Методическая статья

Модель дефекта диафизарных костей в полусегментах у крыс для оценки эффективности замены костей в несущих областях

DOI:

10.3791/69211

⸱

30 декабря 2025 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1State Key Laboratory of Oral Diseases & National Center for Stomatology & National Clinical Research Center for Oral Diseases, West China Hospital of Stomatology, Sichuan University, 2Department of Cariology and Endodontics, West China Hospital of Stomatology, Sichuan University, 3Department of Jinjiang Outpatient, West China Hospital of Stomatology, Sichuan University

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В этом исследовании была разработана модель полусегментального дефекта бедренной кости крыс для оценки механических и остеогенных характеристик материалов заменителей костей при несущих условиях без использования внутренней или внешней фиксации.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Точная доклиническая оценка материалов, заменителей костей, требует моделей, которые не только поддерживают регенерацию тканей, но и отражают механические сложности физиологических несущих условий. Однако большинство традиционных моделей дефектов костей животных не уступают в этом отношении. Например, модели дефектов calvarial defects, хотя и широко применяются, создаются в ненесущих областях. Аналогично, дефекты отверстий или частичные дефекты длинных костей в основном сосредоточены на локализованном заживлении, не обеспечивая достаточного переноса нагрузки для оценки механической поддержки. В этом исследовании была создана стандартизированная модель дефекта полусегментного диафизарного костей в бедренной кости крысы для оценки как механических, так и биологических характеристик материалов заменителей костей в несущем контексте без использования фиксационных устройств. С помощью высокоскоростного набора и специализированного цилиндрического зубного отсека был создан полуцилиндрический дефект длиной 4 мм и радиусом 1,5 мм в боковой средней части бедренной кости. Были имплантированы два репрезентативных материала с разными свойствами — гидрогель гелатин метакрилоил (GelMA) и 3D-печатный полиметилметакрилат (3DP-PMMA) — для проверки способности модели различать механические свойства материалов. Рентгенографические, гистологические и иммунофлуоресцентные анализы, проведённые через 4 недели после имплантации, показали, что из-за недостаточной механической поддержки имплантация GelMA приводила к неправильному ссоединению с преобладанием волокнистой ткани и ограниченной интеграцией костей. В отличие от этого, 3DP-PMMA способствовал организации формирования новой кости, периостальной непрерывности и привлечению клеток, экспрессирующих компонент 1-го компонента ионного канала пьезочувствительного типа (Piezo1+) и экспрессирующих лептиновых рецепторов (LepR+). Эта модель предоставляет практическую и воспроизводимую платформу для оценки несущей способности, остеоиндуктивности и потенциала оссеоинтеграции биоматериалов. Он может служить ценным инструментом для отбора кандидатов на материалы для ортопедических применений, таких как реконструкция длинной кости или восстановление переломов.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В физиологических условиях кость играет центральную роль в поддержании структурной целостности и механической функции организма. Он поддерживает вес тела, позволяет двигаться и защищает внутренние органы. Когда кость повреждается из-за травмы, резекции опухоли или инфекции, особенно в несущих областях, механическая непрерывность нарушается. Это нарушение часто приводит к осложнениям, таким как деформация костей, снижение подвижности, нестабильность конечностей, хроническая боль и даже опасные для жизни проблемы из-за тяжёлых переломов икровоизлияний 1,2. В настоящее время заместители костей, такие как костная трансплантация и биоматериалы, клинически применяются для замены сильно повреждённой костной ткани или восстановления крупномасштабных дефектов. Аналогично, для имплантированных заменителей костной ткани их ухудшённая механическая характеристика могут привести к отказу импланта, что приводит к несрощению или даже катастрофическим переломам в местедефекта 3,4. Для восстановления структуры и функции материалы-заменители костей должны не только способствовать регенерации костей, но и обладать достаточной механической прочностью для выдерживания физиологическойнагрузки 5.

Критически важным этапом перед клиническим переводом является реалистичная оценка того, может ли биоматериал, после имплантации in vivo, удовлетворить механические требования, необходимые для структурной поддержки в несущих костных областях. Хотя многие биоматериалы показали перспективы in vitro или в небольших, ненесущих моделях, их применение в клинической практике часто затрудняется отсутствием надёжных доклинических моделей, имитирующих механические условия in vivo. В настоящее время используемые животные модели для исследований дефектов костей включают дефекты нижнейчелюсти 6, дефектыcalvarial 7, дефекты сверловых отверстий в длинныхкостях 8, послеудаленныелунки 9 и так далее. Эти модели в первую очередь оценивают остеогенную способность материала и сосредотачиваются на гистологических или рентгенографических конечных точкахрегенерации 10,11. Однако, учитывая, что эти участки либо ненесущие, либо механически защищённые, они не воспроизводят динамические условия напряжения, встречающиеся в длинныхкостях 12. Даже при проверке механических свойств с помощью in vitro методов, таких как тесты на сжимающую или прочность, они не воспроизводят динамическую нагрузку и взаимодействие с тканями хозяина, присущие in vivoсредам 13.

Основным пробелом в доклинических исследованиях остаётся отсутствие стандартизированной, воспроизводимой модели животных, позволяющей in vivo механическую оценку заменителей костных веществ в несущих условиях. Для решения этой проблемы в текущем исследовании была установлена модель полусегментного диафизарного дефекта кости у крыс. Эта модель обеспечивает стабильный и воспроизводимый участок дефекта в несущей области, позволяя напрямую оценить механическую опорную способность костных заместителей материалов под физиологической нагрузкой, одновременно оценивая остеогенные исходы. Кроме того, модель может применяться к различным видам животных, при этом размер и расположение дефекта корректируются в зависимости от конкретного используемого животного. Тем не менее, она не полностью воспроизводит сложную биомеханическую среду человеческих костей, и для исследований, сосредоточенных исключительно на ненесущих дефектах, заживлении черепной кости или очень крупных структурных имплантатах, могут быть более подходящими альтернативные модели.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Все процедуры, проведённые на животных в этом исследовании, получили одобрение Этического комитета Западнокитайской школы стоматологии Сычуаньского университета (WCHSIRB-AT-2025-342). Самцы крыс Спраг-Доули (по 180 г каждая) были получены из коммерческого источника и случайным образом распределены на две группы (n = 6 на группу) в зависимости от имплантированного материала. Реагенты и используемое оборудование перечислены в Таблице материалов.

1. Предоперационная подготовка

  1. Хирургические изделия
    1. Подготовьте хирургические инструменты, ссылающиеся на рисунок 1A, соответствующие пронумерованым меткам на рисунке, в следующем порядке: изогнутые щипцы, одноразовый стерильный скальпель, прямые ножницы, периостальный лифт, игла для промывания, специальный зубной алмазный бур (см. увеличенный вид на рисунке 1B), высокоскоростной наприём, верньерный суппорт, хирургический мотор, монофиламентный шов (4-0) и держатель для иглы.
    2. Подготовьте стерильный солевой раствор с 0,9% для орошения.
  2. Стерилизация и дезинфекция
    1. Стерилизуйте хирургические инструменты, способные выдерживать автоклавирование, включая изогнутые щипцы, ножницы, периостальный лифт, зубной алмазный бур, высокоскоростной наприёмник и держатель для иглы.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Инструменты должны быть обернуты медицинскими неткаными тканями и запечатаны автоклавной лентой для паровой стерилизации при температуре 121-134 °C в течение 20-25 минут.
    2. Для термочувствительных приборов, таких как верньерные суппорты и хирургические моторы, подвергайте их воздействию ультрафиолетового света не менее 30 минут для дезинфекции. Одноразовые предметы, такие как одноразовый стерильный скальпель, игла для ирригации и швы, должны оставаться запечатанными в оригинальной стерильной упаковке до использования.
    3. Убедитесь, что операционная среда стерильна и контролируется температура. Протрите хирургическую скамью и окружающие поверхности 75% этанола. Используйте стерильные медицинские нетканые ткани для покрытия операционного стола.
      ВНИМАНИЕ: Этанол горючий; Управляйте вдали от источников воспламенения и храните в закрытых контейнерах. Собирайте отходы этанола в специально отведённые контейнеры для химических отходов для правильной утилизации. Носите соответствующие средства индивидуальной защиты, включая перчатки, лабораторный халат и защитные очки.
  3. Анестезия
    1. Взвесьте крысу и рассчитайте дозу анестетика (100 мг/кг кетамина и 10 мг/кг ксилазина, внутрибрюшинно).
    2. Индуцировать анестезию за 20 минут до операции (согласно утверждённым институциональными протоколами) и подтвердить глубину, проверяя отсутствие реакции на защемление пальца и потерю рефлекса выпрямления.
    3. Нанесите офтальмологическую мазь на оба глаза, чтобы предотвратить высыхание роговицы во время процедуры.

2. Хирургическое вмешательство

  1. Подготовка участка
    1. Поместите крысу в боковое лежащее положение на стерильной хирургической скамье. Сбрить область бедра, соответствующую выступу бедра, и продезинфицировать кожу настойкой йода 2%, затем 75% этанола (рисунок 2Ba).
      ВНИМАНИЕ: Настойка йода горюча и раздражающая. Обращайтесь в хорошо проветриваемом помещении, надевая перчатки, лабораторный халат и защитные очки. Утилизировать использованные салфетки и растворы в специализированные контейнеры для химических отходов в соответствии с институциональными нормами безопасности.
    2. Накройте место операции стерильным фенестрированным листом для сохранения асепсии.
  2. Открытие хирургического участка
    1. Используйте изогнутые щипцы для стабилизации тканей, удержания мышц и аккуратного закрепления бедренной кости на протяжении всей операции (рисунок 2 Bb-h).
    2. Сделайте продольный разрез кожи шириной 2-3 см по латеральной стороне бедра прямыми ножницами, чтобы обнажить подлежащие мышцы (рисунок 2Bb).
    3. Определите прямые мышцы бедра и vastus lateralis и аккуратно разделите их вдоль видимой белой фасции (обозначенной жёлтой стрелкой на рисунке 2Bb) с помощью прямых ножниц (рисунок 2Bc).
    4. Найдите и обнажите мышечные прикрепления на латеральной поверхности бедренной кости (рисунок 2Bd).
    5. Сделайте продольный разрез вдоль мышечных соединений с помощью одноразового стерильного скальпеля для доступа к поверхности бедра (рисунок 2Be).
      ПРИМЕЧАНИЕ: При проведении резкой диссекции (с помощью ножниц или скальпеля) для разделения мягких тканей будьте осторожны, чтобы не повредить подлежащие кровеносные сосуды и нервы. Если вы не знакомы с анатомическими структурами, используйте щипцы с тонкими наконечниками и периостальный лифт для тупой вскрытия.
    6. Проведите тупую диссекция с помощью периостального лифта для отсоединения мышц и полного открытия среднего диафиза бедренной кости (рисунок 2Bf).
    7. Дополнительно отдельте бедренную кость от окружающих мышц и удерживайте средний ствол бедренной кости изогнутыми щипцами (рисунок 2Bg).
  3. Создание модели дефекта диафизарной кости полусегмента
    1. Прикрепите плоский цилиндрический специализированный зубной ромб (рисунок 1B) к высокоскоростному наконечнику, питаемому хирургическим мотором. Установите хирургический мотор на 35 000 об/мин.
    2. При прямой визуализации определите самую высокую точку среднего ствола бедренной кости как анатомический центр создания дефектов. В этом месте вертикально просверлите вниз с помощью заголовка, пока не наблюдается внезапная потеря сопротивления, сопровождаемая появлением кровяного выпота внутри дефекта, что указывает на полное проникение коры и доступ к мозговой полости (рисунок 2Bh).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Учитывая изменчивость толщины коры между животными, операторам рекомендуется ознакомиться с анатомией бедра и провести предварительное обучение для стандартизации этого этапа.
    3. Увеличьте дефект, применяя контролируемые горизонтальные толк-тяги, сосредоточенные вокруг начальной точки проникновения. Удлините дефект продолено (вдоль бедренной оси) и латерально (вдоль диаметра бедра), чтобы постепенно образовать стандартизированный полуцилиндрический дефект длиной 4 мм и радиусом 1,5 мм (рисунок 2Bi, см. рисунок 2A для морфологии и положения дефекта).
      ПРИМЕЧАНИЕ: После установления центральной точки используйте верньер-суппорт для поэтапного увеличения дефектов, обеспечивая одинаковые размеры всех образцов. Плоский цилиндрический дизайн специализированного зубного забора соответствует полуцилиндрическому дефекту, обеспечивая эффективную и воспроизводимую подготовку.
    4. Непрерывно промывайте место операции стерильным физиологическим раствором с помощью иглы для промывания, чтобы предотвратить термальный некроз во время разрезания костей.
  4. Имплантация замены костей
    1. Аккуратно удалите костные остатки и поливайте участок, чтобы очистить остатки частиц.
    2. Имплантатные ненесущие гидрогели из желатинового метакрилоила (GelMA) (см. таблицу материалов) или несущий 3D-печатный полиметилметакрилат (3DP-PMMA), предназначенные для механических испытаний в месте дефекта, обеспечивая плотное прилегание (рисунок 2Bj).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Два биоматериала, используемых здесь, были специально выбраны для представления контрастных механических и биологических свойств: гидрогель GelMA служит мягким, несущим материалом с ограниченным остеогенным потенциалом, тогда как 3DP-PMMA действует как жёсткий, несущий каркас, способный эффективно передавать напряжение и поддерживать образованиекостей 14 (Рисунок 2A). Этот контраст подчёркивает способность модели оценивать импланты с широкой степенью механической прочности и биологических характеристик, а на практике модель дефекта может применяться для тестирования других материалов, подходящих для механических свойств.
  5. Закрытие хирургического участка
    1. Зашивайте мышечные слои с помощью монофиламентных швов 4-0 и держателя для иглы, стараясь избежать чрезмерного напряжения (рисунок 2Bk).
    2. Проведите закрытие кожи с прерванными швами и дезинфекцируйте место операции раствором йодофора 2% (рисунок 2Bl).

3. Послеоперационный уход

  1. Переложите крыс на дезинфицированную постоянную грелку (37 °C), чтобы обеспечить послеоперационное восстановление.
  2. Назначайте соответствующую послеоперационную анальгезию (например, бупренорфин по 0,03 мг/кг подкожно каждые 12 часов в течение 48-72 часа).
  3. Когда крысы придут в сознание, поместите их в чистые клетки с мягкой подстилкой и лёгким доступом к еде и воде.
  4. Ежедневно следите за хирургическим местом на наличие признаков инфекции, расщепления или аномального отёка. Наблюдайте за поведением, весом и подвижностью крыс не менее 7 дней после операции, чтобы обеспечить восстановление и оценить состояние.

4. Сбор образцов и сбор данных

  1. Сбор образцов
    1. Эвтаназия крыс с помощью вдыхания углекислого газа с последующим повторным подтверждением (согласно утверждённым институциональными протоколами).
    2. Собрать образцы бедренной кости через 4 недели после имплантации с животными, изначально рандомизированными на две группы материалов (n = 6 на группу), чтобы оценить механические характеристики материала.
      ПРИМЕЧАНИЕ: В группе GelMA у трёх животных вскоре после операции развились полные переломы и были исключены, оставив три образца доступными для последующих анализов.
    3. Зафиксируйте образцы бедренных сооружений в 4% параформальдегиде на 48 часов при 4 °C.
      ВНИМАНИЕ: Параформальдегид токсичен и должен использоваться в сертифицированной вытяжной жидкости. Наденьте перчатки, лабораторный халат и защитные очки или защитный экран. Собирайте растворы для отходов в маркированных контейнерах для утилизации.
  2. Оценка микрокомпьютерной томографии (μКТ)
    1. Проведение μCT сканирования бедренных образцов, собранных через 4 недели после имплантации, с такими параметрами: потенциал рентгеновской трубки — 70 кВ; интенсивность рентгеновских лучей — 0,2 мА; фильтр, AL 0,5 мм; время интеграции — 1 x 300 мс; и размер вокселей — 17 мкм.
    2. Выполните 3D-реконструкцию с использованием заранее заданных скриптов, предоставленных в машинном программном обеспечении μCT. Генерировать поперечные изображения участка дефекта с помощью функции срезки специального программного обеспечения для обработки изображений. Следуйте стандартным рабочим процессам, описанным в соответствующих руководствах по программному обеспечению.
  3. Гистологическое окрашивание
    1. Декальцифицируйте образцы при 4 °C с помощью 12% этилендиаминететрауксусной кислоты (EDTA) (pH 7,2) в течение 6 недель на шейкере.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Заменяйте раствор EDTA каждые 2 дня. Регулярно проверяйте ход декальциации. Декальцификация завершается, когда образец становится гибким под давлением или проходит через иглу.
      ВНИМАНИЕ: Утилизировать растворы EDTA в соответствии с институциональными рекомендациями по водным химическим отходам. Загрязнённые биологические материалы должны рассматриваться как биологически опасные отходы.
    2. Обезвоживайте образцы в постепенной серии разбавления этанола, а затем помещайте их в парафин.
    3. Разрежьте образцы, вложенные в парафин, сагиттально на кусочки толщиной 6 мкм.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что секции включают интерфейс между имплантированным материалом и тканью хозяина.
    4. Проведите окрашивание гематоксилин-эозина (H&E) и трихромное окрашивание Массона с использованием коммерчески доступных наборов (см. таблицу материалов). Выполняйте все процедуры строго в соответствии со стандартными протоколами производителя без отклонений. Наблюдайте заживление дефектных мест с помощью гистопатологии.
      ВНИМАНИЕ: Утилизировать растворы для окраски и загрязнённые расходники в соответствии с институциональными протоколами по биобезопасности и утилизации опасных отходов.
  4. Иммунофлуоресцентное (IF) окрашивание
    1. Депарафинизируйте и регидратируйте парафиновые срезы толщиной 6 мкм с помощью серии растворов ксилола и сортируемого этанола.
      ВНИМАНИЕ: Ксилол горючий и токсичен. Обращайтесь с ксилолом в вытяжке с дымом, надевая перчатки, лабораторный халат и защитные очки. Собирайте растворители отходов отдельно в контейнерах для надлежащей утилизации.
    2. Провести извлечение антигена, инкубировав препараты в цитратном буфере (pH 6,0) при 95-100 °C в течение 15-20 минут. Дайте затворам естественным образом остыть до комнатной температуры.
    3. Промыйте секции фосфатно-буферным физиологическим раствором (PBS) в течение 5 минут и обработайте их 0,1% Triton X-100 в PBS в течение 20 минут для облегчения проникновения антител. Затем блокируйте неспецифические участки связывания 5% бычьей сывороткой альбумина (BSA) в PBS на 1 час при комнатной температуре.
      ВНИМАНИЕ: Triton X-100 раздражает; Обращайтесь в перчатках, лабораторном халате и защитных очках в проветриваемом помещении. Утилизировать растворы Triton X-100 в качестве химических отходов в специализированные контейнеры. Для всех процедур растворы, контактирующие с тканевыми секциями, такие как BSA и PBS, должны рассматриваться как биологические отходы и должны быть собраны и утилизированы в соответствии с институциональными протоколами биобезопасности.
    4. Инкубировать участки с первичными антителами (механочувствительный компонент ионного канала против пьезо-типа (Piezo1), разбавленный 1:200; антилептиновый рецептор (LepR), разбавленный 1:50) в буфере разведения антител. Нанесите 50 мкл разбавлённого раствора антител на каждую секцию и инкубируете 12-18 часов при 4 °C в темноте в увлажнённой камере.
    5. Промыйте препараты с помощью PBS (3 × 5 мин), затем инкубируют их с фторо-конъюгированными вторичными антителами (разбавленные в 1:200). Нанесите 50 мкл раствора разбавленных антител на каждый участок и инкубируете 2 часа при комнатной температуре в темноте в увлажнённой камере.
    6. Снова прополосните стекла в PBS (3 × 5 мин), затем контрокрашивайте ядра 4',6-диамидино-2-фенилиндолом (DAPI) (разбавленным 1:50) в течение 5 минут.
    7. Закрепите секции с помощью антифейд-монтажного материала и накрывайте с помощью защитного отсека.
    8. Визуализируйте и захватывайте изображения с помощью лазерного сканирующего конфокального микроскопа с соответствующими настройками фильтра.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В этом исследовании была установлена модель дефекта диафизарной кости в полусегментах у крыс путём сверления дефекта длиной 4 мм и радиусом 1,5 мм в средней части бедра с плоским цилиндрическим специфическим зубным алмазным буром (рисунок 2A). Чтобы продемонстрировать способность модели проверять механические и биологические характеристики материалов, мы установили две сравнительные группы, при этом дефекты имплантированы либо гидрогелями GelMA, либо 3DP-PMM...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Помимо широко признанных свойств остеоиндуктивности, остеоинтеграции ибиосовместимости 5, механическая отзывчивость и несущая способность заменителей костей не менее важны, особенно для устранения дефектов в несущихкостях 22. Традиционные оценки механических характеристик обычно опираются на методы in vitro, такие как универсальные испытательные машины, испытания на сжатие или анализ прочности нарастяжение (23,24,...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Все оригинальные данные и изображения включены в эту статью. Авторы не заявляют о конфликтах интересов.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Это исследование было поддержано Фондом естественных наук провинции Сычуань (2025ZNSFSC0754).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
2% раствор йодофораЧэнду Цзиньшань Химический Реагент Ко., Лтд.Нет
Полиметилметакрилат, напечатанный на 3D-принтере (3DP-PMMA)любезно предоставлено Колледжем полимерных наук и инженерии Сычуанского университетаНет
4% параформальдегидBiosharpBL539A
75% этанолЧэнду Цзиньшань Химический Реагент Ко., Лтд.Нет
Ватные шарикиHaishi Hainuo Group Co.,   Ltd.Нет
Хлопковые палочкиLakong Medical Devices Co., Ltd.Нет
Раствор для окрашивания DAPIBeyotime Cat#C1005
Одноразовый стерильный скальпельХанчжоуская Huawei Medical Supplies Co., Ltd.20100227
Гидрогели на основе желатинового метакрилоила (GelMA)любезно предоставлено Колледжем полимерных наук и инженерии Сычуанского университетаНет
GelMA 20%СеллинкIKG125000005
Козла против мышей IgG H& L (Alexa Fluor® 594)Abcamab150116
Goat Anti-Rabbit IgG H& L (Alexa Fluor® 488)AbcamAB150077
Набор для окраски с гематоксилином и эозиномBiosharpC1005
Высокоскоростной напончикFoshan SCS Medical Instrument Co., Ltd.9018499000
Ирригационная иглаSichuan New Century Medical Polymer Products Co., Ltd.Нет
Массон s Trichrome Stain KitSolarbioG1340
Медицинские нетканые тканиHenan Yadu Industrial Co., Ltd. Нет
Медицинские нетканые тканиHenan Yadu Industrial Co., Ltd. Нет
Микрокомпьютерная томография (& микро; CT) Scanco Medical AGμ CT 45
Mimics 20.0 для поперечных изображений (функция срезки)MaterialiseНет
Держатели для иглChengdu Shifeng Co., Ltd.Нет
Антитела к Ob-R/лептиновым рецепторам (B-3)Санта-КрусSC-8391
Olympus Research Grade Whole Slide Scanner System VS200Chengdu Knowledge Technology Co., LtdVS200
Периостальный лифтChengdu Shifeng Co., Ltd.Нет
Антитело PIEZO1НовусNBP1-78446
Солевый растворSichuan Kelun Pharmaceutical Co., Ltd.Нет
Медицинское программное обеспечение Scanco для реконструкции 3D-изображений (заранее заданные сценарии)Scanco Medical AGНет
Специализированный зубной алмазный бур (TF-22/170-021m/845-021m)Компания Diantong Dental MaterialsНет
Крысы Спраг-Доули Byrness Weil Biotech LtdНет
Прямые ножницыChengdu Shifeng Co., Ltd.Нет
Хирургический моторМАРАФОНN3-140232
Хирургические швы (монофиламент 4-0)Ханчжоуская Huawei Medical Supplies Co., Ltd.Нет
Верньер-суппортДеликатесный магазинDL91150

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Mitchnik, I. Y., et al. Femur fractures and hemorrhagic shock: Implications for point of injury treatment. Injury. 53 (10), 3416-3422 (2022).
  2. Mitchell, S. A. T., Majuta, L. A., Mantyh, P. W. New insights in understanding and treating bone fracture pain. Curr Osteoporos Rep. 16 (4), 325-332 (2018).
  3. Ritchie, R. O. The conflicts between strength and toughness. Nat Mater. 10 (11), 817-822 (2011).
  4. Carson, J. S., Bostrom, M. P. G. Synthetic bone scaffolds and fracture repair. Injury. 38 (1 Suppl ), S33-S37 (2007).
  5. Janicki, P., Schmidmaier, G. What should be the characteristics of the ideal bone graft substitute? Combining scaffolds with growth factors and/or stem cells. Injury. 42, S77-S81 (2011).
  6. Zandi, M., Dehghan, A., Talimkhani, I., Rezaeian, L., Mohammad Gholi Mezerji, N. Histological evaluation of the healing process of autografted mandibular bone defects in rats under treatment with zoledronate. J Cranio Maxillofac Surg. 47 (11), 1779-1786 (2019).
  7. Wu, J., et al. The establishment of calvarial suture-bony composite defects in rats: A standardized model for suture-regenerative therapy investigation. J Vis Exp. (207), e66417(2024).
  8. Chen, Y., Wu, J., Li, F., Ye, L., Wang, H. Creating a box-cavity defect model in the cortical bone of rat femora. J Vis Exp. (201), e66068(2023).
  9. Yu, C., Yu, F., Li, F., Ye, L. The establishment of a murine mandibular molar extraction socket healing model. J Vis Exp. (191), e64855(2023).
  10. Han, L., et al. 3D magnetic nanocomposite scaffolds enhanced the osteogenic capacities of rat bone mesenchymal stem cells in vitro and in a rat calvarial bone defect model by promoting cell adhesion. J Biomed Mater Res A. 109 (9), 1670-1680 (2021).
  11. Han, Z., Bhavsar, M., Leppik, L., Oliveira, K. M. C., Barker, J. H. Histological scoring method to assess bone healing in critical size bone defect models. Tissue Eng Part C Methods. 24 (5), 272-279 (2018).
  12. Gomes, P. S., Fernandes, M. H. Rodent models in bone-related research: the relevance of calvarial defects in the assessment of bone regeneration strategies. Lab Anim. 45 (1), 14-24 (2011).
  13. Tsiklin, I. L., Shabunin, A. V., Kolsanov, A. V., Volova, L. T. In vivo bone tissue engineering strategies: advances and prospects. Polymers. 14 (15), 3222(2022).
  14. Long, S., et al. Architecture mechanics mediated osteogenic progression in bone regeneration of artificial scaffolds. Sci Adv. 11 (29), eadv8804(2025).
  15. Man, K., et al. GelMA hydrogel reinforced with 3D printed PEGT/PBT scaffolds for supporting epigenetically-activated human bone marrow stromal cells for bone repair. J Funct Biomater. 13 (2), 41(2022).
  16. Chen, N. Embedded 3D printing and pressurized thermo-curing of PMMA for medical implants. J Mech Behav Biomed Mater. 146, 106083(2023).
  17. Einhorn, T. A., Gerstenfeld, L. C. Fracture healing: mechanisms and interventions. Nat Rev Rheumatol. 11 (1), 45-54 (2015).
  18. Ikeda, T., et al. Stimulation of osteogenesis in bone defects implanted with biodegradable hydroxyapatite composed of rod-shaped particles under mechanical unloading. Acta Histochem Cytochem. 45 (5), 283-292 (2012).
  19. Du, Y., Xu, B., Li, Q., Peng, C., Yang, K. The role of mechanically sensitive ion channel Piezo1 in bone remodeling. Front Bioeng Biotechnol. 12, 1342149(2024).
  20. Tadge, T., et al. The role of Piezo1 and Piezo2 proteins in tissue engineering: a comprehensive review. Eng Regen. 5 (2), 170-185 (2024).
  21. Prasad, P., Cancelas, J. A. From marrow to bone and fat: exploring the multifaceted roles of Leptin receptor positive bone marrow mesenchymal stromal cells. Cells. 13 (11), 910(2024).
  22. Hart, N. H., et al. Mechanical basis of bone strength: influence of bone material, bone structure and muscle action. J Musculoskelet Neuronal Interact. 17 (3), 114-139 (2017).
  23. Zhong, J., He, D. Combination of universal mechanical testing machine with atomic force microscope for materials research. Sci Rep. 5 (1), 12998(2015).
  24. El Kommos, A., Jackson, A. R., Andreopoulos, F., Travascio, F. Development of improved confined compression testing setups for use in stress relaxation testing of viscoelastic biomaterials. Gels. 10 (5), 329(2024).
  25. Lietaert, K., Cutolo, A., Boey, D., Van Hooreweder, B. Fatigue life of additively manufactured Ti6Al4V scaffolds under tension-tension, tension-compression and compression-compression fatigue load. Sci Rep. 8 (1), 4957(2018).
  26. Bignardi, C., Terzini, M. Novel load systems for in vitro testing of biomaterials and medical devices. Materials. 16 (2), 465(2023).
  27. Teti, A. Bone development: overview of bone cells and signaling. Curr Osteoporos Rep. 9 (4), 264-273 (2011).
  28. McGovern, J. A., Griffin, M., Hutmacher, D. W. Animal models for bone tissue engineering and modelling disease. Dis Model Mech. 11 (4), dmm033084(2018).
  29. Malda, J., et al. 25th anniversary article: engineering hydrogels for biofabrication. Adv Mater. 25 (36), 5011-5028 (2013).
  30. Altmann, B., et al. Promotion of osteoblast differentiation in 3D biomaterial micro-chip arrays comprising fibronectin-coated poly(methyl methacrylate) polycarbonate. Biomaterials. 32 (34), 8947-8956 (2011).
  31. Bastidas-Coral, A. P., et al. Polymethyl methacrylate does not adversely affect the osteogenic potential of human adipose stem cells or primary osteoblasts. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 108 (4), 1536-1545 (2020).
  32. Öztürk, Z., Tosun, B. Comparison of 3D printed and conventional denture base materials in terms of durability and performance characteristics. Sci Rep. 15, 18234(2025).
  33. Wu, J., et al. Transcriptomic and cellular decoding of scaffolds-induced suture mesenchyme regeneration. Int J Oral Sci. 16 (1), 33(2024).
  34. Kan, C., et al. BMP-dependent, injury-induced stem cell niche as a mechanism of heterotopic ossification. Stem Cell Res Ther. 10 (1), 14(2019).
  35. Bao, X., et al. 3D biomimetic artificial bone scaffolds with dual-cytokines spatiotemporal delivery for large weight-bearing bone defect repair. Sci Rep. 7 (1), 7814(2017).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Bone Defect ModelLoad Bearing BoneDiaphyseal DefectRat Femur ModelBone Substitute Evaluation3D Printed PMMAGelatin Methacryloyl HydrogelMechanical Performance TestingOsseointegration AssessmentImmunofluorescence Staining

Похожие статьи