей к беговой дорожке во время световой фазы в течение 3 дней, используя протокол в шаге 1.3.
    1. Разместите мышей по отдельности на неподвижной ленте беговой дорожки. Подождите 10 минут для изучения окружающей среды и привыкания.
    2. Выполните протокол:
      1. Нажмите на кнопку «Измерить ». Нажмите « Пуск », чтобы инициализировать беговую дорожку.
      2. Выберите «Запустить профиль», чтобы начать запрограммированный протокол выполнения.
  2. Прикрепите регистратор температуры хвоста за 24 часа до экспериментов для хорошего привыкания (см. шаг 5).
  3. Беговая дорожка для бега в световую фазу экспериментального дня:
    1. Запишите базовую температуру в течение 30 с с помощью инфракрасной камеры за 10 минут до тренировки. Температура тела регистрируется одновременно с помощью имплантированного регистратора температуры брюшной полости.
    2. Запустите мышей на беговой дорожке в соответствии с протоколом, описанным в шаге 1.3.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что мыши работают непрерывно в течение 600 секунд. Если мыши перестают бегать, осторожно поощряйте продолжение движения с помощью расчески.
    3. После бега на беговой дорожке пересадите мышей в чистые клетки. Измерьте температуру хвоста с помощью инфракрасной термографии через 0 минут, 5 минут, 10 минут и 15 минут после тренировки.

7. Анализ данных

  1. Для данных об инфракрасном излучении и температуре тела:
    1. Рассчитайте исходный уровень как среднюю температуру перед тренировкой.
    2. Построение графика ΔT (температура-базовая линия после тренировки) для каждой временной точки.
  2. Для данных регистратора температуры хвоста:
    1. Используйте среднее значение за 10 минут перед тренировкой в качестве исходного.
    2. Вычисляйте ΔT с интервалом в 2 минуты в течение 15 минут после тренировки.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Разработка надежной системы мониторинга терморегулирования

Чтобы создать надежную модель для измерения температуры тела и кожи, был разработан специальный напечатанный на 3D-принтере хвостовой рукав, который надежно прикрепляет регистратор температуры на расстоянии 1 см от основания хвоста (рис. 1A), что позволяет непрерывно и точно измерять рассеивание тепла во время приливов, вызв...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Это исследование устанавливает практическую и количественную мышиную модель для изучения приливов жара в период менопаузы, устраняя критический пробел в этой области. Интеграция овариэктомии с термогенезом, вызванным физической нагрузкой, успешно повторяет основные особенности приливов у человека, а именно: быстрое повышение температуры кожи хвоста с последующим снижением температуры тела18. Эта модель сочетает в себе и расширяет сильные стороны существующих подхо...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы заявляют об отсутствии конкурирующих интересов.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Мы хотели бы поблагодарить сотрудников лаборатории за их помощь в подготовке этой рукописи. Эта работа была поддержана Национальным фондом естественных наук Китая 32171144 года и Крупным проектом «Неинфекционные хронические заболевания – Национальная наука и техника» (2024ZD0530300).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Имплантируемый регистратор температуры для животныхСтар-ОддиDST nano-T
Мыши C57BL/6JГемФарматехN000013
Раствор для окрашивания GiemsaБейотимС0133
Инфракрасные тепловизионные изображения Система VarioCAMГоловка VC HD 980
Системы беговых дорожекТСЭTreadmill_6M

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Stearns, V., et al. Hot flushes. Lancet. 360 (9348), 1851-1861 (2002).
  2. Gombert-Labedens, M., Kristine, V., Andrea, F., Maloney, S. K., Baker, F. C. Effects of menopause on temperature regulation. Temperature. 12 (2), 92-132 (2025).
  3. Kronenberg, F. Menopausal hot flashes: A review of physiology and biosociocultural perspective on methods of assessment. J Nutr. 140 (7), 1380S-1385S (2010).
  4. Koysombat, K., Mcgown, P., Nyunt, S., Abbara, A., Dhillo, W. S. New advances in menopause symptom management. Best Pract Res Clin Endocrinol Metab. 38 (1), 101774(2024).
  5. Kobayashi, T., et al. Elevation of tail skin temperature in ovariectomized rats in relation to menopausal hot flushes. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 278 (4), R863-R869 (2000).
  6. Krajewski-Hall, S. J., Blackmore, E. M., Mcminn, J. R., Rance, N. E. Estradiol alters body temperature regulation in the female mouse. Temperature (Austin). 5 (1), 56-69 (2018).
  7. Krull, A. A., Larsen, S. A., Clifton, D. K., Neal-Perry, G., Steiner, R. A. A comprehensive method to quantify adaptations by male and female mice with hot flashes induced by the neurokinin B receptor agonist senktide. Endocrinology. 158 (10), 3259-3268 (2017).
  8. Merchenthaler, I., et al. The effect of estrogens and antiestrogens in a rat model for hot flush. Maturitas. 30 (3), 307-316 (1998).
  9. Zhang, Z., et al. Estrogen receptor alpha in the brain mediates tamoxifen-induced changes in physiology in mice. Elife. 10, e63333(2021).
  10. Witkowski, S., et al. Acute increases in physical activity and temperature are associated with hot flash experience in midlife women. Menopause. 31 (7), 600-607 (2024).
  11. Ban, Y. -H., et al. A hop extract Lifenol improves postmenopausal overweight, osteoporosis, and hot flash in ovariectomized rats. Evid Based Complement Alternat Med. 2018 (1), 2929107(2018).
  12. Shuto, H., et al. Forced exercise-induced flushing of tail skin in ovariectomized mice, as a new experimental model of menopausal hot flushes. J Pharmacol Sci. 98 (3), 323-326 (2005).
  13. Wilhelms, D. B., et al. CGRP is critical for hot flushes in ovariectomized mice. Front Pharmacol. 9, 1452(2018).
  14. Byers, S. L., Wiles, M. V., Dunn, S. L., Taft, R. A. Mouse estrous cycle identification tool and images. PLoS One. 7 (4), e35538(2012).
  15. Cora, M. C., Kooistra, L., Travlos, G. Vaginal cytology of the laboratory rat and mouse: Review and criteria for the staging of the estrous cycle using stained vaginal smears. Toxicol Pathol. 43 (6), 776-793 (2015).
  16. Rowe, A. A., Issioui, Y., Johnny, B., Wert, K. J. Murine orchiectomy and ovariectomy to reduce sex hormone production. J Vis Exp. (201), e64379(2023).
  17. Goldman, J. M., Murr, A. S., Cooper, R. L. The rodent estrous cycle: Characterization of vaginal cytology and its utility in toxicological studies. Birth Defects Res B Dev Reprod Toxicol. 80 (2), 84-97 (2007).
  18. Freedman, R. R. Physiology of hot flashes. Am J Hum Biol. 13 (4), 453-464 (2001).
  19. Zhang, Z., et al. Estrogen-sensitive medial preoptic area neurons coordinate torpor in mice. Nat Commun. 11 (1), 6378(2020).
  20. Ekambaram, G., Sampath Kumar, S. K., Joseph, L. D. Comparative study on the estimation of estrous cycle in mice by visual and vaginal lavage method. J Clin Diagn Res. 11 (1), Ac05-Ac07 (2017).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Похожие статьи