Методическая статья

Визуализация привратника: оценка проницаемости гематоэнцефалического барьера у взрослых рыбок данио-рерио на основе синего красителя

DOI:

10.3791/69010

⸱

30 сентября 2025 г.

 ,  ,  , 
1Department of Basic Medical Sciences, Kulliyyah of Medicine, International Islamic University Malaysia (IIUM), 2Department of Biotechnology, Kulliyyah of Science, International Islamic University Malaysia (IIUM), 3Department of Physiology, Faculty of Medicine, Universiti Kebangsaan Malaysia, 4Clinical Pharmacology Department, Menoufia Medical School, Menoufia University

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Этот протокол представляет собой надежный метод оценки целостности гематоэнцефалического барьера (ГЭБ) у взрослых рыбок данио (Danio rerio) с использованием оценки Эвана на основе синего красителя, что позволяет проводить как качественный, так и количественный анализ нервно-сосудистых нарушений.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Гематоэнцефалический барьер (ГЭБ) представляет собой полупроницаемый интерфейс, который поддерживает гомеостаз центральной нервной системы (ЦНС), регулируя движение веществ в мозг и из него, тем самым защищая нервную ткань от потенциально вредных агентов. Нарушение ГЭБ является хорошо известным признаком многих нейродегенеративных заболеваний, включая болезнь Паркинсона (БП) и болезнь Альцгеймера (БА), где повышенная проницаемость способствует прогрессированию заболевания и усугубляет его. Несмотря на то, что взрослая данио рерио (Danio rerio) все чаще признается в качестве ценной модели для изучения нейродегенеративных заболеваний, стандартизированные методы оценки целостности ГЭБ у этого вида остаются ограниченными. Этот протокол описывает простой, воспроизводимый и экономически эффективный подход к оценке проницаемости ГЭБ у взрослых рыбок данио рерио путем анализа экстравазации красителя Evan's Blue (EB) из нейроциркуляторного русла в ткани мозга. Метод сочетает в себе качественную визуализацию с количественным анализом распределения ГЭБ для выявления разрушения ГЭБ. Ключевые этапы включают надлежащую внутрибрюшинную инъекцию EB-красителя, подтверждение системной циркуляции красителя, тщательную диссекцию мозга, а также последовательную визуализацию и измерение интенсивности в оттенках серого. Положительный и отрицательный контроль включены для подтверждения проникновения красителя и поддержки точной интерпретации. Репрезентативные результаты демонстрируют большую экстравазацию БЭ в мозге паркинсонических данио-рерио по сравнению с контрольной группой, получавшей физиологический раствор, что указывает на повышенную проницаемость ГЭБ. Эта методика требует минимального специализированного оборудования и подходит для лабораторий с ограниченными ресурсами. В целом, этот протокол предлагает практический инструмент для исследования целостности ГЭБ на моделях взрослых рыбок данио и может быть адаптирован для различных применений, включая изучение механизмов заболевания и оценку терапевтических вмешательств, направленных на нейроваскулярную функцию.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Гематоэнцефалический барьер (ГЭБ) — это селективный, полупроницаемый физиологический интерфейс, образованный в основном специализированными эндотелиальными клетками головного мозга, поддерживаемыми перицитами и астроцитами, который регулирует молекулярный обмен между кровотоком и интерстициальным пространством мозга для сохранения микроокружения центральной нервной системы (ЦНС). Его целостность имеет важное значение для сохранения гомеостаза ЦНС и защиты нервной ткани от вредных или токсичных веществ1. Нарушение ГЭБ является хорошо известным патологическим признаком при различных нейродегенеративных заболеваниях, включая болезнь Паркинсона (БП), болезнь Альцгеймера и боковой амиотрофический склероз 2,3. Нарушенная функция ГЭБ приводит к повышению проницаемости, позволяя нейротоксическим соединениям и медиаторам воспаления проникать в ткани мозга, тем самым усугубляя прогрессирование заболевания4. Таким образом, оценка целостности ГЭБ имеет решающее значение для получения более глубокого понимания нейроваскулярных и воспалительных механизмов, лежащих в основе этих расстройств.

В то время как модели in vivo на грызунах и in vitro остаются золотыми стандартами для исследований ГЭБ5, рыбки данио рерио (Danio rerio) стали ценной моделью позвоночных в нейробиологии благодаря их генетической податливости, экономичности, простоте в обращении и сохраненным нейроанатомическим и ГЭБ характеристикам умлекопитающих. Несмотря на их растущее использование в нейродегенеративных исследованиях, методы оценки целостности ГЭБ у взрослых рыбок данио все еще ограничены 7,8. Такие методы, как инъекции флуоресцентных индикаторов или трансгенные репортеры, широко используются для личинок 9,10, но создают значительные проблемы у взрослых особей из-за пигментации и снижения прозрачности. Следовательно, целью настоящего исследования является создание простого, воспроизводимого и визуально наглядного протокола для оценки проницаемости BBB у взрослых рыбок данио рерио с использованием экстравазации красителя Evan's Blue (EB). Этот метод включает в себя как качественное наблюдение, так и количественное измерение утечки красителя в ткани мозга, предоставляя практический инструмент для оценки целостности нервно-сосудистых систем при патологических состояниях.

Краситель Evan's Blue, который связывается с сывороточным альбумином и обычно не может проникнуть через неповрежденный BBB11, представляет собой реальную альтернативу для оценки разрушения барьера12. Экстравазация БЭ широко применяется на моделях грызунов для обнаружения утечки ГЭБ при таких состояниях, как черепно-мозговая травма, инсульт и нейровоспаление13. Тем не менее, его применение у взрослых рыбок данио осталось в значительной степени неизученным. В этом исследовании представлена новая адаптация метода EB-красителя, оптимизированная для взрослых рыбок данио-рерио, что позволяет надежно оценить качественную и количественную проницаемость ГЭБ. Метод является экономически эффективным, требует минимального специализированного оборудования и может быть легко масштабирован для нескольких животных, что дает практическое преимущество по сравнению с более сложными подходами, основанными на визуализации, обычно используемыми на личинках.

Используя этот протокол, мы оценили целостность ГЭБ как у здоровых, так и у взрослых рыбок данио-рерио с болезнью Паркинсона. Чтобы вызвать паркинсонизм у рыбок данио, нейротоксин 1-метил-4-фенил-1,2,3,6-тетрагидропиридин (МФТП) вводили внутрибрюшинно, следуя ранее описанному способу14. Результаты показали значительно большую экстравазацию БЭ в мозге рыбок данио-рерио Паркинсона, что согласуется с хорошо задокументированным нарушением ГЭБ, наблюдаемым при БП. Эти результаты подтверждают чувствительность и надежность метода, подтверждая его полезность в связи сосудистой патологии с молекулярными и поведенческими исходами. Таким образом, этот метод представляет собой ценный инструмент для исследователей, изучающих нейроваскулярный вклад в нейродегенеративные заболевания и может быть применен как в генетических, так и в индуцированных токсинами моделях рыбок данио.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Этот протокол был соблюден и одобрен Комитетом по институциональному уходу за животными и их использованию (IACUC) при Международном исламском университете Малайзии (IIUM) со ссылкой на одобрение этики животных (см.: IIUM/504/14/2/IACUC).

1. Приготовьте стоковый раствор красителя Evans Blue

  1. Растворите 0,1 г EB-красителя в 10 мл 1x фосфатно-солевого буфера (PBS) для получения 1% (w/v) исходного раствора. Тщательно перемешайте до полного растворения красителя.
    ВНИМАНИЕ: БЭ относится к категории канцерогенов 1B. Избегайте прямого контакта с кожей и глазами. Используйте защитную одежду, перчатки, защитные очки и респиратор. Избегайте вдыхания пыли и следуйте инструкциям производителя по обращению. Не выбрасывайте краситель Evans Blue (твердый или раствор) в раковину. Храните отходы в оригинальных контейнерах с маркировкой. Утилизируйте в соответствии с национальными и местными нормами утилизации опасных отходов.
  2. Отфильтруйте раствор с помощью шприцевого фильтра 0,45 мкм. Соберите фильтрат в стерильную центрифужную пробирку объемом 15 мл. Оберните тубу в алюминиевую фольгу и храните при температуре 4 °C.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Также можно использовать фильтр с меньшим размером пор (например, 0,2 мкм). Исходный раствор можно хранить при температуре 4 °C до двух недель или при -20 °C до одного месяца, при этом рекомендуется аликвотирование для минимизации повторяющихся циклов замораживания-оттаивания при хранении в замороженном виде.

2. Нанесите краситель Evans Blue взрослым рыбкам данио.

  1. Обезболивайте рыбок данио с помощью гипотермического шока, постепенно снижая температуру воды с 12 °C до 7 °C, пока рыба не перестанет реагировать на тактильные раздражители.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Постепенное снижение температуры может быть достигнуто путем медленного добавления небольшого количества колотого льда в воду в течение нескольких минут, что позволяет температуре постепенно снижаться. Погружение в трикаин также является подходящим альтернативным методом анестезии.
  2. Введите 20 мкл 1% EB-красителя во внутрибрюшинную полость (IP) с помощью инсулинового шприца 31 г. Слегка надавите на место инъекции в течение 10 секунд, чтобы предотвратить обратный поток.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Внутрибрюшинная полость рыбок данио расположена позади тазового пояса. Чтобы повысить вероятность успешного введения БЭ, голодайте на рыбе в течение 24 часов перед инъекцией. Это позволит опорожнить брюшную полость, чтобы обеспечить лучший доступ и точность внутрибрюшинного пространства.
  3. Переложите рыб в резервуар для восстановления и дайте восстановиться в течение 30 минут. Следите за травмами, смертностью или изменениями в поведении.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Чтобы помочь рыбкам данио с восстановлением, используйте немного сниженную температуру воды (20-24 °C) для резервуара для восстановления, чтобы обеспечить мягкий обезболивающий эффект и помочь обезболить потенциальный дискомфорт после инъекции. Введенная рыба будет иметь голубой оттенок, что указывает на успешную циркуляцию красителя (Рисунок 1).
  4. Через 30 минут усыпьте рыбу с помощью гипотермического шока при температуре от 1 °C до 3 °C. Затем обезглавьте рыбу с помощью стерильного лезвия или хирургических ножниц.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Чтобы помочь в последующем вскрытии мозга, оставьте лишнюю плоть за головой при обезглавливании.
  5. Дважды промойте голову в 1x PBS (соотношение рыбы к PBS 1:20), чтобы удалить излишки крови и красителя EB.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Недостаточная промывка может привести к ложноположительным результатам и поставить под угрозу точность анализа. Чтобы предотвратить это, тщательно промойте ткани мозга по крайней мере дважды с помощью 1x PBS, убедившись, что вся видимая кровь и свободно текущий краситель удалены. Если остатки красителя остались, настоятельно рекомендуется провести третью стирку.
  6. Зафиксируйте голову в 4% параформальдегиде (PFA) при температуре 4 °C на ночь (соотношение рыбы к фиксатору 1:20). При фиксации не требуется перемешивание, так как небольшой размер головы данио-рерио и достаточный фиксирующий объем позволяют эффективно проникать в статических условиях.
    ВНИМАНИЕ: ПФА вреден при проглатывании, вдыхании или контакте с кожей. Приготовьте раствор PFA под вытяжным шкафом. Используйте соответствующие средства индивидуальной защиты и избегайте вдыхания пыли. Соблюдайте все правила техники безопасности в соответствии с требованиями производителя. Обращайтесь с PFA как с опасными отходами. Не выбрасывайте его в канализацию. Собирайте и маркируйте отходы в герметичных контейнерах и утилизируйте их в соответствии с местными и национальными нормами.
  7. Препарируйте мозг рыбки данио
    1. Поместите неподвижную голову в чистую чашку Петри и препарируйте мозг, как описано ранее15, с помощью пинцета с заостренным концом. Непрерывно добавляйте 1x PBS по каплям во время рассечения, чтобы сохранить ткань увлажненной и предотвратить высыхание.
    2. Приготовьте агарозную пластину, растворив 1 г агарозы в 100 мл дистиллированной воды. Разогрейте его в микроволновой печи, пока он полностью не растает, вылейте в чашку петри и дайте ему застыть.
    3. Дважды промойте вскрытый мозг в двух отдельных ваннах 1x PBS. Затем поместите салфетку на 1% агарозную пластину, чтобы сохранить влагу и предотвратить усадку.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Недостаточная промывка может привести к ложноположительным результатам и поставить под угрозу точность анализа. Чтобы предотвратить это, тщательно промойте ткани мозга не менее двух раз 1× PBS, убедившись, что вся видимая кровь и свободно текущий краситель удалены. Если остатки красителя остались, настоятельно рекомендуется провести третью стирку.

figure-protocol-1
Рисунок 1: Сравнение окраски кожи у нормальных рыбок данио-рерио и рыбок данио-рерио, которым вводили БЭ. (A) Нормальные рыбки данио-рерио имеют типичный коричневатый оттенок кожи. (B) Введенные EB рыбки данио-рерио с заметным голубоватым оттенком, что указывает на успешную системную циркуляцию красителя. Масштабная линейка = 1 см. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой фигуры.

3. Установите положительный контроль с помощью ножевого ранения (SWI)

ПРИМЕЧАНИЕ: Ножевая рана приводит к разрыву ГЭБ и способствует экстравазации БЭ в месте травмы.

  1. Обезболите рыб методом гипотермического шока (см. шаг 2.1). После обезболивания введите 20 мкл 1% EB-красителя и дайте рыбе восстановиться в течение 30 минут, как описано в шагах 2.2 и 2.3.
  2. После 30-минутного восстановительного периода приготовьте стерильную иглу 31 G, прикрепленную к инсулиновому шприцу, и выполните процедуру травмы колотой раны следующим образом:
    1. Снова обезболиваем рыбу.
    2. Расположите рыбу вертикально на ровной холодной поверхности (например, на пакете со льдом). Введите иглу в одну сторону конечного мозга под углом 90° на глубину, не превышающую 1,5 мм (рис. 2).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Чтобы предотвратить прямой контакт кожи с пакетом со льдом и избежать потенциального повреждения кожи, поместите слой марли или бумажного полотенца между рыбой и холодной поверхностью (Рисунок 2). В качестве альтернативы рыбу можно поместить в неглубокую чашку Петри, помещенную поверх холодного пакета, чтобы поддерживать охлаждение без прямого контакта. Отметьте на игле 1,5 мм, чтобы предотвратить чрезмерное проникновение.
    3. Переложите рыб в резервуар для восстановления и дайте восстановиться в течение 30 минут.
    4. Усыпьте, обезглавите, исправьте и препарируйте мозг, как описано в шагах с 2.4 по 2.7.
    5. Для отрицательного контроля повторите шаги с 2.1 по 2.7, используя 20 мкл 1x PBS вместо EB-красителя.

figure-protocol-2
Рисунок 2: Травма от ножевого ранения для положительного контроля. (A) Кратковременно введите иглу 31G в конечный мозг (красный круг), чтобы облегчить проникновение красителя EB в ткани мозга; Параллельное сравнение неповрежденного мозга и мозга с ножевым ударом, (В) дорсальный вид места ножевого ранения (красный круг), (В) боковой вид места удара ножа. Масштабная линейка = 1 мм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

4. Качественный анализ экстравазации БЭ

  1. Наблюдайте за рассеченными тканями мозга под стереомикроскопом. Оптимизируйте настройки изображения (зум, баланс белого, экспозиция, контраст и т. д.) для обеспечения согласованности.
  2. Захватывайте изображения с помощью камеры, установленной под микроскопом, и сохраняйте их в . Формат TIFF.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте идентичные настройки визуализации для всех образцов, чтобы обеспечить сравнительную достоверность.

5. Количественный анализ экстравазации БЭ

  1. Скачать и установить Fiji (ссылка на скачивание программного обеспечения доступна в Таблице материалов). Откройте изображение на Фиджи.
  2. Выполните деконволюцию цвета, щелкнув: Изображение > Цвет > Деконволюция цвета > RGB, в результате чего будут получены три отдельных изображения, представляющие красные, зеленые и синие оттенки.
    ПРИМЕЧАНИЕ: На этом этапе синий оттенок изолируется от других цветовых компонентов, гарантируя, что измеряется только интенсивность синего красителя.
  3. Активируйте изображение синего канала (обычно обозначаемое «Color_3»), щелкнув по изображению. Преобразуйте его в 8-битные оттенки серого, щелкнув: Тип изображения > > 8-битный.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Преобразование оттенков серого сводит к минимуму цветовые артефакты и улучшает анализ на основе интенсивности.
  4. Измерьте интенсивность серого на 8-битном изображении.
    1. Установите измерения, выбрав следующие параметры: Анализ > Установить измерения; выберите Площадь и Среднее значение серого.
    2. С помощью инструмента выделения прямоугольника нарисуйте область интереса одинакового размера (ROI) и измерьте интенсивность серого, выбрав «Анализ» > «Измерить» или нажав Ctrl + M.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Для всех образцов должен использоваться один и тот же размер ROI. Абсолютные размеры ROI могут варьироваться в зависимости от увеличения и разрешения полученного изображения, поэтому исследователи должны стандартизировать размер ROI в своем наборе данных, чтобы обеспечить сопоставимость. Каждый пиксель в 8-битном изображении в оттенках серого имеет значение интенсивности в диапазоне от 0 до 255, где 0 представляет чистый черный, 255 — чисто белый, а значения между ними представляют различные оттенки серого.
    3. Чтобы уменьшить систематическую ошибку, нарисуйте от трех до пяти ROI в анатомически согласованных областях мозга по всем образцам. Избегайте областей с артефактами или неравномерным окрашиванием.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Согласованность размещения может быть достигнута путем ссылки на анатомические ориентиры и обеспечения симметрии позиционирования ROI в экспериментальных группах.
    4. Усредняйте средние значения серого из ROI для каждого изображения, чтобы получить одно значение интенсивности для каждого мозга. Используйте это среднее значение для статистического сравнения между группами.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Этот протокол был протестирован на модели рыбки данио-рерио Паркинсона. Компрометация ГЭБ является хорошо задокументированным явлением у пациентов с БП 16,17,18 и у различных животных моделей болезни Паркинсона 19,20,21. Для изучения целостности ГЭБ в модели паркинсонической болезни взрослых рыбок данио-рерио сравнивали экстравазацию кр...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Оценка целостности ГЭБ имеет важное значение для понимания патофизиологии заболеваний, связанных с мозгом, поскольку скомпрометированный ГЭБ может как вызвать, так и ухудшить прогрессирование заболевания4. Несмотря на то, что взрослая рыбка данио появилась в качестве эффективной модели для изучения нейродегенеративных заболеваний, методы оценки целостности ГЭБ у этого вида остаются недостаточно разработанными8. Представленный здесь протокол...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Это исследование было профинансировано Министерством высшего образования Малайзии (MoHE) в рамках Схемы грантов на фундаментальные исследования (FRGS), номер гранта FRGS19-125-0734. Помощь в подготовке публикаций для этого исследования была поддержана медицинским факультетом Университета Кебангсаан Малайзии (UKM).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Порошок агарозыВивантисПК0701
Синий краситель ЭванаСигма-ОлдричЕ2129
Изображение ФиджиJНациональные институты здравоохранения, СШАСсылка для скачивания: https://imagej.net/software/fiji/downloads
Камера для микроскопаШэньчжэнь Хайер Электроникс Ко., Лтд.ХАЙ-500М
Порошок параформальдегида (PFA)Сигма-Олдрич158127
Фосфатно-солевой буфер (PBS)Сигма-ОлдричП4417
Хлорид натрия (NaCl)Химикаты HmbG7647-14-5
СтереомикроскопКорпорация OlympusСЗ40
Шприцевой фильтрующий блок, 0,45&микро; mMerck Millipore SLHV004SL

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Kadry, H., Noorani, B., Cucullo, L. A blood-brain barrier overview on structure, function, impairment, and biomarkers of integrity. Fluids Barriers CNS. 17, 1-24 (2020).
  2. Knox, E. G., Aburto, M. R., Clarke, G., Cryan, J. F., O'Driscoll, C. M. The blood-brain barrier in aging and neurodegeneration. Mol Psychiatry. 27 (6), 2659-2673 (2022).
  3. Sweeney, M. D., Sagare, A. P., Zlokovic, B. V. Blood-brain barrier breakdown in Alzheimer disease and other neurodegenerative disorders. Nat Rev Neurol. 14 (3), 133-150 (2018).
  4. Kim, S., Jung, U. J., Kim, S. R. The crucial role of the blood-brain barrier in neurodegenerative diseases: Mechanisms of disruption and therapeutic implications. J Clin Med. 14 (2), 386(2025).
  5. Guarino, V., et al. Advancements in modelling human blood-brain barrier on a chip. Biofabrication. 15 (2), 022003(2023).
  6. Kalueff, A. V., Stewart, A. M., Gerlai, R. Zebrafish as an emerging model for studying complex brain disorders. Trends Pharmacol Sci. 35 (2), 63-75 (2014).
  7. Eliceiri, B. P., Gonzalez, A. M., Baird, A. The blood-brain and other neural barriers: reviews and protocols. , Humana Press. Totowa, NJ. (2010).
  8. Li, Y., et al. Zebrafish: A promising in vivo model for assessing the delivery of natural products, fluorescence dyes and drugs across the blood-brain barrier. Pharmacol Res. 125, 246-257 (2017).
  9. Fleming, A., Diekmann, H., Goldsmith, P. Functional characterisation of the maturation of the blood-brain barrier in larval zebrafish. PLoS One. 8 (10), e77548(2013).
  10. Kislyuk, S., van den Bosch, W., Adams, E., De Witte, P., Cabooter, D. Development of a sensitive and quantitative capillary LC-UV method to study the uptake of pharmaceuticals in zebrafish brain. Anal Bioanal Chem. 410, 2751-2764 (2018).
  11. Jaffer, H., Adjei, I. M., Labhasetwar, V. Optical imaging to map blood-brain barrier leakage. Sci Rep. 3 (1), 3117(2013).
  12. Yao, L., Xue, X., Yu, P., Ni, Y., Chen, F. Evans blue dye: A revisit of its applications in biomedicine. Contrast Media Mol Imaging. 2018 (1), 7628037(2018).
  13. Goldim, M. P. S., Della Giustina, A., Petronilho, F. Using Evans blue dye to determine blood-brain barrier integrity in rodents. Curr Protoc Immunol. 126 (1), e83(2019).
  14. Razali, K., Kumar, J., Mohamed, W. M. Characterizing the adult zebrafish model of Parkinson's disease: a systematic review of dynamic changes in behavior and physiology post-MPTP administration. Front Neurosci. 18, 1432102(2024).
  15. Lopez-Ramirez, M. A., Calvo, C. F., Ristori, E., Thomas, J. L., Nicoli, S. Isolation and culture of adult zebrafish brain-derived neurospheres. J Vis Exp. (108), e53617(2016).
  16. Al-Bachari, S., Naish, J. H., Parker, G. J., Emsley, H. C., Parkes, L. M. Blood-brain barrier leakage is increased in Parkinson's disease. Front Physiol. 11, 593026(2020).
  17. Gray, M. T., Woulfe, J. M. Striatal blood-brain barrier permeability in Parkinson's disease. J Cereb Blood Flow Metab. 35 (5), 747-750 (2015).
  18. Hourfar, H., et al. The impact of α-synuclein aggregates on blood-brain barrier integrity in the presence of neurovascular unit cells. Int J Biol Macromol. 229, 305-320 (2023).
  19. Olmedo-Díaz, S., et al. An altered blood-brain barrier contributes to brain iron accumulation and neuroinflammation in the 6-OHDA rat model of Parkinson's disease. Neuroscience. 362, 141-151 (2017).
  20. Ravenstijn, P. G., et al. Evaluation of blood-brain barrier transport and CNS drug metabolism in diseased and control brain after intravenous L-dopa in a unilateral rat model of Parkinson's disease. Fluids Barriers CNS. 9, 1-14 (2012).
  21. Wu, Y. C., Sonninen, T. M., Peltonen, S., Koistinaho, J., Lehtonen, Š Blood-brain barrier and neurodegenerative diseases-modeling with iPSC-derived brain cells. Int J Mol Sci. 22 (14), 7710(2021).
  22. Hosseini, S., et al. Efficient phenotypic sex classification of zebrafish using machine learning methods. Ecol Evol. 9 (23), 13332-13343 (2019).
  23. Dithmer, S., Blasig, I. E., Fraser, P. A., Qin, Z., Haseloff, R. F. The basic requirement of tight junction proteins in blood-brain barrier function and their role in pathologies. Int J Mol Sci. 25 (11), 5601(2024).
  24. Kinkel, M. D., Eames, S. C., Philipson, L. H., Prince, V. E. Intraperitoneal injection into adult zebrafish. J Vis Exp. (42), e2126(2010).
  25. Nishimura, Y., et al. Identification of a novel indoline derivative for in vivo fluorescent imaging of blood-brain barrier disruption in animal models. ACS Chem Neurosci. 4 (8), 1183-1193 (2013).
  26. Schoknecht, K., Eilers, J. Brain-to-blood transport of fluorescein in vitro. Sci Rep. 14 (1), 25572(2024).
  27. Harris, W. J., et al. In vivo methods for imaging blood-brain barrier function and dysfunction. Eur J Nucl Med Mol Imaging. 50 (4), 1051-1083 (2023).
  28. Hamilton, N., Allen, C., Reynolds, S. Longitudinal MRI brain studies in live adult zebrafish. NMR Biomed. 36 (7), e4891(2023).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Fiji

Похожие статьи