Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Методы наложения швов для реконструкции сосудов при трансплантации ортотопической печени у мышей

643 просмотров

⸱

DOI:

10.3791/69234

⸱

14 октября 2025 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Graduate School of Medicine, Kyoto University

В этой статье

Краткое содержание

Сосудистые реконструкции у реципиентов, включая надпеченочную нижнюю полую вену (SHIVC), воротную вену и подпеченочную нижнюю полую вену (IHIVC), являются ключевыми процедурами для успешной ортотопической трансплантации печени мышей. В этой статье мы предоставляем методы наложения швов и советы по реконструкции SHIVC и IHIVC в модели трансплантата печени мыши.

Аннотация

Трансляционные исследования с использованием животных моделей имеют важное значение для решения клинических проблем при трансплантации органов. Несмотря на то, что ортотопическая трансплантация печени (ЛТ) у мышей является полезным инструментом для изучения механизмов регенерации печени, ишемии-реперфузионного повреждения и иммунных реакций после ЛТ, технические проблемы этой процедуры ограничивают ее осуществимость. Ключевыми аспектами успешной ортотопической ЛТ у мышей являются сосудистая реконструкция у реципиентов, включая надпеченочную нижнюю полую вену (SHIVC), воротную вену (PV) и инфрапеченочную нижнюю полую вену (IHIVC). В дополнение к техническим трудностям при реконструкции этих сосудов, ограничение времени ангепатической фазы до 20 минут делает эту процедуру более сложной. Несмотря на то, что для реконструкции ПВ можно использовать метод манжеты, для реконструкции ШИВК во время ангажированной фазы требуется безопасная и быстрая техника наложения швов. Для реконструкции IHIVC, несмотря на то, что применимы как манжетные, так и шовные техники, шовная техника приводит к более короткому времени операции в донорской хирургии и подготовке спинного стола и может поддерживать больший просвет сосудов, чем техника манжеты. Здесь мы приводим рекомендации по реконструкции SHIVC и IHIVC с использованием метода наложения швов для облегчения ортотопической ЛТ у мыши.

Введение

Благодаря достижениям в области хирургических методов, иммуносупрессивных препаратов и интенсивной терапии, трансплантация органов стала стандартной терапией для терминальной стадии заболеваний органов. Трансплантация печени (ЛТ) в настоящее время является единственным методом лечения терминальной стадии заболевания печени и некоторых злокачественных новообразований печени. Трансляционные исследования с использованием животных моделей имеют важное значение для решения клинических проблем при ЛТ. Поскольку в мышиных моделях доступны различные генетически модифицированные животные, мышиный ортотопический LT является важным инструментом для изучения механистических представлений о регенерации печени, ишемии-реперфузионном повреждении и иммунных реакциях после LT1. Однако, поскольку технические трудности этой процедуры ограничивают ее осуществимость, исследовательские группы, работающие над этой моделью, ограничены 2,3,4,5,6,7,8,9,10.

Мышиный ортотопический LT был впервые описан Qian et al. в 1991 году2. Хирургическая процедура, разработанная с применением ортотопических методов LT на крысах, состоит из трех этапов: донорская хирургия, подготовка печени на заднем столе и операция реципиента6. Технически сложными частями ЛТ у мышей являются билиарная и сосудистая реконструкция у реципиентов, включая надпеченочную нижнюю полую вену (SHIVC), воротную вену (PV) и инфрапеченочную нижнюю полую вену (IHIVC). В дополнение к хирургическим методам, внутрипеченочная фаза от зажима до выпуска потока ЛВ должна быть в пределах 20 минут для успешного ортотопического LT 2,6,11 мыши. Кроме того, по нашему опыту, общее время реперфузии от зажима ПВ до высвобождения IHIVC должно составлять в пределах 30 минут для достижения долгосрочной выживаемости у мышей LT. Это согласуется с предыдущим отчетом для крыс LT, описывающим предпочтительное время нестабильного системного гемодинамического состояния в пределах примерно 30 мин12. Таким образом, технические трудности и ограничения по времени в мыши LT делают эту процедуру более сложной.

Несмотря на то, что метод манжеты может быть использован для реконструкции ЛВ, для реконструкции ШИВК во время ангепатической фазы требуется метод наложения швов. Таким образом, безопасная и быстрая техника наложения швов имеет важное значение при анастомозе SHIVC. В то время как для реконструкции IHIVC применимы как манжета, так и шовные техники, в большинстве предыдущих исследований использовалась техника манжеты 5,6,7,11,13. Тем не менее, использование метода манжеты при реконструкции IHIVC приводит к увеличению времени операции при донорских операциях и операциях на заднем столе. Кроме того, введение манжеты может быть более сложным, чем наложение швов для начинающих, из-за короткого края нижней полой вены (НПВ)13.

Здесь мы приводим рекомендации по успешной реконструкции SHIVC и IHIVC с использованием метода наложения швов у мышиного ортотопического LT.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все эксперименты на животных были одобрены Комитетом по экспериментам на животных Киотского университета и проводились в соответствии с Руководящими принципами по защите животных Киотского университета. Операции на мышах проводились под общим наркозом с использованием ингаляций изофлурана. Вапорайзер был настроен на 3% изофлуран с 1 л/мин кислорода для индуцирования анестезии. После лапаротомии изофлуран был снижен до 1% для поддержания анестезии. Микрохирургические инструменты, используемые в этом протоколе, в том числе те, которые использовались в нашем ранее опубликованном протоколе сосудистой реконструкции13, перечислены в Таблице материалов. Для выполнения ортотопического LT13 на мышах потребовался микроскоп. Для поддержания температуры тела мыши использовалась грелка13.

1. Животные

  1. Используйте мышь весом 25-30 г.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Хотя можно использовать мышей весом 20-35 г, мышам весом около 25 г подходят как для доноров, так и для реципиентов. Поскольку возраст и стеатоз печени влияют на исходы ЛТ, следует подбирать соответствующих мышей для каждой цели экспериментов.

2. Диссекция IHIVC в донорской печени

  1. Изолируйте IHIVC от окружающих тканей. При необходимости запечатайте поясничные вены с помощью электрокаутеризации.
  2. Удалите жир из IHIVC, чтобы обнажить стенку сосуда.
  3. Рассеките IHIVC над правой почечной артерией и веной (Рисунок 1).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Если для реконструкции IHIVC используется метод наложения швов, диссекция правой почечной вены в донорском участке не требуется. Донорская хирургия обычно занимает менее 30 минут при применении шовной техники для реконструкции IHIVC.

3. Диссекция ШИВК в донорской печени

  1. После перфузии накопительного раствора из ПВ разрежьте переднюю и заднюю стенки ШИВК (рис. 1).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Изоляция задней стенки SHIVC от голени диафрагмы имеет решающее значение для получения достаточного запаса для реконструкции.

4. Задне-столовая подготовка печеночного трансплантата

  1. Прикрепите манжету к фотоэлектричеству, как описано ранее13.
  2. Прикрепите зажимной зажим к IHIVC.
  3. Переверните печень вверх дном и обнажите культю SHIVC.
  4. Наложите шов с нейлоном 10-0 на оба края SHIVC и удерживайте их бульдожьими зажимами.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Подготовка спинного стола занимает около 10 минут без крепления манжеты к IHIVC.

5. Реконструкция ШИВК у реципиента

  1. Обведите SHIVC шелком 4-0, чтобы втянуть печень вниз.
  2. Снижают концентрацию изофлурана до 0,3-0,5% перед наступлением гипологической фазы.
  3. Зажмите IHIVC над правой почечной веной с помощью микросеррифина.
  4. Зажмите ПВ с помощью щипцовPean 13.
  5. Зажмите SHIVC с диафрагмой с помощью бульдожьего зажима, отводя печень вниз.
  6. Разрежьте переднюю стенку SHIVC, а затем разрежьте заднюю стенку (Рисунок 1).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Изоляция задней стенки SHIVC от голени диафрагмы у реципиента и доноров имеет решающее значение для получения достаточного запаса для реконструкции.
  7. После рассечения ПВ и IHIVC вплотную к печени реципиента удалите печень у реципиента (Рисунок 1).
  8. Поместите подготовленный печеночный трансплантат в брюшную полость реципиента и поместите печень соответствующим образом.
  9. Поместите и завяжите шов на правом конце SHIVC и удерживайте его бульдожьим зажимом, чтобы натянуть шов к вентральной стороне реципиента (рисунок 2A).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Правая сторона SHIVC залегает глубоко в брюшной полости. Вытяните правую сторону SHIVC так, чтобы задняя стенка располагалась спереди.
  10. Наложите и наложите шов на левый конец SHIVC.
  11. Начинают непрерывное наложение швов внутрипросветным методом на задней стенке ШИВК с левой стороны (рисунок 2А).
  12. Дойдя до правого конца задней стенки SHIVC, поверните операционный стол на 90° против часовой стрелки.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Поверните операционный стол на 90° по часовой стрелке для хирургов-левшей. В качестве альтернативы хирурги могут сшивать переднюю стенку спереди назад без вращения.
  13. Продолжайте наложение шва на переднюю стенку SHIVC с правой стороны (Рисунок 2A).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Требуется примерно от шести до восьми швов для задней стенки и от восьми до десяти швов для передней стенки. Шов на левом конце передней стенки важен для предотвращения кровотечения.
  14. После продувки воздуха в SHIVC перевязать непрерывный шов с оставшимся швом с левой стороны SHIVC.
  15. Поверните операционный стол на 90° по часовой стрелке, чтобы вернуть получателя в исходное положение.
  16. После реконструкции и реперфузии ПВ разжалуйте SHIVC.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Реконструкция SHIVC занимает 10-15 минут. Поскольку время зажима ПВ может повлиять на исход ЛТ, время обезболивания (от зажима ПВ до разжимания ЛВ) должно быть зафиксировано на срок до 20 минут в зависимости от квалификации хирурга. После ПВ-реперфузии изофлуран сбрасывается до 1% для поддержания анестезии.

6. Реконструкция IHIVC у реципиента

  1. Установка и наложение швов с нейлоном 10-0 с обоих концов IHIVC.
  2. Удерживайте штаговые швы бульдожьими зажимами, чтобы потянуть в обе стороны, чтобы культя IHIVC стала широкой и прямой.
  3. Начните непрерывное наложение швов внутрипросветным методом с левой стороны задней стенки (рис. 2В).
  4. Дойдя до правой стороны, продолжайте накладывать швы снова и снова на передней стенке с правой стороны реципиента (рисунок 2B).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Вращение операционного стола не требуется для реконструкции IHIVC. Достаточно примерно шести-восьми швов на каждую заднюю и переднюю стенку.
  5. Продуйте воздух в IHIVC.
  6. Разжмите зажимы IHIVC со стороны трансплантата, а затем со стороны реципиента.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Перевязка непрерывного шва с оставшимся швом на левой стороне IHIVC не требуется. Реконструкция ИИВЦ занимает 8-10 минут. Общее время реперфузии от зажима ПВ до высвобождения IHIVC должно составлять в пределах 30 минут.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Мыши-реципиент восстанавливался от анестезии в течение 30 мин, когда была проведена успешная сосудистая реконструкция с использованием нормального трансплантата печени без длительного времени холодной ишемии. Вероятность успеха этой процедуры составляет >90%. Мы изучили кривые обучения у одного хирурга по скорости восстановления после ЛТ (восстановление после анестезии), обезболивающему времени (от пережатия до выпуска потока ИПВ) и общему времени реперфузии (от пережатия ЛВ до выпуска потока IHIVC). Для достижения уд...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

В этой статье подробно описаны методы реконструкции SHIVC и IHIVC с помощью метода наложения швов у мышей с ортотопическим LT. Сосудистая реконструкция, особенно анастомоз SHIVC, который требует наложения швов во время ангепатической фазы, является критически важным навыком для успешной ЛТ у мышей. В дополнение к безопасной и надежной технике наложения швов, необходимо быстрое наложение швов для поддержания печеночной фазы в пределах 20 минут для воспроизводимых результатов у мышиного ор...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

У авторов нет конфликта интересов, который можно было бы раскрыть.

Благодарности

Эта работа была поддержана Японским обществом содействия науке (номер гранта: 24K19356).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
10-0 Микрошовный материалКорпорация AROSurgical InstrumentsT4A10N07
Внутривенный катетер 16 гТЕРУМОСР-ФФ2032Манжета IHIVC
Внутривенный катетер 20 гТЕРУМОСР-ФФ1651Манжета из ПВ
8-0 Тесьма из шелкаНацумэ СэйсакусёКР9-80Б28-0 шёлк
Решение Belzer UW для холодного хранения АстелласОрганосохраняющая жидкость
Бульдожий зажимБ БРАУНФБ329РБульдожий зажим
Зажимы BulldogНацумэ СэйсакусёС-42-С-2Для зажима SHIVC
C57BL/6 мыши   Ориентал Био Сервис
ЩипцыИнструменты для точной науки11231-30
Изофлуран ингаляционный растворВиатрисОбезболивающее
Микротупые наконечники 0,1 мм x 0,06 мм Инструменты для точной науки11253-20Прямые микрощипцы
МикроножницыМедицинские инструменты Muranaka451-609-13
Микро серрефинИнструменты для точной науки18055-03Для зажима IHIVC
Микро серрефинИнструменты для точной науки18055-04Для зажима фотоэлектрических систем
Аппликатор зажима Micro Serrefine с замкомИнструменты для точной науки18056-14Аппликатор зажимов для сосудов
Микро Серфины Инструменты для точной науки18055-4Зажим для сосудов
Микрошовные нити для плодаЭскулапФД281Р
Аппликатор с микрозубчатым зажимомИнструменты для точной науки18056-14
ИглодержательЭскулапФД231Р
No.11 Запасные лезвияБезопасная бритва FEATHER11Лезвия
Офтальмологические ножницы, круглая ручкаБ БРАУНФД103РМикроножницы
Пластиковый контейнер прямоугольной формы   Дайсо10 см в длину, 15 см в ширину и 6 см в высоту
Наконечники SuperGripИнструменты для точной науки00649-11 Изогнутые микрощипцы
СЗХ7ОлимпСЗХ7Микроскоп
Ножницы VannasМировые прецизионные приборы501232
Сосудистый зажимКорпорация BEAR MedicТКФ-1-30Для пережатия IHIVC на печеночном трансплантате

Ссылки

  1. Yokota, S., Yoshida, O., Ono, Y., Geller, D. A., Thomson, A. W. Liver transplantation in the mouse: Insights into liver immunobiology, tissue injury, and allograft tolerance. Liver Transpl. 22 (4), 536-546 (2016).
  2. Qian, S. G., Fung, J. J., Demetris, A. V., Ildstad, S. T., Starzl, T. E. Orthotopic liver transplantation in the mouse. Transplantation. 52 (3), 562-564 (1991).
  3. Tian, Y., Rudiger, H. A., Jochum, W., Clavien, P. A. Comparison of arterialized and nonarterialized orthotopic liver transplantation in mice: Prowess or relevant model. Transplantation. 74 (9), 1242-1246 (2002).
  4. Steger, U., Sawitzki, B., Gassel, A. M., Gassel, H. J., Wood, K. J. Impact of hepatic rearterialization on reperfusion injury and outcome after mouse liver transplantation. Transplantation. 76 (2), 327-332 (2003).
  5. Klein, I., Gassel, H. J., Thiede, A., Crispe, I. N., Steger, U. A microsurgical approach to hepatic and extrahepatic antigen presentation and its effects on the migration pattern of activated CD8(+) T cells. Microsurgery. 27 (4), 289-294 (2007).
  6. Yokota, S., et al. Orthotopic mouse liver transplantation to study liver biology and allograft tolerance. Nat Protoc. 11 (7), 1163-1174 (2016).
  7. Li, T., Hu, Z., Wang, L., Lv, G. Y. Details determining the success in establishing a mouse orthotopic liver transplantation model. World J Gastroenterol. 26 (27), 3889-3898 (2020).
  8. Kageyama, S., et al. Ischemia-reperfusion injury in allogeneic liver transplantation: A role of CD4 T cells in early allograft injury. Transplantation. 105 (9), 1989-1997 (2021).
  9. Kojima, H., et al. T cell CEACAM1-TIM-3 crosstalk alleviates liver transplant injury in mice and humans. Gastroenterology. 165 (5), 1233-1248.e9 (2023).
  10. Tanaka, K., et al. Recipient toll-like receptor 4 determines the outcome of ischemia-reperfusion injury in steatotic liver transplantation in mice. Am J Transplant. 25 (6), 1168-1179 (2025).
  11. Chen, J., et al. A review of various techniques of mouse liver transplantation. Transplant Proc. 45 (6), 2517-2521 (2013).
  12. Hori, T., et al. Comprehensive and innovative techniques for liver transplantation in rats: A surgical guide. World J Gastroenterol. 16 (25), 3120-3132 (2010).
  13. Tanaka, K., et al. Vascular reconstruction with the cuff technique in mouse orthotopic liver transplantation. J Vis Exp. (202), e66215(2023).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Видео скоро будет доступно
Свяжитесь с нами
Рекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

Авторские права © 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.