Методическая статья

Выращивание форетических клещей, ассоциированных с древоточными насекомыми

706 просмотров

⸱

DOI:

10.3791/69039

⸱

2 сентября 2025 г.

 ,  , 
1Tropical Research and Education Center, University of Florida IFAS, 2Fort Lauderdale Research and Education Center, University of Florida IFAS

В этой статье

Краткое содержание

Здесь мы представляем протокол создания и поддержания лабораторных культур форетических клещей, связанных с древесными насекомыми, включая как хищные, так и грибковоядные виды, с использованием единицы выращивания с настраиваемыми источниками пищи и масштабируемыми методами для экспериментальных или прикладных исследований.

Аннотация

Форетические клещи являются общими компаньонами широкого спектра древесных насекомых, таких как жесткокрылые: Curculionidae и Cerambycidae. Форетические клещи относятся к немногим группам организмов, способных получать доступ к местам размножения своих хозяев. Эти организмы мельчайшие, устанавливают тесные ассоциации и сродство к биотическим и абиотическим условиям в галереях насекомых-древоточцев. Их присутствие в галереях может оказывать значительное влияние на поведение и размножение жуков. Некоторые виды могут выступать в качестве естественных антагонистов жуков и их мутуалистических грибов, нарушая симбиотические отношения, гарантирующие их успех. Эти характеристики делают форетических клещей перспективными кандидатами для программ биологического контроля, направленных на борьбу с вредителями-древоточцами. Тем не менее, необходимы воспроизводимые методы выращивания этих клещей для изучения их фундаментальной биологии и экологии и оценки их потенциала в качестве агентов биоконтроля. Несмотря на их важность, в настоящее время не существует подробных протоколов содержания популяций форетических клещей в неволе. В этом исследовании представлен практический и доступный подход к разведению двух групп форетических клещей: грибоядных/детритивных (Acari: Astigmata) (т.е. Histiogaster arborsignis) и хищников (Acari: Mesostigmata) (т.е. Proctolaelaps spp.). В качестве источников питания для этих клещей мы предлагаем использовать рулонные зерна ячменя и нематод соответственно. Эти источники пищи практичны и широко доступны, требуют минимального ухода, предлагая при этом стандартизированный рацион, адаптированный к пищевым потребностям целевых групп клещей. В качестве влагорегулирующей матрицы используется субстрат на основе гипса и древесного угля. Такое сочетание обеспечивает как пищевые ресурсы, так и подходящую микросреду обитания для длительного содержания и размножения этих клещей. Описанный метод является масштабируемым, что позволяет исследователям расширять единицы выращивания пропорционально размеру колонии и экспериментальным потребностям. Этот протокол предлагает важнейший инструмент для продвижения исследований экологической роли форетических клещей. Эта экспериментально проверенная система обеспечивает долгосрочную жизнеспособность колонии в течение нескольких месяцев и нескольких поколений, оставаясь при этом пригодной для выращивания других таксонов клещей в лабораторных условиях.

Введение

Многие древесные насекомые завершают большую часть своего жизненного цикла внутри деревьев, где они питаются и часто выступают в качестве переносчиков растительных патогенов, создавая серьезную опасность для сельского хозяйства и лесных экосистем 1,2. К числу наиболее опасных групп относятся инвазивные жуки из семейств Buprestidae, Cerambycidae, Bostrichidae и Curculionidae, которые связаны с обширной гибелью деревьев и экономическими потерямиво всем мире. Во Флориде обитает более 35 видов жуков амброзии (Coleoptera: Curculionidae), из которых известно, что по крайней мере 15 из них заражают деревья авокадо 4,5. К распространенным видам в садах относятся Xyleborinus saxesenii Ratzeburg, Xyleborus affinis (Eichhoff), X. bispinatus Eichhoff, X. ferrugineus (Fabricius), X. volvulus (Fabricius), X. gracilis (Eichhoff) и Xylosandrus crassiusculus (Motschulsky), часто встречающиеся на одном и том же дереве 4,6. Эти жуки наносят вред в первую очередь потому, что они являются переносчиками симбиотических грибов, некоторые из которых являются патогенными для растений7. Наиболее серьезным патогеном является Harringtonia lauricola, возбудитель лаврового увядания, завезенный в США вместе со своим основным переносчиком, Xyleborus glabratus Eichhoff, примерно в 2002 году 8,9. Лавровое увядание опустошило индустрию авокадо во Флориде и местные Lauraceae, убив более полумиллиарда деревьев10,11. Более того, H. lauricola в настоящее время встречается в ассоциации с несколькими видами жуков амброзии, которые функционируют как альтернативные переносчики в системах авокадо, где X. glabratus встречается редко 4,12.

Клещи (Acari) – это очень разнообразные членистоногие, занимающие широкий спектр экологических ниш. Среди них несколько групп все чаще признаются в качестве агентов биологического контроля из-за их хищнического поведения, высоких темпов размножения и способности процветать в различных средах, включая почву, растительные поверхности и хранящиеся продукты. Их способность подавлять вспышки вредителей в теплицах, питомниках и на сельскохозяйственных полях подчеркивает их важность в программах комплексной борьбы с вредителями (IPM)13,14. Например, семейство Phytoseiidae включает несколько видов, имеющих большое значение в биологическом контроле, в частности Neoseiulus californicus Berlese и Phytoseiulus persimilis Athias-Henriot, которые широко используются для подавления паутинных клещей (Acari: Tetranychidae) и трипсов в тепличных и полевых культурах15. Аналогичным образом, лаэлапидный клещ Stratiolaelaps scimitus является биологическим средством борьбы, нацеленным на почвенных вредителей, таких как личинки грибковых комаров и куколки трипсов, и широко включен в комплексныепрограммы борьбы с вредителями. Форетические клещи представляют собой перспективную группу в этом контексте. Эти клещи полагаются на временные связи со своими хозяевами для расселения и часто обнаруживаются в галереях или выводковых камерах насекомых-древоточцев, таких как короеды и жуки-амброзия 17,18,19.

Разнообразие форетических клещей распространяется как на морфологию, так и на экологию. Некоторые из них проявляют пищевое и детритное, в то время как другие являются хищными. Учитывая их близость к своим хозяевам, форетические клещи обладают потенциалом подавлять популяции насекомых напрямую, поедая яйца и личинки, нанося им физический вред или косвенно, нарушая симбиотические ассоциации насекомых-древоточцев 20,21,22,23.

Несмотря на растущий интерес к клещам и их потенциальным агентам биологического контроля, разработка протоколов их выращивания остается ограниченной. В некоторых исследованиях сообщалось о методах культивирования свободноживущих хищных клещей (Acari: Mesostigmata)24,25; Тем не менее, в описаниях часто отсутствуют инструкции по первоначальному созданию колоний клещей, что представляет проблему для новых акарологов. В настоящее время не существует установленных протоколов для долгосрочного содержания колоний в лаборатории или выращивания форетических клещей для экспериментального использования. Протокол, представленный в данном исследовании, устраняет этот пробел, предлагая практический, масштабируемый и воспроизводимый метод разведения как хищных (т.е. мезостигматов), так и грибоядных/детритивных (т.е. астигматов) клещей. Несмотря на то, что протокол описан в контексте форетических клещей, он широко применим к другим клещам и может быть легко адаптирован к различным исследовательским целям. Например, клещи астигматы, выращенные таким способом, могут служить ложной добычей для хищных клещей 26,27.

Это исследование было направлено на разработку и оценку стандартизированного протокола выращивания форетических клещей в соответствии с гипотезой о том, что широко применимая комбинация субстрата и диеты может поддерживать устойчивое выживание и размножение различных таксонов клещей (Mesostigmata и Astigmata).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Описанный здесь протокол представляет собой усовершенствованную адаптацию предыдущих описаний методов массового выращивания почвенных членистоногих24,25. Он также включает в себя новый метод массового разведения фунгивоядных/детритиворных форетических клещей (т.е. астигматов) с использованием автоклавируемых пластиковых пакетов. Используемые реагенты и оборудование приведены в Таблице материалов.

1. Подготовка субстрата для ремонтного агрегата

  1. При выращивании культуры с 1-5 клещами используйте банку с завинчивающейся крышкой объемом 5 мл, чтобы облегчить визуализацию клещей во время укоренения колонии. Чтобы узнать начальный размер банки, рассчитайте примерно 20 клещей на объем контейнера объемом 30 мл.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Например, при выращивании культуры с 5-20 клещами, используйте прозрачную банку объемом 30 мл или меньше с завинчивающейся крышкой. При выращивании культуры с 20-40 клещами используйте банку следующего размера (60 мл).
  2. Приготовьте сухую смесь из 90 г гипса Парижа и 10 г порошкообразного активированного угля (9:1) в автоклавируемом стакане объемом 500 мл. Перед автоклавированием порошок перемешайте до полного смешивания.
  3. Накройте стакан алюминиевой фольгой, чтобы предотвратить попадание воды в контейнер в процессе автоклавирования.
  4. Приготовьте смесь из кусочков органической коры и мха сфагнума (2:1) в автоклавируемом стакане. Приготовьте достаточно, чтобы покрыть примерно половину емкости для выращивания.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Например, при подготовке контейнера объемом 120 мл подготовьте около 60 мл субстрата.
  5. Накройте стакан алюминиевой фольгой, чтобы предотвратить попадание воды в контейнер в процессе автоклавирования.
  6. Налейте 500 мл дистиллированной воды в автоклавируемый стакан.
  7. Накройте стакан алюминиевой фольгой.
  8. Автоклавируйте сухую смесь, смесь коры и мха и дистиллированную воду в отдельные закрытые стаканы. Установите автоклав на 30 минут при температуре 121 °C и давлении 15 фунтов на квадратный дюйм с 30-минутным временем сушки.
  9. Дайте материалам остыть до комнатной температуры (25 °C) в течение примерно 1 часа. Оставьте все материалы накрытыми фольгой на время остывания.
  10. После остывания влейте 50 мл автоклавной дистиллированной воды в смесь активированного угля и гипса за один раз, перемешивая смесь каждый раз, когда добавляется больше воды. Повторяйте процесс до тех пор, пока не будет достигнута кремообразная консистенция (идеальная консистенция похожа на майонез).
  11. Сразу же вылейте смесь на дно банки и слегка постучите ею несколько раз по ровной поверхности, чтобы устранить пузырьки воздуха. Насыпьте достаточно, чтобы получился слой в 1 см смеси.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Если вы используете банку объемом менее 30 мл, отрегулируйте толщину слоя примерно до 25% от высоты банки.
  12. Подождите, пока смесь полностью высохнет (около 6 часов) (рисунок 1А, Б).
  13. Добавьте дистиллированную воду в нижний слой, пока он не станет более темно-серым. Добавьте достаточно воды, чтобы пропитать этот слой, не делая поверхность влажной. Если налито чрезмерное количество воды, используйте кусок бумажного полотенца, чтобы впитать лишнюю воду.
  14. Добавьте автоклавную смесь из кусочков органической коры и мха сфагнума (2:1) в блок для выращивания. Добавьте достаточно, чтобы покрыть половину или меньше единицы выращивания (Рисунок 1C).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Если вы начинаете выращивать культуру с 1-5 клещами, добавьте один небольшой кусочек коры и/или прядь мха сфагнума , чтобы облегчить визуализацию клещей во время создания колонии (Рисунок 2A).

2. Подготовка вентилируемой крышки

  1. Просверлите отверстие в центре крышки банки. Для банки объемом 30 мл просверлите отверстие диаметром 1 см. Для больших контейнеров увеличивайте размер отверстия со скоростью около 2 мм в диаметре на каждые 30 мл увеличения объема контейнера (т. е. диаметр отверстия 1,2 мм для контейнера объемом 60 мл, 1,4 мм для контейнера объемом 90 мл и т. д.).
    ПРИМЕЧАНИЕ: При использовании банки объемом менее 30 мл не рекомендуется сверлить отверстие в крышке, так как субстрат будет быстро высыхать (рисунок 2В). Следите за тем, чтобы контейнер открывался каждые 2 дня для воздухообмена.
  2. С помощью горячего клеща прикрепите к отверстию сетку от клещей (апертура 80 мкм или меньше) поверх отверстия. Нанесите горячий клей вокруг отверстия с обеих сторон крышки, чтобы убедиться, что все щели закрыты (Рисунок 1D).

3. Источник пищи и перенос форетического клеща

  1. Предлагайте небольшие участки (около 20% поверхности) добычи/пищи отдельно в блоке выращивания.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Определите источник пищи, основываясь на пищевых привычках выращиваемого клеща. Для хищных клещей (т.е. мезостигматов) предлагайте нематоды и/или личинки и яйца клещей Astigmata (т.е. Aleuroglyphus ovatus илиThyreophagus entomophagus)27. Наиболее доступной и легко культивируемой нематодой для кормления хищных клещей являются микрочерви (Panagrellus spp.). (Nematoda: Panagrolaimidae), легко доступный в продаже для использования в качестве источника пищи для мальков рыбы. В качестве альтернативы можно использовать коммерчески доступные энтомопатогенные нематоды, такие как Steinernema spp. и Heterorhabditis spp.28. Для грибоядных/детритивоядных (например, астигматов) предлагайте рулонные зерна ячменя и овсяные хлопья.
  2. Перенесите клещей в блок выращивания с помощью тонкой кисти.
  3. Обозначьте культуры. Напишите научные и общеупотребительные названия (если таковые имеются), дату, место сбора и хозяина.
  4. Через 24 ч понаблюдайте за клещами под стереомикроскопом, чтобы определить, какую добычу/пищу они предпочитают.
  5. Держите культуры при температуре 25-27 °C в полной темноте.

4. Сбор клещей-хозяина и форетического клеща

  1. Выберите и найдите форетические хосты. Многие жуки-древоточцы и другие насекомые служат форетическими хозяевами клещей. Разведочные участки и специфические экологические ниши, занимаемые форетическим хозяином.
  2. Собирайте хозяев, используя методы, которые позволяют форетическим клещам оставаться живыми после сбора, такие как приманка, ловля, сбор сетей и/или ручной сбор. Избегайте использования смертоносных веществ.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Метод сбора будет зависеть от форетического узла. Например, жуков-короедов и жуков-амброзий можно собирать с помощью воронкообразных ловушек Линдгрена, вручную выкапывая бревна или помещая зараженные бревна в контейнеры, служащие камерамидля появления 29.
  3. Перенесите форетические хосты в лабораторию.
  4. Используйте стереомикроскоп (40-200x) для определения местоположения форетических клещей на теле хозяина.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Форетические клещи обычно прикрепляются к крыльям жука (надкрыльям), мягкой кутикуле (т.е. между сегментами ног и тела), грудной клетке и под надкрыльями.
  5. После подготовки агрегата для выращивания (следующие шаги 2, 3 и 4) осторожно извлеките клещей из тела хозяев с помощью тонкой кисти.
  6. Изучите собранных особей под стереомикроскопом (40-200×), чтобы убедиться, что все клещи, добавленные в единицу выращивания, морфологически однородны. Если обнаружено несколько морфотипов, разделите их и установите отдельные единицы выращивания для каждого отдельного морфотипа.
  7. Перенесите форетических клещей в узел выращивания с помощью тонкой малярной кисти.

5. Поддержание культуры

  1. Наблюдайте за бактериологическим исследованием под стереомикроскопом (40-200×) каждые 2 дня. Проверьте наличие признаков заражения спорофитами (плесенью), другими клещами и бактериями.
  2. Вручную устраните загрязнение с помощью стерилизованного инструмента, такого как щипцы. Небольшие наросты плесени можно контролировать, аккуратно нанося 70% EtOH непосредственно на гифы с помощью кисти. Устраните всех нераспознанных клещей.
    Примечание: Некоторые стадии жизни клещей выглядят морфологически отличными от других. Например, многие астигматидные клещи производят форетические дейтонимфы (гипопи), которые не имеют сходства с другими стадиями жизни. Изучите литературу на предмет морфологических различий между стадиями жизни выращиваемого клеща.
  3. Пополните источник пищи. Добавляйте ровно столько корма, сколько нужно употребить перед следующим обслуживанием культуры, чтобы не загрязнить агрегат для выращивания.
  4. Добавьте дистиллированную воду на дно экспериментальной установки для поддержания высокой влажности (>75%). С помощью пипетки добавляйте воду с шагом 1 мл. Добавьте достаточно воды, чтобы пропитать этот слой, не делая поверхность влажной (блестящей). Если поверхность стала чрезмерно влажной, используйте бумажное полотенце, чтобы впитать лишнюю воду, пока поверхность не станет непрозрачной.
    ПРИМЕЧАНИЕ: По мере того, как слой впитывает воду, он становится более темно-серым.
  5. Раз в неделю осторожно встряхивайте агрегат для выращивания, чтобы избежать уплотнения субстрата. Этот шаг важен для культур, хранящихся в контейнерах объемом более 500 мл.

6. Масштабирование культур хищных форетических клещей

  1. Через 2-4 недели после укоренения культуры или когда культура насытится клещами, приготовьте банку большего размера, оснащенную добычей, следуя описанным выше шагам. Чтобы узнать размер необходимой баночки, оцените количество переносимых клещей и используйте правило 20 клещей на 30 мл.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Когда культура напитается клещами, они начнут ползать сверху по субстрату, а также по крышке. Как правило, это время для масштабирования культуры до более крупного контейнера.
  2. Переложите весь субстрат с клещами из старой банки в новую.
  3. Переверните старую банку вверх дном над новой банкой и постучите по дну, чтобы вытеснить клещей со старой арены на новую площадку для выращивания.
  4. Если в старой банке осталось солидное количество клещей, вручную перенесите их с помощью тонкой малярной кисти.

7. Масштабирование культур грибоядных/детритиворов до массового выращивания пластиковых пакетов

ПРИМЕЧАНИЕ: Поскольку грибковые клещи потребляют зерна, их обломки и разлагающиеся органические вещества могут быстро загрязнить субстрат для выращивания, что делает условия вредными для клещей. Поэтому для содержания небольших колоний грибковых клещей рекомендуется использовать небольшие единицы выращивания, до баночки объемом 120 мл. Для масштабирования или массового разведения грибковоядных клещей рекомендуются автоклавируемые мешки с рулонным ячменем.

  1. Добавьте 100 г ячменя или овса в отфильтрованный автоклавируемый пакет размером 19 см x 19 см x 32 см (обычно используется для выращивания грибов) (рис. 3).
  2. Добавьте к зернам 25 мл дистиллированной воды.
  3. Плотно закройте пакет, чтобы он не лопнул в автоклаве.
  4. Автоклавируйте пакет по циклу Liquid 30 (121 °C).
  5. Подождите, пока зерна полностью остынут, прежде чем вводить клещей.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Зерна должны быть мягкими и влажными после автоклавирования. Начальное количество воды может зависеть от типа и марки зерна из-за различий в способе их обработки. Объем воды, добавляемой в зерна, можно регулировать, увеличивая или уменьшая его на 5-10 мл от рекомендованных протоколом (25 мл). Например, если зерна выглядят совершенно сухими, добавьте еще 5-10 мл воды перед автоклавированием. Если на дне пакета присутствует видимая вода, уменьшите количество добавленной воды перед автоклавированием на 5-10 мл.
  6. Переложите клещей из банки для выращивания в мешок. Используйте маленькую чайную ложку или эквивалент, чтобы зачерпнуть смесь всех жизненных стадий с поверхности. Перенесите только клещей вместе с зерновым субстратом. Не переносите кусочки коры и мха сфагнума , так как они являются источниками заражения плесенью.
  7. Запечатайте пакет с помощью термозапайщика пластиковых пакетов.
  8. Держите культуры при температуре 25-27 °C, желательно в темноте.

8. Содержание культуры грибоядных/детритиворов в полиэтиленовых пакетах

  1. По мере того, как клещи потребляют зерна, они превращаются в порошок и имеют тенденцию к уплотнению. Перемешивайте пакеты два раза в неделю, чтобы убедиться, что пищевой субстрат аэрируется и перемешивается.
  2. Когда большая часть зерна (>75%) будет употреблена в пищу или если есть загрязнение грибками или бактериями, подготовьте новый пакет, следуя шагу 8.
  3. Переложите клещей в новый мешок. Обеспечьте перенос порошкообразного субстрата, так как в нем будет самая высокая концентрация клещей.
    Примечание: Время, в течение которого клещи должны быть оставлены в мешке перед переносом в новый, зависит от вида клещей, начального количества внесенных клещей и температуры, при которой они содержатся. В большинстве случаев сумки прослужат около трех недель, прежде чем их нужно будет заменить.

9. Ежемесячный осмотр колонии

  1. Раз в месяц готовьте предметные стекла 5-10 взрослых клещей в колонии с использованием среды Хойера30.
  2. Проверьте образцы под микроскопом (400-1000x), чтобы убедиться, что выращиваемый вид клещей не был заменен загрязнителем.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Протокол, описанный в данной рукописи, эффективно способствовал росту и размножению двух видов хищных клещей, Lasioseius safroi (Mesostigmata: Blattisociidae) и Proctolaelaps sp. (Mesostigmata: Melicharidae), а также вида грибоядных/детритиворов, Histiogaster arborsignis (Astigmata: Acaridae), в лабораторных условиях. Для каждого вида клещей было подготовлено десять колоний (репликатов). Каждая колония была инициирована с пятью особями, содержащимися в аренах объемом 5 мл (как описано в шагах 2...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Настоящее исследование демонстрирует, что предложенный протокол выращивания эффективно поддерживает выживание и размножение как хищных клещей (Lasioseius safroi и Proctolaelaps sp.), так и грибковоядных/детритивных видов (Histiogaster arborsignis) в контролируемых лабораторных условиях. За 14-дневный период было зарегистрировано значительное увеличение популяции, при этом средние размеры колонии превысили 200 особей после перехода от арен до 120 мл. Эти результ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

У авторов нет конфликта интересов, о котором можно было бы заявить.

Благодарности

Отчасти это исследование было поддержано Национальной системой восстановления после болезней растений в рамках внутреннего проекта Министерства сельского хозяйства США (5010-22410-024-00-D) и гранта NIFA Министерства сельского хозяйства США 2024-51181-43302.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Прозрачные контейнеры объемом 5 мл с крышкойАмазонка - Медсуо‎ И-ЗС-11-299
Набор тонких малярных кистей Detail 6 штАмазонка - TransonСЖГГС6
Повседневная алюминиевая фольга Накидка Рейнольдсаhttps://www.reynoldsbrands.com/products/aluminum-foil/standard-foil?gad_source=1&gad_campaignid=19<чел./> 457576830 и gbraid=0AAAAADmFV
MecGX9nzTc8tAkfL1_tRwqyv&
gclid=Cj0KCQjwhafEBhCcARIs
AEGZEKLB5fdLiDNOqPXlxtZA
-ZlGEYQjzLX5w7KmrTzF6-_
q8sabcwroobIaAlmPEALw_wcB
Импульсный запайщик термопакетовAmazon - runruii619438296390
Мультифильтрующие полосы Автоклавируемый мешокAmazon - Пакеты MicrosacB076C2KTMD
Органический кокосовый активированный уголь (порошок) пищевойАмазонка - Belle ChemicalКондиционер - 01
Гипс Парижа (Порошок)ПОДПРЫГИВАНИЕ10318
Кора рептиЗоо МедРБ4
Хлопья ячневые плющеАмазонка - Малберри Лейн ФармсB015EURFTY
Овсяные хлопьяКвакер30000562314
Мох сфагнумАмазонка - РиареB0B1TCJQ6R
Тканая проволока из нержавеющей стали 200 мешTIMESETLTXJ-484-США
Стерис Амско Лаб 250СтерисRSLAB250
Уолтер Ворм - Panagrellus silusioides КультураАмазонка - Лягушки ДжошаB08XY3LM46
Пластиковые банки с широким горлышком круглые прозрачные с черными крышкамиAmazon - Вечный Миг734172973182Доступно от 30 до 250 мл

Ссылки

  1. Global review of forest pests and diseases. FAO For Pap. 156, FAO. https://openknowledge.fao.org/server/api/core/bitstreams/6ff74325-97d5-402d-8bc6-a13209a84005/content. (n.d.) (2025).
  2. Linnakoski, R., Forbes, K. M. Pathogens-the hidden face of forest invasions by wood-boring insect pests. Front Plant Sci. 10, 90(2019).
  3. Haack, R. A. Intercepted Scolytidae (Coleoptera) at U.S. ports of entry:1985-2000. Integr Pest Manag Rev. 6, 253-282 (2001).
  4. Carrillo, D., Duncan, R. E., Peña, J. E. Ambrosia beetles (Coleoptera: Curculionidae: Scolytinae) that breed in avocado wood in Florida. Fla Entomol. 95, 573-579 (2012).
  5. Gomez, D. F., Rabaglia, R. J., Fairbanks, K. E. O., Hulcr, J. North American Xyleborini north of Mexico: A review and key to genera and species (Coleoptera, Curculionidae, Scolytinae). ZooKeys. 768, 19-68 (2018).
  6. Atkinson, T. H., Carrillo, D., Duncan, R. E., Peña, J. E. Occurrence of Xyleborus bispinatus (Coleoptera: Curculionidae: Scolytinae) . Eichhoff in southern. 3669, 96-100 (2013).
  7. Hulcr, J., Dunn, R. R. The sudden emergence of pathogenicity in insect-fungus symbioses threatens naïve forest ecosystems. Proc R Soc B. 278, 2866-2873 (2011).
  8. Fraedrich, S. W., et al. A fungal symbiont of redbay ambrosia beetle causes a lethal wilt in redbay and other Lauraceae in the southern United States. Plant Dis. 92, 215-224 (2008).
  9. Harrington, T. C., Fraedrich, S. W., Aghayeva, D. N. Raffaelea lauricola, a new ambrosia beetle symbiont and pathogen on the Lauraceae. Mycotaxon. 104, 399-404 (2008).
  10. Evans, E. A., Crane, J., Hodges, A., Osborne, J. L. Potential economic impact of laurel wilt disease on the Florida avocado industry. HortTechnology. 20 (1), 234-238 (2010).
  11. Ploetz, R. C., et al. Recovery plan for laurel wilt of avocado, caused by Raffaelea lauricola. Plant Health Prog. 18, 51-77 (2017).
  12. Carrillo, D., et al. Lateral transfer of a phytopathogenic symbiont among native and exotic ambrosia beetles. Plant Pathol. 63, 54-62 (2014).
  13. Carrillo, D., De Moraes, G. J., Peña, J. E. Prospects for biological control of plant feeding mites and other harmful organisms. Prospects for Biological Control of Plant Feeding Mites and Other Harmful Organisms. , Springer International Publishing. Cham, Switzerland. 81-123 (2015).
  14. Knapp, M., van Houten, Y., van Baal, E., Groot, T. Use of predatory mites in commercial biocontrol: current status and future prospects. Acarologia. 58 (Suppl), 72-82 (2018).
  15. Barber, A., Campbell, C. A. M., Crane, H., Lilley, R., Tregidga, E. Biocontrol of two-spotted spider mite Tetranychus urticae on dwarf hops by the phytoseiid mites Phytoseiulus persimilis and Neoseiulus californicus. Biocontrol Sci Technol. 13, 275-284 (2003).
  16. Moreira, G. F., De Moraes, G. J. The potential of free-living laelapid mites (Mesostigmata: Laelapidae) as biological control agents. Prospects for Biological Control of Plant Feeding Mites and Other Harmful Organisms. Carrillo, D., De Moraes, G., Peña, J. , Springer. Cham. 81-123 (2015).
  17. Binns, E. S. Phoresy as migration-some functional aspects of phoresy in mites. Biol Rev. 57 (4), 571-620 (1982).
  18. Chaires-Grijalva, M. P., et al. Acarine biodiversity associated with bark beetles in Mexico. Acarol Stud. 1, 152-160 (2019).
  19. Hofstetter, R. W., Moser, J., Blomquist, S. Mites associated with bark beetles and their hyperphoretic ophiostomatoid fungi. Biodiversity Series. 12, 165-176 (2014).
  20. Vissa, S., Hofstetter, R. W. The role of mites in bark and ambrosia beetle-fungal interactions . Insect Physiology and Ecology. , IntechOpen. (2017).
  21. Cardoza, Y. J., et al. Multipartite symbioses among fungi, mites, nematodes, and the spruce beetle, Dendroctonus rufipennis. Environ Entomol. 37 (4), 956-963 (2008).
  22. Hofstetter, R. W., Moser, J. C. The role of mites in insect-fungus associations. Annu Rev Entomol. 59, 537-557 (2014).
  23. Moser, J. C. Mite predators of the southern pine beetle. Ann Entomol Soc Am. 68 (6), 1113-1116 (1975).
  24. Abbatiello, M. J. A culture chamber for rearing soil mites. Turtox News. 43 (7), 162-164 (1965).
  25. Freire, R. A. P., De Moraes, G. J. Mass production of the predatory mite Stratiolaelaps scimitus (Womersley) Acari: Laelapidae). Syst Appl Acarol. 12 (2), 117-119 (2007).
  26. Massaro, M., Martin, J. P. I., De Moraes, G. J. Factitious food for mass production of predaceous phytoseiid mites (Acari: Phytoseiidae) commonly found in Brazil. Exp Appl Acarol. 70, 411-420 (2016).
  27. Barbosa, M. F., De Moraes, G. J. Evaluation of astigmatid mites as factitious food for rearing four predaceous phytoseiid mites (Acari: Astigmatina; Phytoseiidae). Biol Control. 91, 22-26 (2015).
  28. Peters, A., Han, R., Yan, X., Leite, L. G. Production of entomopathogenic nematodes. Microbial Control of Insect and Mite Pests. Lacey, L. A. , Academic Press. Cambridge, MA. 157-170 (2017).
  29. Berto, M. M., et al. Beyond phoresy: interactions between Histiogaster arborsignis (Acari: Acaridae), ambrosia beetles and their fungal symbionts in Florida avocados. Symbiosis. 89 (2), 151-176 (2025).
  30. Dhooria, M. S. Acarine technology. Fundamentals of Applied Acarology. , Springer. New Delhi, India. 21-39 (2016).
  31. Fountain, M. T., Hopkin, S. P. Folsomia candida (Collembola): A "standard" soil arthropod. Annu Rev Entomol. 50 (1), 201-222 (2005).
  32. Moshkin, V. S., Brygadyrenko, V. V. Influence of air temperature and humidity on Stratiolaelaps scimitus (Acari, Mesostigmata) locomotor activity in a laboratory experiment. Biosyst Divers. 30 (2), 191-197 (2022).
  33. Gauthier, T. L. J., et al. Field-scale compression of Sphagnum moss to improve water retention in a restored bog. J Hydrol. 612, 128160(2022).
  34. Bateman, G. C. The Vivarium-being a practical guide to the construction, arrangement, and management of vivaria. , Read Books Ltd. (2017).
  35. Schausberger, P. Cannibalism among phytoseiid mites: A review. Exp Appl Acarol. 29, 173-191 (2003).
  36. Marquardt, T., Kaczmarek, S., Halliday, B. Ovoviviparity in Macrocheles glaber (Müller) (Acari: Macrochelidae), with notes on parental care and egg cannibalism. Int J Acarol. 41 (1), 71-76 (2015).
  37. Berndt, O., Meyhöfer, R., Poehling, H. M. Propensity towards cannibalism among Hypoaspis aculeifer and H. miles, two soil-dwelling predatory mite species. Exp Appl Acarol. 31, 1-4 (2003).
  38. Walter, D. E., Proctor, H. C. Mites in soil and litter systems. Mites: Ecology, Evolution & Behaviour: Life at a Microscale. , Springer. Dordrecht, Netherlands. 161-228 (2013).
  39. Ricci, M., et al. Development of a low-cost technology for mass production of the free-living nematode Panagrellus redivivus as an alternative live food for first feeding fish larvae. Appl Microbiol Biotechnol. 60, 556-559 (2003).
  40. Rueda-Ramírez, D., et al. Colombian population of the mite Gaeolaelaps aculeifer as a predator of the thrips Frankliniella occidentalis and the possible use of an astigmatid mite as its factitious prey. Syst Appl Acarol. 23 (12), 2359-2372 (2018).
  41. Navarro-Campos, C., Wäckers, F. L., Pekas, A. Impact of factitious foods and prey on the oviposition of the predatory mites Gaeolaelaps aculeifer and Stratiolaelaps scimitus (Acari: Laelapidae). Exp Appl Acarol. 70, 69-78 (2016).
  42. Mégevand, B., et al. Maintenance and mass rearing of phytoseiid predators of the cassava green mite. Exp Appl Acarol. 17 (1), 115-128 (1993).
  43. Hwang, H. -S., et al. Simple mass-rearing technique of a predatory mite Gaeolaelaps aculeifer (Canestrini) Acari: Laelapidae). Entomol Res. 49, 529-533 (2019).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Похожие статьи