Исследовательская статья

Гомеотермическая грелка на батарейках для поддержания температуры тела у мышей и крыс

DOI:

10.3791/69074

⸱

10 октября 2025 г.

 ,  , 
1Department of Physiology & Biophysics, Miller School of Medicine, University of Miami, 2Department of Otolaryngology, Miller School of Medicine, University of Miami

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В этом отчете описывается создание и использование недорогой, простой в сборке, портативной грелки для мелких млекопитающих, находящихся под наркозом.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Анестезия снижает температуру тела, и это серьезно ухудшает физиологическое состояние подопытного животного. Важно отметить, что гипотермия изменяет многие аспекты нервной функции. При регистрации активности нервной системы у обезболенных животных необходимо стабилизировать температуру тела животного. Хотя коммерческие грелки для мелких животных легко доступны, они, как правило, дорогие, несколько громоздкие и требуют шнуров питания и источника 120/240 В. Следовательно, транспортировка животного под наркозом из одного места (например, в операционную) в другое (например, на установку для визуализации) включает в себя перемещение кабелей питания. Кроме того, коммерческие устройства не всегда совместимы со специальными стереотаксическими рамками, предметными столиками для микроскопа или удерживающими коробками. В этом отчете описывается недорогая грелка для мышей и крыс с питанием от батареек и регулируемой температурой, а также документируется ее обоснованность и полезность. Устройство постоянно контролирует температуру тела животного и автоматически регулирует грелку для поддержания нормотермии. Он может быть построен менее чем за 30 минут, компоненты легко доступны, а стоимость составляет менее 100 долларов. Устройство является портативным, что делает его удобным для исследователей, которые проводят такие процедуры, как хирургическая подготовка в одном месте, и транспортируют животное под наркозом в другое место для экспериментальных записей. Устройство может поддерживать нормотермическую температуру анестезируемой мыши ±0,7° в течение более 6 часов без дополнительного тепла (например, тепловой лампы), несмотря на разницу между температурой окружающей среды в помещении и температурой тела на >15°. В этом отчете показано, как грелка может быть использована для визуализации активности нейронов in vivo в течение длительного периода времени у мышей.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Современные методы исследования нейронной активности in vivo в мозге мышей и крыс используют сложные методы функциональной визуализации и/или многоэлектродные матрицы 1,2,3,4. Во многих таких исследованиях подопытное животное глубоко усыпляется или находится в хирургической плоскости анестезии. Тем не менее, хорошо известно, что анестезия выводит из строя терморегуляцию у животных; Температура тела животного, находящегося под наркозом, быстро падает. Например, у крыс и мышей внутрибрюшинное введение широко используемого анестетика кетамина быстро приводит к гипотермии 5,6,7. Действительно, гипотермия осложняет общую анестезию как у людей, так и у грызунов 8,9,10,11. Следовательно, устройство для поддержания температуры тела животного требуется для широкого спектра экспериментов на животных, находящихся под наркозом 12,13,14,15,16,17,18.

Гипотермия является особой проблемой в нейробиологии. Низкая температура влияет на работу мозга и нейронов несколькими способами. Легкая гипотермия во время анестезии укрепляет гематоэнцефалический барьер против экспериментальных повреждений, таких как перфузия гиперосмолярными растворами19; Более тяжелая гипотермия нарушает гематоэнцефалический барьер20. Гипотермия снижает скорость нервной проводимости в центральном21 и периферическом22 нервах и изменяет многие аспекты синаптической передачи23,24 (ср. у холоднокровных животных25). Очевидно, что поддержание температуры тела подопытного животного имеет решающее значение при изучении активности нейронов, подчеркивая важность той или иной формы согревающего устройства, особенно для животных, находящихся под наркозом.

Существует несколько коммерчески доступных грелки для мелких животных, многие из которых включают контроллеры с обратной связью температурного зонда для поддержания постоянной температуры тела животного 26,27,28,29,30,31,32. Эти коммерческие устройства надежны и стабильны, но часто громоздки и дороги. Другие, более специализированные гомеотермические нагревательные установки для грызунов были описаны, но они имеют ограниченную применимость для общего использования 33,34,35,36,37. Кроме того, общедоступные гомеотермические нагревательные приборы имеют источники питания, которые должны быть подключены к розетке 120 В или 240 В. Эти факторы могут быть ограничивающими. Потребность в питании 120/240 В может быть особенно неприятной, если животное хирургическим путем подготавливается к экспериментам в месте, отличном от места, где происходит фактическая запись. Транспортировка препарата, даже на небольшое расстояние, требует перемещения контроллера/блока питания и шнура питания. Кроме того, блоки питания/контроллеры для греющих подушечек могут вносить шум в электрофизиологические записи.

В исследованиях с использованием in vivo функциональной визуализации активности сенсорных нейронов у мышей эти проблемы были преодолены путем разработки чрезвычайно недорогой, простой в изготовлении и в высшей степени портативной гомеотермической прокладки. Эта грелка питается от небольшой литий-полимерной (LiPo) батареи, подобной тем, которые используются для питания дронов. Это устройство требует минимальных навыков для конструирования. Все детали являются готовыми товарами, легко доступными для онлайн-заказа. Единственные необходимые инструменты — это небольшая отвертка, паяльник и кусачки. Общая стоимость значительно ниже 100 долларов, а все строительство занимает менее 30 минут. Небольшие размеры и гибкое расположение его компонентов делают гомеотермическую грелку легко адаптируемой к специальной стереотаксической раме, записывающим платформам, клеткам для наблюдения или, как в этом отчете, к столику вертикального конфокального микроскопа.

Несмотря на то, что эта гомеотермическая прокладка широко использовалась для визуализации активности нейронов в черепных сенсорных ганглиях, подвергшихся хирургическому воздействию, любые исследования с использованием седативных или обезболенных мелких грызунов выиграют от использования этого устройства. Опыт показывает, что при питании от полностью заряженных LiPo батареек грелка поддерживает стабильную температуру тела мыши под наркозом более 6 часов.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Все предметы, необходимые для изготовления грелки, имеются в продаже. Использование мышей и все процедуры на животных, описанные для валидации этого протокола, были одобрены Комитетом по институциональному уходу за животными и их использованию (IACUC) Университета Майами в IPROTO202200000139 году. Животными, использованными для тестирования и валидации этого устройства, были мыши C57BL/6, 18-30 г обоих полов. Мыши, специально предназначенные для визуализации кальция, были трансгенными мышами, экспрессирующими GCaMP6 в сенсорных нейронах. Используемые реагенты и оборудование приведены в Таблице материалов.

1. Инструменты для сборки

Необходимые инструменты состояли из небольшой шлицевой отвертки (например, головки 2 мм), паяльника и кусачки/стриппера.

2. Сборка грелки

Были разложены предметы, необходимые для строительства (Рисунок 1). К ним относятся: (А) силиконовая грелка 12 В 15 Вт 50 мм x 100 мм (50 мм x 100 мм был удобным размером для мышей, в то время как большие силиконовые резиновые грелки больше подходят для крыс); (В) бортовой термистор; (C) JST-XH 2-контактная вилка баланса, штекерная розетка, штекерный разъем; (D) Штекерный разъем JST 2-контактный штекер с 20 проводами AWG; (e) 7,4 В 1200 мАч LiPo аккумулятор; (F) цепь регулятора температуры; и (G) соединительный провод короткой длины 20 AWG.

figure-protocol-1
Рисунок 1: Схема расположения деталей для гомеотермической конструкции грелки. К ним относятся: (А) силиконовая грелка 12 В 15 Вт 50 мм x 100 мм (50 мм x 100 мм был удобным размером для мышей, в то время как большие силиконовые резиновые грелки больше подходят для крыс); (В) бортовой термистор; (C) JST-XH 2-контактный штекер баланса, штекерная розетка, штекерный разъем; (D) Штекерный разъем JST 2-контактный штекер с 20 проводами AWG; (e) 7,4 В 1200 мАч LiPo аккумулятор; (F) цепь регулятора температуры; и (G) соединительный провод короткой длины 20 AWG. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

Два провода от силиконовой грелки были вставлены в клеммы #2 и #4 контура контроля температуры, а клеммные винты были затянуты, как показано на рисунке 2. Провода были залужены перед подключением к клемме платы управления.

figure-protocol-2
Рисунок 2: Силиконовая грелка прикреплена к контуру контроля температуры. Здесь показан терморезисторный зонд, который идет в комплекте со схемой контроля температуры. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

Затем провода от 2-контактного штекерного разъема JST были подключены к цепи контроля температуры, как показано на рисунке 3. Красный (положительный) провод был подключен к клемме #1, а черный (отрицательный) провод к клемме #2. Между клеммами #1 и #3 была добавлена короткая перемычка с соединительным проводом 20 Ga (рис. 3). Короткий кусок соединительного провода был извлечен из проводов грелки. Как и выше, провода были залужены перед тем, как быть зажатыми в клемме платы управления.

figure-protocol-3
Рисунок 3: Провода от вилки JST прикреплены к клеммам 1 и 2 контура контроля температуры. Красный провод (положительный) должен быть подключен к клемме 1, а черный провод (отрицательный) — к клемме 2. Клеммы 1 и 3 соединяются коротким соединительным проводом. Для наглядности соединения силиконовых грелок (рис. 2) не показаны. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

3. Настройка термистора и зонда

Выводы от вилки JST-XH были припаяны к термистору шариков.  Важно отметить, что выводы термистора и паяные соединения были тщательно изолированы термоусадочными трубками, чтобы избежать короткого замыкания термистора. Терморезисторный зонд, поставляемый с терморегулятором, был отключен, снят и заменен терморезисторным зондом с шариками, как показано на рисунке 4. Шариковый термистор служил ректальным тепловым зондом для контроля температуры тела мыши или крысы.

figure-protocol-4
Рисунок 4: Подготовка ректального термозонда. (A) Штекер JST-HX припаян к термистору шариков. (B) Терморезисторный зонд, входящий в комплект поставки терморегулятора, снят. (C) Бортовой провод термистора вставлен в контроллер. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

4. Окончательная интеграция и монтаж

Строительство было завершено ( Рисунок 5). Устройство было готово к использованию и могло быть установлено на соответствующую платформу для экспериментов. Батарея LiPo была подключена к вилке JST для подачи питания на контроллер. Пример полностью работоспособного агрегата показан на рисунке 5. В некоторых случаях схема терморегулятора монтировалась на высоких прокладках (например, 1-дюймовых нейлоновых винтах #6), прикрепленных к четырем углам. Таким образом, LiPo аккумулятор 7,4 В аккуратно и удобно помещается в схему регулятора температуры.

figure-protocol-5
Рисунок 5: Полностью готовое гомеотермическое согревающее устройство, работающее в помещении с температурой окружающей среды 22 °C. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

5. Эксплуатация и использование устройства

Для работы гомеотермической грелки небольшое количество вазелина помещалось на шариковый термистор, который затем аккуратно вводился в прямую кишку мыши, находящейся под наркозом или под действием седативных препаратов. В этом отчете мышам в возрасте 18-30 г вводили кетамин/ксилазин (80 мг/кг кетамина и 10 мг/кг ксилазин) с последующим вводом бустерных доз кетамина для поддержания хирургического уровня анестезии. Провода термистора были прикреплены к хвосту животного, чтобы предотвратить смещение зонда. Животное было помещено лежа на силиконовую грелку. Устройство питалось от сети LiPo аккумулятора 7,4 В. Была нажата кнопка Set на контроллере термостата. Рядом с заданной температурой появилась буква «H» (нагрев). Кнопка Set была нажата еще раз, чтобы активировать настройку температуры. Нажималась кнопка «Вверх» или «Вниз », чтобы изменить установленную температуру до нужной спецификации. Например, использовалась заданная температура 37°. Кнопка Set удерживалась в течение 3 секунд (или не нажималась кнопка в течение 6 секунд), после чего устройство становилось полностью работоспособным. Инструкции по настройке температуры также были включены в спецификацию, которая прилагается к схеме терморегулятора.

Когда внутренняя температура животного была ниже заданной (например, 37°), реле, питающее силиконовую грелку, закрывалось. На силиконовую грелку подавался ток, загорался красный свет, и силиконовая прокладка начинала нагреваться до тех пор, пока ректальный зонд не превысил заданную температуру на заданную величину («гистерезис»; заводская настройка составила 0,5°). Когда ректальный зонд превысил заданную температуру плюс гистерезис (в данном примере 37,5°), реле размыкалось, красный свет гас, питание силиконовой грелки отключалось, и грелка и животное начинали охлаждаться (при температуре окружающей среды в помещении < 37,5°). Когда ректальный зонд опускался до заданной температуры за вычетом гистерезиса (например, 36,5°), реле замыкалось, и питание снова подавалось на силиконовую грелку для согревания животного. Гистерезис можно установить, нажав кнопку Set три раза и используя кнопки Вверх или Вниз . Более подробные инструкции по работе с терморегулятором были предоставлены вместе с устройством, включая последовательный интерфейс управления, если это представляло интерес для пользователей.

6. Последующие процедуры

По окончании экспериментов, описанных в этом отчете, мышей гуманно усыпляли с помощью передозировки кетамина, CO2 и вывиха шейки матки. В частности, животным вводили 2-кратную дозу кетамина, затемCO2 из баллона под давлением, подаваемого со скоростью 10 SCFH (стандартные кубические футы в час), и, наконец, вывих шейки матки.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Были оценены и валидированы два метода гомеотермической грелки.

Во-первых, в ходе критического аналитического испытания устройства небольшая (18,5 г) мышь мужского пола содержалась под глубокой анестезией в течение 6 часов на греющей подушке в относительно прохладной среде. В частности, мышке вводили смесь кетамина/ксилазина (80 мг/кг кетамина и 10 мг/кг ксилазина) и держали на грелке на открытом воздухе, без крышки, в помещении с кондиционером (температура окружающей среды 20,3°). Бустерные инъекции кетамина делались по мере необходимости, чтобы поддерживать мышь в хирургической плоскости анестезии. Мышь поддерживала нормальную частоту дыхания в течение всех 6 часов, варьируясь от предполагаемого минимума в 110 в минуту до максимума в 215 в минуту, в зависимости от времени, прошедшего после инъекции кетамина (в соответствии с известным влиянием кетамина на дыхание). Температуру тела животного контролировали с помощью терморезисторного зонда устройства и, независимо от него, с помощью коммерческого ректального зонда RET-4 (Physitemp), вставленного параллельно терморезисторному зонду. Далее велся учет температуры поверхности силиконовой каучуковой грелки непосредственно под мышью, находящейся под наркозом. Контроллер был установлен на 35°. Данные показывают, что температура тела мыши изменялась менее чем на 1,3° в течение 6 часов, несмотря на разницу в 15° между температурой окружающей среды в помещении (20°) и заданной температурой ядра (35°) (рис. 6). Важно отметить, что температура тела мыши оставалась на уровне 35±0,6° без какого-либо дополнительного устройства для обогрева (тепловой лампы, одеяла и т.д.). За 6 часов LiPo батарея была заменена один раз.

figure-results-1
Рисунок 6: Валидация гомеотермной грелки. Мышь под наркозом содержалась на платформе в открытом помещении (температура окружающей среды 20 °C) без какого-либо другого источника тепла в течение 6 часов. Устройство было настроено на поддержание внутренней температуры мыши на уровне 35 °C. (A) Экспериментальная установка. (B) Температуры, зарегистрированные ректальным шариковым терморезисторным зондом устройства (представлены красными точками); независимым ректальным зондом RET-4 (Physitemp) (представлен фиолетовыми точками); и отдельным температурным щупом, размещенным на силиконовой грелке под мышью (представлен черными кругами в виде точек). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

Во-вторых, грелка с питанием от батареи широко используется для сканирования in vivo конфокальной кальциевой визуализации активности сенсорных ганглиев у трансгенных мышей, экспрессирующих GCaMP6 в сенсорных нейронах38,39. Эксперименты обычно длятся 6 часов или более, при этом мышь остается в хирургической плоскости анестезии в течение этого времени. Опыт показал, что поддержание температуры тела мыши на уровне 31,5 °C во время хирургической подготовки и визуализации является оптимальным. Хирургическая подготовка заключается в одностороннем обнажении тройничных и/или коленчатых ганглиев у мышей, находящихся под глубоким наркозом. Эта операция проводится в отдельной комнате от места, где происходит визуализация, и требует транспортировки мыши, находящейся под наркозом, закрепленной на специально изготовленном стереотаксическом устройстве с прикрепленной греющей подушкой на расстояние около 40 м. Температура окружающей среды в помещении колеблется от 20 до 24 °C. Температура тела мыши, измеренная с помощью ректального температурного зонда устройства (терморезистора), постоянно оставалась постоянной, и животное поддерживалось в стабильном физиологическом состоянии в течение всех 6+ часов без какого-либо дополнительного обогрева. Нейронная активность остается стабильной (рис. 7), что подтверждает надежность грелки с питанием от батареи для поддержания нормотермического состояния животного.

figure-results-2
Рисунок 7: Согревающая прокладка в использовании во время визуализации активности нейронов in vivo.Грелка поддерживает стабильную температуру тела мыши, находящейся под наркозом, и поддерживает надежную и надежную запись активности нейронов в течение нескольких часов. (A) Вид мыши, на которой мышь помещена на грелку, ее головка стабилизирована с помощью изготовленного на заказ держателя под объективом конфокального микроскопа с 20-кратным расстоянием. Как показано на рисунке, температура ядра мыши поддерживается на уровне 31,5 °C для визуализации. Сканирующий лазер (488 нм) освещает хирургически обнаженный коленчатый ганглий и визуализирует вызванную вкусом активность вкусовых сенсорных нейронов, экспрессирующих чувствительный к кальцию репортер, GCaMP6s. Большое белое многообразие (внизу справа) направляет вкусовые стимулы в ротовую полость. (B) Репрезентативные примеры из 5 коленчатых ганглиозных нейронов, демонстрирующих вызванные вкусом реакции (изменение флуоресценции GCaMP6s, ΔF/F) после 5-секундного введения 300 мМ раствора сахарозы в полость рта. Эти реакции были визуализированы в начале эксперимента. Галочки на красной линии указывают на доставку стимула. (C) Примеры ответов от 5 различных ганглиозных нейронов, записанные через 6 часов. Мышь находилась на грелке в операционной плоскости анестезии в течение всего времени. Амплитуды, продолжительность и латентность вызванных вкусом реакций удивительно похожи на те, которые были зарегистрированы несколькими часами ранее. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

Эти тесты подтверждают работу гомеотермического контроллера и твердо устанавливают способность грелки поддерживать постоянную температуру тела у грызуна, находящегося под наркозом, в течение длительного времени.

ДОСТУПНОСТЬ ДАННЫХ:

Полные таблицы данных для рисунков 6 и 7 включены в дополнительный файл 1.

Дополнительный файл 1: Таблицы данных для рисунков 6 и 7. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы скачать этот файл.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В этом отчете описывалась небольшая, портативная гомеотермическая грелка с питанием от батареек для поддержания нормотермии у мышей и крыс под наркозом. Это устройство поддерживает стабильную температуру тела мышей под глубокой анестезией в течение нескольких часов без какого-либо дополнительного источника нагрева, несмотря на большую разницу между комнатной температурой и температурой тела. Была проиллюстрирована полезность этой грелки для конфокальной визуализации активности краниальных ганглиев у мышей in vivo .

Все комплектующие для устройства доступны в режиме онлайн. Общая стоимость всех компонентов составляет менее 100 долларов. Для создания юнита используются общедоступные инструменты. Для сборки устройства не требуется никаких специальных навыков, кроме элементарной пайки. Грелка питается от LiPo аккумулятора большой емкости, обычно используемого для дронов. Наконец, все устройство может быть собрано менее чем за 30 минут, если детали разложены так, как описано. Эта небольшая гомеотермическая грелка с питанием от батареек особенно полезна в экспериментальных ситуациях, когда животные под наркозом готовятся в одном месте (например, в хирургическом отделении) и транспортируются в другое (например, на установку для визуализации) для проведения экспериментальных процедур. Поскольку устройство работает от батареек, в нем нет кабелей питания, которые нужно отсоединять, и нет отдельного блока термоконтроллера, который нужно перемещать. Кроме того, будучи работающим от батареек, он не создает электрических шумов для электрофизиологических записей, что является неприятной проблемой для коммерческих устройств, работающих от 120/240 В. Наконец, грелка может быть легко адаптирована к изготовленным на заказ стереотаксическим рамам, боксам для хранения, клеткам для животных или другим ситуациям.

Основным ограничением термогрелки является то, что заряда LiPo аккумулятора может не хватить на время эксперимента. Как правило, полностью заряженный аккумулятор емкостью 1200 мАч питает агрегат в течение 4-6 часов, в зависимости от разницы температур между животным и помещением. Простое решение — иметь наготове резервный аккумулятор и/или использовать LiPo аккумулятор большей емкости 2200 мАч.

Несмотря на простоту конструкции и удобство, вокруг этого устройства есть подводные камни. LiPo аккумуляторы, такие как те, которые используются для питания грелки, могут быть опасны40,41. Несмотря на то, что они обычно используются для питания дронов и игрушек, LiPo батареи имеют определенные риски. Примечательно, что перезарядка LiPo аккумуляторов представляет собой серьезную опасность возгорания42. Пользователям не следует оставлять аккумулятор LiPo заряжаться на ночь или дольше. Еще одной проблемой является возможность случайного короткого замыкания батареи во время строительства путем случайного соединения клемм 1 и 2 с коротким соединительным проводом (рис. 3). Кроме того, крайне важно поддерживать правильную полярность проводов разъема аккумуляторной батареи таким образом, чтобы красный (положительный) провод был прикреплен к клемме 1, а черный (отрицательный) провод был прикреплен к клемме 2 (рис. 3) цепи контроля температуры. Изменение полярности может привести к разрушению электрической цепи. Наконец, пользователям настоятельно рекомендуется залудить провода, прежде чем вставлять их в контур контроля температуры. Это поможет предотвратить случайное выдергивание проводов во время использования.

Таким образом, описанная здесь гомеотермическая грелка на батарейках принесет большую пользу исследованиям на мышах или крысах, находящихся под наркозом.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Эта работа была поддержана грантами Национальных институтов здравоохранения под номерами DC018733 и DC017303

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Электронный контроллер термостатаДрокhttps://www.droking.com/Digital-Temperature-Controller-DC6.0-30V-Adjustable-Temperature-with-Heating-and-Cooling-Mode-Tester?search=Temperature%20Controller& description=true$9.50 за штуку
Разъём JST Plug 2 Pin Male с 20 AWG-проводамиeBoothttps://www.amazon.com/dp/B01M5AHF0Z?ref_=ppx_hzsearch_conn_dt_b_fed_asin_title_1$7.19,  10 PR
JST-XH 2.54mm 1S, 2-контактный балансирующий розъём, контактный разъём вывода и nbsp;Elechawkhttps://www.amazon.com/dp/B07YKHV46N?psc=1& ref=ppx_yo2ov_dt_b_product_details$7.99,  5 PR
LiPo-батарея, 7,4V 1200mAh Ургенексhttps://urgenexrc.com/products/7-4v-1200mah-rc-car-battery-rechargeable-lipo-battery-with-jst-plug-1200mah-30c?srsltid=AfmBOoowx-Bx8OfWtBPB78OfJoyADUDFV9hm7fh9msRGAvQKkKuJWGOj $26.99 за штуку
NTC BEAD Thermistor 10KOhm 3380K NXFT15XH103FA2B025Муратаhttps://www.mouser.com/ProductDetail/Murata-Electronics/NXFT15XH103FA2B025?qs=MY6wChARw2wvHNDuqPRh8A%3D%3D& utm_id=22515856461& utm_source=Google& utm_medium=CPC& utm_marketing_tactic=amercorp& gad_source=1& gad_campaignid=22525919680& gbraid=0AAAAADn_wf0gqCND-9aGWrXUwlVMWV3Hk& gclid=Cj0KCQjwjdTCBhCLARIsAEu8bpJw9wURxCTvI_-xRP9WEQMbL9_vz9zB83t2Oan7POSJAM64i_GaFE4aAkRtEALw_wcB$ по 0,60 за штуку
Силиконовая грелка, 12В, 15Вт, 50 мм x 100 мм Дернордhttps://www.amazon.com/DERNORD-Silicone-Heating-Rubber-Flexible/dp/B0BDYBTNCD?ref_=ast_sto_dp& th=1$15.99,  4/Pkg

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Ye, Z., et al. Ultra-high density electrodes improve detection, yield, and cell type identification in neuronal recordings. bioRxiv. , (2024).
  2. Jun, J. J., et al. Fully integrated silicon probes for high-density recording of neural activity. Nature. 551 (7679), 232-236 (2017).
  3. Grienberger, C., Giovannucci, A., Zeiger, W., Portera-Cailliau, C. Two-photon calcium imaging of neuronal activity. Nat Re. Methods Primers. 2 (1), 1-67 (2022).
  4. Yamada, S., Wang, Y., Monai, H. Transcranial cortex-wide Ca2+ imaging for the functional mapping of cortical dynamics. Front Neurosci. 17, 1-10 (2023).
  5. Lin, M. T., Chen, C. F., Pang, I. H. Effect of Ketamine on thermoregulation in rats. Can J Physiol Pharmacol. 56 (6), 963-967 (1978).
  6. Fahim, I., Ismail, M., Osman, O. H. Role of 5-hydroxytryptamine in ketamine-induced hypothermia in the rat. Br J Pharmacol. 48 (4), 570-576 (1973).
  7. Murphy, T. J., Murnane, K. S. The serotonin 2c receptor agonist WAY-163909 attenuates ketamine-induced hypothermia in mice. Eur J Pharmacol. 842, 255-261 (2019).
  8. Wu, J., et al. Central neural circuits orchestrating thermogenesis, sleep-wakefulness states and general anesthesia states. Curr Neuropharmacol. 20 (1), 223-253 (2022).
  9. Simegn, G. D., Bayable, S. D., Fetene, M. B. Prevention and management of perioperative hypothermia in adult elective surgical patients: a systematic review. Ann Med Surg (Lond.). 72, 1-7 (2021).
  10. Lenhardt, R. Body temperature regulation and anesthesia. Handb Clin Neurol. 157, 635-644 (2018).
  11. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, part I: Anesthetic considerations in preclinical research. ILAR J. 53 (1), E55-E69 (2012).
  12. Lu, J., Wang, W., Liu, H., Liu, H., Wu, H. Cisplatin induces calcium ion accumulation and hearing loss by causing functional alterations in calcium channels and exocytosis. Am J Transl Res. 11 (11), 6877-6889 (2019).
  13. De Diego-Garcia, L., Sebastian-Serrano, A., Bianchi, C., Di Lauro, C., Diaz-Hernandez, M. ATP measurement in cerebrospinal fluid using a microplate reader. Methods Mol Biol. 2041, 233-241 (2020).
  14. Lavon, H., et al. Dexmedetomidine promotes metastasis in rodent models of breast, lung, and colon cancers. Br J Anaesth. 120 (1), 188-196 (2018).
  15. Zhang, E. Q., Knight, C. G., Pang, D. S. Heating pad performance and efficacy of 2 durations of warming after isoflurane anesthesia of Sprague-Dawley rats (Rattus norvegicus). J Am Assoc Lab Anim Sci. 56 (6), 786-791 (2017).
  16. Poorman, M. E., et al. Open-source, small-animal magnetic resonance-guided focused ultrasound system. J. Ther Ultrasound. 4 (1), 22-28 (2016).
  17. Roehl, A. B., et al. Accidental renal injury by an external heating device during surgery in rats. Lab Anim. 45 (1), 45-49 (2011).
  18. Taylor, D. K. Study of two devices used to maintain normothermia in rats and mice during general anesthesia. J Am Assoc Lab Anim Sci. 46 (5), 37-41 (2007).
  19. Chi, O. Z., Liu, X., Weiss, H. R. Effects of mild hypothermia on blood-brain barrier disruption during isoflurane or pentobarbital anesthesia. Anesthesiology. 95 (4), 933-938 (2001).
  20. Kiyatkin, E. A., Sharma, H. S. Permeability of the blood-brain barrier depends on brain temperature. Neuroscience. 161 (3), 926-939 (2009).
  21. Dibaj, P., Schomburg, E. D. In vivo recording of nerve conduction velocity of spinal CNS fibers in the mouse. Physiol Res. 66 (3), 545-548 (2017).
  22. Stecker, M. M., Baylor, K. Peripheral nerve at extreme low temperatures 1: effects of temperature on the action potential. Cryobiology. 59 (1), 1-11 (2009).
  23. Kochs, E. Electrophysiological monitoring and mild hypothermia. J Neurosurg Anesthesiol. 7 (3), 222-228 (1995).
  24. Urits, I., et al. A comprehensive update of current anesthesia perspectives on therapeutic hypothermia. Adv Ther. 36 (9), 2223-2232 (2019).
  25. Montgomery, J. C., Macdonald, J. A. Effects of temperature on nervous system: implications for behavioral performance. Am J Physiol. 259 (2 Pt 2), R191-R196 (1990).
  26. Homeothermic monitoring system - temperature controller thermostar. , Conductscience. Available at: https://conductscience.com/lab/homeothermic-monitoring-system-temperature-controller-thermostar/ (2025).
  27. Small animal heating pads & warming systems. , Kentscientific. Available at: https://www.kentscientific.com/products/warming/ (2025).
  28. Heating devices. , E-Zsystems. Available at: https://www.ezsystemsinc.com/product-category/heating-devices/ (2005).
  29. Rodent warmer x1. , Braintreescientific. Available at: https://www.braintreesci.com/temperature-measurement-control/rodent-warmer/rodent-warmer-x1/ (2025).
  30. Thermostar homeothermic monitoring system. , Bioseblab. Available at: https://www.bioseblab.com/en/bioseblab-equipment/883-1931-thermostar-homeothermic-monitoring-system.html#/664-size-s_7cm_x_10cm (2025).
  31. Stoelting warming systems. , Stoelting. Available from: https://stoeltingco.com/Neuroscience/Stoelting-Warming-Systems~10631 (2025).
  32. Animal temperature heating pad w/pid controller. , Medilumine. Available at: https://medilumine.com/product/animal-temperature-heating-pad-w-pid-controller (2025).
  33. Gilchrist, S., et al. An MRI-compatible high frequency AC resistive heating system for homeothermic maintenance in small animals. PLoS One. 11 (11), e0164920(2016).
  34. Beale, C. N., et al. Use of air-activated thermal devices during recovery after surgery in mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 57 (4), 392-400 (2018).
  35. Zarndt, B. S., et al. Use of a far-infrared active warming device in guinea pigs (Cavia porcellus). J Am Assoc Lab Anim Sci. 54 (6), 779-782 (2015).
  36. Chan, C. E., Hare, M. T., Martin, G. W., Gordon, C. J., Swoap, S. J. The heat is on: A device that reduces cold stress-induced tachycardia in laboratory mice. J Therm Biol. 79, 149-154 (2019).
  37. Kersemans, V., et al. A carbon-fiber sheet resistor for MR-, CT-, SPECT-, and PET-compatible temperature maintenance in small animals. Tomography. 5 (2), 274-281 (2019).
  38. Leijon, S., et al. Oral thermosensing by murine trigeminal neurons: Modulation by capsaicin, menthol and mustard oil. J Physiol. 597 (7), 2045-2061 (2019).
  39. Asencor, A. I., Dvoryanchikov, G., Makhoul, V., Tsoulfas, P., Chaudhari, N. Selectively imaging cranial sensory ganglion neurons using AAV-PHP.S. eNeuro. 9 (3), 1-14 (2022).
  40. Safety and robustness. , Anonymous. Available at: https://en.wikipedia.org/wiki/Lithium_polymer_battery#Safety (2025).
  41. Mikolajczak, C., Kahn, M., White, K., Long, R. T. Lithium-ion batteries hazard and use assessment. , Springer Science & Business Media. (2012).
  42. Ouyang, D., Liu, J., Chen, M., Wang, J. Investigation into the fire hazards of lithium-ion batteries under overcharging. Appl Sci. 7 (12), 1314(2017).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

in vivo

Похожие статьи