Методическая статья

Модель остановки сердца у свиней с использованием имплантируемого дефибриллятора

533 просмотров

⸱

DOI:

10.3791/69305

⸱

9 января 2026 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Nord University, 2UiT The Arctic University of Norway, 3Nordland Hospital Trust, 4NTNU The Norwegian University of Science and Technology, 5Department of Pain Medicine and Research, Oslo University Hospital and University of Oslo, 6Helgeland Hospital Trust

В этой статье

Краткое содержание

Этот протокол демонстрирует использование имплантируемого кардиовертера-дефибриллятора (ИКД) для надёжной индукции желудочковых аритмий, проведения внутренней кардиоверсии и получения внутрисердечных ЭКГ-записей в модели свиньи.

Аннотация

В данном исследовании представлена воспроизводимая модель остановки сердца у свиньи с использованием имплантируемого кардиовертер-дефибриллятора (ICD) для надёжной индукции и кардиоверсии фибрилляции желудочков (VF), а также интракардиального мониторинга ЭКГ во время реанимации. Крупные животные модели жизненно важны для трансляционных исследований при остановке сердца; однако традиционные методы индукции ВФ и кардиоверсии — в основном с использованием внешних электродов и дефибрилляции — часто затруднены артефактами движения, нестабильными скоростями конверсии и высоким использованием ресурсов животных. Этот протокол описывает повторяющиеся циклы индукции VF и кардиоверсии внутри одного и того же животного, обеспечивая точный контроль при минимизации физиологического стресса и численности животных в соответствии с принципами 3R (Замена, Редукция и Усовершенствование). Метод, основанный на ИКБ, позволяет проводить точный мониторинг ритма с помощью внутрисердечного ЭКГ на протяжении всей реанимации, при этом устойчивость к артефактам повышается по сравнению с поверхностным ЭКГ. Одиннадцать свиней проходили повторную индукцию ВФ и кардиоверсию с высокой успешностью и восстановлением спонтанного кровообращения. Модель обеспечивает стандартизированный и надёжный сбор данных для исследований остановки сердца, обеспечивая экспериментальную согласованность и способствуя воспроизводимому исследованию патофизиологии и стратегий реанимации, минимизируя использование животных.

Введение

Свиньи и люди имеют значительные анатомические и физиологические сходства, что делает модели свиней необходимыми для исследований в областиреанимации 1. Методы индуцирования фибрилляции желудочков (VF) и остановки сердца включают: введение постоянного тока (DC) с помощью спинномозговых игл, введённых в миокард с помощью батарейки на 9 В или синусовогогенератора 2; транскожный или подкожный переменный ток (AC)3,4; внутримиокардное применение с электродом с использованием постоянного тока (DC) (батарея 9 В), переменного тока (AC; осциллограф/генератор функций) или внешнего кардиостимулятора 5,6,7,8. Хотя все эти методы эффективно индуцируют VF, преобразование в синусовый ритм (SR) обычно осуществляется через внешнее транскотанное применение постоянного тока, и возврат спонтанного кровообращения (ROSC) часто бывает неоптимальным. Кроме того, внешние шоки вызывают значительный физиологический и тканевой стресс и возможныеповреждения 9,10, ограничивая количество повторных вмешательств на животное. В результате исследования ВФ часто требуют большого количества животных для выявления статистически значимых различий, что противоречит этическим требованиям по снижению использования животных.

Предыдущие исследования на людях показали, что VF можно вызвать с помощью имплантируемой кардиовертер-дефибрилляторной системы(ICD) 11. Насколько нам известно, повторные индукции и преобразования VF с использованием системы ICD не изучались в модели свиньи. Электрокардиограмма (ЭКГ) используется для обнаружения превращения из фибрилляции желудочков в синусовый ритм. Во время сердечно-легочной реанимации (СЛР) высококачественная стандартная поверхностная ЭКГ может быть ненадёжной или сложной для получения из-за артефактов движения и артефактов, связанных с интерфейсом электрод-кожа и электрическими свойствамиэлектродов 12,13,14.

В соответствии с принципами 3R исследований на животных (Замена, Редукция и Совершенствование)8 и нашими текущими исследованиями по обнаружению течения при остановкесердца 15,16,17, мы стремились разработать предсказуемую и воспроизводимую модель остановки сердца у свиней для повторной индукции и превращения в СР у одного животного. Кроме того, мы стремились использовать устройство ИКД для получения внутрисердечных показаний ЭКГ во время сердечно-легочной реанимации. Снижая вариабельность и улучшая успех СЛР, этот метод устраняет ключевые ограничения существующих моделей, минимизирует использование животных и способствует более надёжным исследованиям остановки сердца. Такой усовершенствованный подход обеспечивает последовательность и обладает значительными преимуществами по сравнению с традиционными методами, позволяя исследователям добиваться надёжных результатов при соблюдении этических стандартов в экспериментальном проектировании. Представленная модель технически продвинутая и требует доступа к ИКД и программному блоку, а также к флюороскопии или ультразвуку для управления введением электрода кардиостимулятора. Из-за размера ИКД, проводков кардиостимуляторов и сосудистых интродуцеров, модель применима к свиньям весом не менее 25 кг.

Протокол

Эксперименты, описанные в этом протоколе, были одобрены Норвежским управлением по исследованию животных (FOTS-ID 25415) и выполнены в соответствии с Директивой ЕС 2010/63/EU о защите животных, используемых в научных целях. Использовалось одиннадцать норвежских свиней рода ландрас (Sus scrofa domesticus), состоявших из 10 самцов и одной самки, со средним возрастом 56 лет ± 1,5 дня и средним весом 30 ± 3 кг. Экспериментальная установка показана на рисунке 1.

1. Забор животных, анестезия и мониторинг

  1. Извлечение животных
    1. Координируйте действия с местным фермером для получения свиней подходящего размера и веса для запланированного эксперимента.
    2. Для обеспечения благополучия животных забирайте животных непосредственно перед процедурой. Обеспечьте им ad libitive доступ к еде и воде до получения забора.
  2. Седация на ферме
    1. Введите смесь следующих внутримышечных препаратов для свиньи весом 30 кг: кетамин 2500 мг (25 мл белатамина VET 100 мг/мл), мидазолам 10 мг (2 мл мидазолама 5 мг/мл), атропин 1 мг (1 мл атропина).
    2. Убедитесь, что свинка спит, лежит и не реагирует на стимуляцию перед транспортировкой.
  3. Транспортируйте усыплённую свинью в надёжную, проветриваемую клетку. Обеспечьте защиту от переохлаждения, используя тепловые одеяла. Минимизируйте время на транспортировке.
  4. Лабораторная подготовка
    1. Взвесьте свинью. Введите в уши два периферических внутривенных (IV) катетера по 20G стандартной асептической техникой. При необходимости наденьте тёплую перчатку, наполненную водой, на суженные вены, чтобы способствовать расширению сосудов. Свернуть и наложить эластичные или марлевые бинты во внешнюю часть уха свиньи и закрепить их скотчем для стабилизации внутривенных катетеров.
    2. Смойте и побрийте шею и челюсть. Вводите кетамин (50 мг внутривенно) или тиопентал (50-100 мг внутривенно) по мере необходимости для поддержания седации. Избегайте высоких доз тиопентала, чтобы обеспечить спонтанное дыхание.
  5. Начальный мониторинг и позиционирование
    1. Поставьте свинку лёжа на операционный стол. Прикрепите неонатальный пульсоксиметр к хвосту, а электроды электрокардиограммы (ЭКГ) — к торсу. Проверьте чистые показания.
    2. Начните внутривенные инфузии следующим образом:
      Катетер 1: Тиопентал (Pentocur Abcur), разбавленный в 5% глюкозы или 0,9% NaCl до конечной концентрации 25 мг/мл. Скорость инфузии 0,16 мл/кг/ч (эквивалентно 4 мг/кг/ч)
      Катетер 2: смесь мидазолама и морфина, разбавленная 5% глюкозы или 0,9% NaCl до конечной концентрации 0,15 мг/мл и 2 мг/мл (эквивалентно 0,15 мг/кг/ч и 2 мг/кг/ч соответственно). Скорость инфузии 1 мл/кг/ч. На тот же катетер введите ацетат Рингера (Ringer-Acetate) 4-10 мл/кг/ч.
      ВНИМАНИЕ: Не смешивайте пентобарбитал с другими препаратами, чтобы избежать образования кристаллов в внутривенных катетерах.
  6. Оксигенация и индукция глубокой анестезией
    1. Подавайте кислород (6 л/мин) через маску для свиней, подключённую к саморасширяющемуся вентиляционному мешку.
    2. Индуцировать глубокую анестезию пентобарбиталом (200-300 мг внутривенно) и подтвердить прекращение самопроизвольного дыхания. Инициируйте вентиляцию с помощью маски.
  7. Интубация
    1. Используйте кляп для рта, чтобы открыть рот свиньи. Когда свинья лежит на месте, вставьте плоский лопасть Miller для ларингоскопа #5, чтобы найти надгортанник и открыть интроитус гортани. Контролировать насыщение (SpO 2) с помощью прикреплённого пульсоксиметра и вентилировать по необходимости, если насыщение опускается ниже 80%.
    2. Для эндотрахеальной интубации вводите бужи до тех пор, пока кашельный рефлекс не покажет карину. Продвигайте наружную эндотрахеальную трубку диаметром 7,0 мм над бужем, поворачивая трубку на 90° против часовой стрелки, чтобы облегчить проход мимо голосовых связок. Снимите бужи и надуйте манжету.
    3. Вентилируйте свинку с помощью саморасширяющегося мешка, соединённого с капнографом. Подтвердите расположение трубки, наблюдая возвратCO2 и аускультируя звуки лёгких. Закрепите трубку скотчем.
    4. Если установка не удаётся — что подтверждается отсутствием звуков вентиляции и отсутствием выдохового конечного приливногоCO 2 (ETCO 2) — снимите трубку и повторите процесс.
    5. Подключите трубку к аппарату искусственной вентиляции. Установите вентиляцию с регулируемой объёмностью следующим образом:
      Приливный объём: 8-10 мл/кг
      Частота дыхания: ~17/мин
      Вдохновляющая доля кислорода (FiO 2): 21%
      Положительное конечное выдоховое давление (PEEP): 5 смЧ20
    6. МониторируйтеSpO 2 и завершайтеETCO 2. Отрегулируйте частоту вентиляции, чтобы поддерживать pH крови ~7,45. Избегайте гипервентиляции для предотвращения алкалоза. У большинства свиней физиологически более высокий базовый избыток (BE) составляет от +5 до +10, поэтому ETCO2 выше, чем у человека, для поддержания стабильности pH.

2. Инструментация

  1. Размещение артериального катетера
    1. Поверните свинку в положение на спине и закрепите конечности марлевым бинтом.
    2. Продезинфицируйте шею, челюсть, пах и живот хлоргексидином 5 мг/мл в этаноле и накройте стерильными шторами.
    3. Вытяните заднюю ногу, чтобы расширить подвздошную артерию. Используйте ультразвук для обнаружения подвздошной артерии и установите артериальный катетер с индексом 5 французских импульсов с непрерывным сердечным выходом (PiCCO) с помощью техники Селдингера.
    4. Подключите катетер к предварительно заполненному датчику давления и установки промывки. Обнулите датчик и убедитесь, что артериальное давление хорошо отслеживается. Отпусти заднюю ногу.
  2. Катетеризация мочевого пузыря
    1. Определите мочевой пузырь на самой нижней линии соска с помощью УЗИ. Проведите мини-лапаротомию с помощью диатермии, чтобы обнажить мочевой пузырь.
      ВНИМАНИЕ: Оборудование для диатермии создаёт высокие температуры, что создаёт риск термических повреждений. Избегайте контакта с электродом, чтобы избежать травм и обеспечить точный контроль, а также избегайте контакта с окружающими тканями, чтобы избежать непреднамеренного повреждения. Диатермия вызывает потенциально канцерогенный хирургический дым. Минимизировать использование и обеспечить эффективное локальное удаление дыма и вентиляцию помещений.
    2. Наложите на мочевой пузырь шов из кошелька-шнура (диаметром 0,5 см). Сделайте разрез диаметром 0,5 см с помощью диатермии внутри шва и введите катетер 12 Charrière.
    3. Надуйте катетерный баллон стерильной водой и затяните шов. Прикрепите катетер к сумке для сбора.
    4. Введите мочевой пузырь обратно в брюшинную полость и закройте лапаротомию скобами.
  3. Установка центрального венозного катетера (CVC)
    1. Наклоните свинью в позицию Тренделенбурга и увеличьте PEEP вентилятора до 10 см·ч20°, чтобы расширить вены на шее.
    2. Используйте ультразвуковое исследование для обнаружения левой наружной яремной вены и вставьте трёхлюменный CVC с помощью техники Селдингера.
    3. Проверьте венозный обратный поток на всех люменах. Перенесите седацию и инфузии жидкости в CVC.
    4. Подключите датчик давления к третьему просвету и подтвердите отслеживание центрального венозного давления (CVP).
  4. Установка электродов с сосудистым интродуктором и имплантируемым кардиовертером-дефибриллятором (ICD)
    1. Определите правую наружную яремную вену с помощью УЗИ.
    2. Введите сосудистый интродуктор 7 Fr с использованием техники Селдингера. Подтвердите венозный обратный поток и промывайте физиологическим раствором. (Размер интродуктора может варьироваться в зависимости от типа ИКД-лида — проконсультируйтесь с соответствующим производителем).
    3. Уменьшите PEEP до 5 см/ч 20и выровняйте операционный стол. Подтверждение размещения вводного кончика с помощью трансэзофагеальной эхокардиографии или флюороскопии.
    4. Введите одинарный спиральный ICD-электрод через сосудистый интродуктор. Продвигайте электрод в вершину правого желудочка.
    5. Контролируйте адекватное положение электродов с помощью трансторакальной или трансэзофагеальной эхокардиографии или флюороскопии, если это возможно.
    6. Подключите ICD-провод к анализатору системы пейсинга (PSA) с помощью выделенного разъёма. Подтвердите расположение в правом желудочке, измеряя внутрисердечные R-волны >6 мВ.
    7. Экспонировать спираль для крепления кончика ИКД к эндокарду правого желудочка (верхушка или дистальная перегородка).
    8. Подтверждение достаточного положения провода с помощью измерений порога пейсинга (<2,5 В; 0,4 мс) и импеданса (500-1500 Ω для пейсинга, 50-100 Ω для амортизирующей катушки). При необходимости переставьте поводок.
    9. Сделайте горизонтальный разрез кожи диаметром 4 см под левой ключицей с помощью диатермии. Используя щипцы и пальцы, создайте небольшой подкожный карман, достаточно большой, чтобы вместить ИКД.
    10. Подключите провод к ICD и вставьте устройство в карман. Важно, чтобы вывод ICD имел хорошее положение в правом желудочке, а выдвижной винт был надёжно прикреплён к миокарду. Если измеренная R-волна падает или порог пейсинга значительно увеличивается, переместите лид. Кроме того, если импеданс (пейсинг и/или удар) находится за пределами зоны действия, проверьте, что конец разъёма провода полностью продвинут в разъём ICD и что фиксирующий винт надёжно закреплен.

3. Программирование кардиостимуляторов/дефибрилляторов

  1. Переключитесь из режима Pacing System Analyzer (PSA) на режим Programmer на PSA. Подключите ICD к программисту с помощью предоставленной антенны и подтвердите беспроводную телеметрию.
  2. Программное обеспечение для программирования ICD открывается автоматически. Повторять измерения внутрисердечной R-волны, порога и импедансов, а при необходимости переместить ICD-отвод.
  3. Запрограммировать режим темпа на нужные настройки (например, VVI 60 уд/мин, выход 3,5 В; ширина импульса 0,4 мс; включено автозондирование).
  4. Запрограммировать параметры терапии тахиаритмии с нужными значениями, включая количество зон, количество R-волн, необходимых для терапии, и тип терапии, например, 2 зоны с желудочковой тахикардией (VT) 190-240 и желудочковой фибрилляцией (VF) > 240. В зоне ВТ — 32 интервала, две попытки стимулирования против тахикардии перед кардиооборотом на 30 Дж, а в зоне ВФ — 12 интервалов перед ударом ДС.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Время обнаружения аритмии зависит от запрограммированных параметров, включая частоту сердечных сокращений (продолжительность цикла) и количество последовательных R-волн, необходимых для диагностики. Например, если частота сердечных сокращений составляет 240 уд/мин и для диагностики VF требуется 12 последовательных R-волн, время обнаружения будет значительно короче, чем если частота сердечных сокращений составляет 180 уд/мин и требуется 32 R-волны. Это относится к ситуациям, где терапия проводится автоматически, например, в клинической практике. В отличие от этого, при использовании тестового режима программиста терапия может проводиться спустя заранее определённый временной интервал (до 20 секунд) или вручную, когда терапия не проводится до активации оператором. В этих последних режимах обнаружение аритмии осуществляется вручную, а не автоматическим.
  5. Справа на экране программиста выберите значок «Тест», затем откройте папки Fibber и NIPS. Нажмите значок Желудочкового Фиббера, чтобы включить индукцию VF различными способами, наиболее надёжным для VF является постоянное напряжение постоянного тока 7,5 В в течение 2 секунд. Другие варианты для VF — это шок на T-wave или 50 Hz pacing.
  6. При индуцировании ВФ существует три варианта проведения терапии (нижний левый угол экрана). Используйте Automatic, при котором устройство автоматически доставляет разряд в соответствии с запрограммированными параметрами тахи-терапии в ICD. Другие варианты — Timed, где ICD доставляет разряд после интервала, программируемого от 3 до 20 секунд, или Manual, где терапия проводится только при нажатии оператором значка Deliver Therapy .
  7. Желудочковая тахикардия может быть вызвана, нажав на значок желудочкового NIPS . Выберите значок Burst и желаемую длину цикла для индукции, например, 300 мс, что соответствует частоте сердечных сокращений 200. Нажмите кнопку удержания, чтобы применить импульс до 20 секунд (максимум) и вызвать VT. Если процедура не удастся, процедура может быть повторена с более короткой длиной цикла, например, 280 мс или 260 мс.
  8. Если индуцируется ВТ или ВФ, терапия проводится согласно запрограммированным настройкам в папке Tachy. Чтобы получить доступ к настройкам, нажмите на значок «Параметры » на устройстве. Обеспечьте восстановление SR.

4. Установить неинвазивный непрерывный мониторинг доплера сонной артерии

  1. Для контроля потока сонной артерии используйте комбинацию внутриартериального давления от левой сонной артерии и, если доступно, дополнение неинвазивного ультразвукового измерения скорости потока в правой сонной артерии с помощью непрерывного доплера, например, RescueDoppler15.
  2. Прикрепите доплеровский зонд перпендикулярно левой сонной артерии. Обеспечивайте правильный контакт с кожей, используя щедрое количество ультразвукового геля.
  3. Проверьте монитор УЗИ, чтобы убедиться в хорошем следе сонной артериды. Тщательно закрепите датчик с помощью клейкой ленты.

5. Проведение исследований по остановке сердца

  1. Для мониторинга сердечного ритма используйте внутрисердечную ЭКГ, полученную с кардиостимулятора, и поверхностные ЭКГ, полученные с монитора пациента.
  2. Для мониторинга ROSC используйте инвазивное артериальное давление в левой сонной артерии, полученное с монитора пациента, и неинвазивное ультразвуковое измерение скорости потока в правой сонной артерии, полученное с помощью RescueDoppler.
  3. Индуцировать VF или VT согласно протоколу исследования, используя один из доступных методов в программере. Для устройств Abbott наиболее надёжным методом индукции VF является Фиббер постоянного тока: постоянное постоянное напряжение 7,5 В, приложенное в течение 2 с. Альтернативные методы индукции VF включают ударную нагрузку на T-волне или пейсинг 50 Гц. Индуцировать ВТ быстрым овердрайвом, обычно длительностью цикла 300-250 мс (что соответствует частоте сердечных сокращений 200-240 уд/мин).
  4. Наблюдайте прекращение сонного потока на доплеровом следе сонной артерии. Сохраняйте период отсутствия потока в соответствии с протоколом исследования.
  5. Выполняйте ручное СЛР, механические компрессии или другие вмешательства в соответствии с протоколом исследования.
  6. При желании преобразуйте свинку в синусовый ритм, вручную подав постоянный ток через имплантируемый дефибриллятор. Запрограммируйте уровень энергии и корректируйте в зависимости от размера животного. Для взрослых свиней максимальная энергетическая настройка обычно составляет 36-41 Дж, в зависимости от производителя. У мелких животных может быть достаточно 10-20 Дж.
    ПРИМЕЧАНИЕ: У человека ИКД обычно выдает энергию 30-40 Дж при лечении ВФ. У свиней весом 30 кг может быть достаточно меньше энергии, что увеличивает продолжительность жизни ИКБ, который затем можно повторно использовать у других животных. Передаваемая энергия программируема, но менее 15 Дж не рекомендуется, так как отсутствие успеха и необходимость повторяющихся ударов с высокой энергией приведут к более длительному периоду асистолии и снижению воспроизводимости между животными.
  7. Для обеспечения высокой скорости преобразования завершайте VF в пределах 120 секунд. Если животное находится в ВТ, конверсия достигается либо с помощью стимуляции против тахикардии (АТФ) — передачи низковольтных импульсов с большей скоростью, чем при тахикардии, либо с помощью синхронизированного постоянного удара (кардиоверсия).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Коммерчески доступные ИКД нельзя запрограммировать на бесконечный отказ терапии. По соображениям безопасности они автоматически подают фиксированный разряд после максимального времени обнаружения, при условии, что ритм остаётся VF.
    ВНИМАНИЕ: Избегайте прямого контакта с животным при нанесении постоянного тока. Хотя разряд вводится с помощью имплантированных электродов и риск электрических травм минимален, все равно необходимо соблюдать стандартные меры безопасности.
  8. Дайте животному отдохнуть, чтобы обеспечить нормализацию физиологических параметров, включая артериальное давление,ETCO 2 и pH. Обычное время отдыха составляет примерно 5-10 минут или до тех пор, пока жизненно важные параметры не вернутся максимально близко к базовым значениям.
  9. Повторяйте шаги с 5,3 до 5,6 столько раз, сколько требуется согласно протоколу исследования.

6. Эвтаназия и утилизация отходов

  1. После завершения исследования усыпить свинью введя либо 50 ммол хлорида калия (50 мл хлорида калия 1 ммоль/мл), либо 0,1 мг/кг пентобарбитала (Exagon vet 400 мг/мл).
    ВНИМАНИЕ: Препараты для эвтаназии — мощные и смертельно опасные агенты. Обращайтесь с ними с строгой осторожностью и соблюдайте местные протоколы безопасности.
  2. Удалите все инородные тела, включая кардиостимулятор, электроды, катетеры, трубки и линии из трупа животного. Утилизируйте все острые инструменты (например, шприцы) в одобренный контейнер для острых предметов.
    ВНИМАНИЕ: Перед удалением ICD убедитесь, что терапия Disable запрограммирована так, чтобы предотвратить непреднамеренные шоки при обращении, хранении и подготовке к повторному использованию. Относитесь к трупу животного и всему одноразовому оборудованию как к биологически опасным материалам. Утилизировать их в соответствии с местными нормами биобезопасности и управления отходами.

Результаты

Намеренное своевременное введение VF и последующая кардиоверсия в SR с помощью ROSC считались положительным результатом метода. Отсутствие индуцирования ни ВФ, ни кардиоверта считалось негативным исходом. Использование режима VF fibber последовательно вызывало VF или VT у всех животных, как и желаемо (Таблица 1). Кроме того, использование режима дефибриллятора стабильно вызывало кардиовертизацию всех свиней. Как индукцион VF, так и кардиоверсия управлялись дистанционно через программный блок; Поэтому внешний генератор пазух или дефибриллятор не требовались. Все животные несколько раз подвергались кардиовертированию синусового ритма с ROSC в каждом эксперименте (Таблица 1)15,17. Интервал покоя между каждой последовательностью VF составлял минимум 5 минут. Процент успеха достижения ROSC после индуцированного ВФ составил 92% по всем последовательностям у всех животных (Таблица 1). VF, требующая двух постоянных разрядов для преобразования в ROSC, происходила дважды у одного животного. У двух животных, у которых был намеренно большой инфаркт миокарда, вызванный инъекцией микрошариков в коронарные артерии до индукцииVF-15, индукция VF привела к ПЭА. У одного из животных DC шок привёл к мгновенному переходу в асистолию. Впоследствии была введена стандартная СЛР у всех трёх животных, но ни одно не достигло ROSC. В этой серии из 11 свиных экспериментов с использованием индукции на основе ИКД и кардиоверсии фибрилляции желудочков каждое животное успешно прошло повторные циклы ВФ и реанимации. Протокол ИКД стабильно обеспечивал высокий уровень успешности кардиоверсии при минимальном физиологическом стрессе и быстром восстановлении спонтанного кровообращения. Внутрисердечный мониторинг ЭКГ обеспечивал документацию ритма без артефактов во время реанимации, что позволило точно выявлять аритмию и проводить вмешательства. Эти результаты демонстрируют надёжность, воспроизводимость метода и потенциал для детального анализа результатов, таких как измерение скоростей преобразования, интервалов восстановления и качества сигнала ЭКГ, что поддерживает надёжное экспериментальное исследование стратегий реанимации

figure-results-1
Рисунок 1: Экспериментальная установка. (A) Экспериментальные животные были интубированы с помощью эндотрахеальной трубки в положении лежа и подключены к аппарату искусственной вентиляции лёгкой вентиляции легких. В положении лежа на спине под контролем ультразвука был установлен следующий сосудистый доступ: (B) Артериальный катетер PiCCO был введён в бедренную артерию, (C) центральный венозный катетер был установлен в правую наружную яремную вену, и (D) в правую внутреннюю яремную вену был введён интродуктор сосудистой оболочки. Кроме того, в мочевой пузырь был введён надлобочный катетер (здесь не показан), а (E) над левой сонной артерией был установлен датчик RescueDoppler для отслеживания сонной артерии. (F) Через сосудистую оболочку в правый желудочек вводили электрод кардиостимулятора, а его положение подтверждалось с помощью эхокардиографии или флюороскопии. (G) Имплантируемый кардиовертер-дефибриллятор (ICD) был введён в подкожный карман под левой ключицей и подключён к электроду кардиостимулятора. (H) Животных подключили к мультимодальному монитору, записывающему ЭКГ, плетизмографию хвоста (SpO₂), артериальное давление, центральное венозное давление и конечный приливный CO₂. (I) Датчик RescueDoppler был подключён к регистратору RescueDoppler, обеспечивая непрерывное отслеживание потока сонной артерии. (J) Устройство ICD было подключено телеметрией к программисту ICD. Фигура создана с помощью BioRender. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этой фигуры.

Аритмия, вызванная кардиостимуляторомПроведенные процедуры СЛРКоэффициент конверсии аритмии (%)
Свинья*Желудочковая фибрилляция (n)Желудочковая тахикардия (n)Ручное сжатие (n)Механическое сжатие (n)
11246291.6
214705100
39709100
48455100
518012594.4
6808087.5
715896100
81809994.4
914295100
102701311100
1119012484.2

Таблица 1: Сводка ВФ/ВТ, вызванной ИКБ, и последующая кардиоверсия. *Одиннадцать свиней прошли эксперименты. В среднем на животное с помощью имплантируемого кардиовертера-дефибриллятора (ИКД) вызвано в среднем 18 аритмий, включая желудочковую фибрилляцию (ВФ) и желудочковую тахикардию (ВТ). Средняя продолжительность VT/VF составляла 0,75 мин. СЛР проводилась в отдельных эпизодах VF согласно более ранним протоколамисследования 15, 16, 17. Животные затем преобразовывались в синусовый ритм (SR) с помощью постоянного тока (DC) с помощью ICD. Каждое животное стабилизировалось на 5 минут, прежде чем возникла следующая аритмия.

Обсуждение

Насколько нам известно, представленная модель с имплантируемым дефибриллятором для индуцирования и кардиовертной желудочковой фибрилляции (VF) у свиней, ранее не была описана в литературе. VF обычно индуцируется с помощью синусоидальных генераторов сигналов или постоянного тока от внешней батареи через эпикардиальные электроды. Кардиоверсия обычно проводится с использованием внешних дефибрилляторов. Хотя эти методы могут надёжно вызвать ВФ, неудача в кардиоверте животных с помощью внешней дефибрилляции зафиксирована до 45%случаев 2.

Мониторинг ЭКГ во время сердечно-легочной реанимации затруднен из-за артефактов, связанных с компрессией, которые могут затуманивать основной ритм18. Однако имплантируемый дефибриллятор с внутрисердечным ЭКГ позволяет непрерывно контролировать ритм во время компрессий грудной клетки, что позволяет проводить более точную оценку ритма в реальном времени и надёжный анализ после компрессии.

В отличие от этого, эта модель надёжно кардиовертировала всех животных, с несколькими успешными конверсиями в каждом эксперименте. Это позволило многократно использовать отдельных животных в экспериментальных протоколах, тем самым сокращая количество жертвоприношеных животных и повышая общую эффективность ресурсов. Кроме того, модель устранила необходимость в внешних дефибрилляционных пластырях, освободив пространство на грудной клетке и улучшив доступ во время проведения приборов.

Модель уникальна своей способностью изучать физиологические эффекты коротких, полных остановок кровообращения у целых животных, когда рестарт сердца достигается лёгким, единичным внутренним ударом. Эта функция позволяет проводить контролируемые исследования ишемической толерантности в жизненно важных органах, таких как почки и желудочно-кишечный тракт, перераспределение кровотока после глобальной ишемии, а также взаимодействие между эндогенной симпатической активацией, ишемическими стрессовыми реакциями и введением адренергических препаратов. Таким образом, модель предоставляет ценную экспериментальную платформу для изучения органоспецифических и системных реакций на остановку сердца, вызывающую ишемию всего тела при строго стандартизированных условиях. Помимо размещения электродов, поддержание физиологической стабильности крайне важно для воспроизводимости. Постоянный мониторинг температуры, вентиляции и глубины анестезии обеспечивает нормотермию, достаточное насыщение кислородом и стабильную гемодинамику на протяжении всего эксперимента.

Представленные репрезентативные результаты демонстрируют надёжность и воспроизводимость индукции и кардиоверсии VF, контролируемой ИКБ, в контролируемых экспериментальных условиях. Возможность дистанционно индуцировать и завершить ВФ позволила быстро и точно определить время с минимальным внешним вмешательством, что ценно для изучения физиологии остановки сердца и динамики реанимации. Анализ результатов был сосредоточен на последовательности индукции ВФ, количеству успешных кардиоверсий и стабильности ROSC.

В этом исследовании мы придерживались принципа 3R, генерируя статистически надёжные данные, минимизируя количество используемых животных. Благодаря высокому уровню успешных реанимаций желудочковая фибрилляция и кардиоверсия могли быть вызваны несколько раз у каждого участника. Используя статистику повторяющихся измерений внутри участников и смешанные эффекты, учитывающие как фиксированные, так и случайные эффекты, исследование можно было провести только с участием одиннадцати животных.

Ограничения
Основное ограничение модели заключается в необходимости специализированного оборудования и опыта оператора. Генератор кардиостимулятора, проводник трансвенозного стимулятора, программный блок и обученный оператор — все это необходимо. Точное размещение стимулятора крайне важно и требует визуализации, обычно с помощью трансторакальной эхокардиографии или флюороскопии.

В результате реализация этой модели может быть сложной в условиях ограниченных ресурсов. Однако после установления он предлагает высокоэффективный и воспроизводимый метод для индуцирования и прекращения ВФ, минимизируя появление неконвертируемой фибрилляции и усиливая экспериментальный контроль. Эта модель широко актуальна для исследовательских групп, проводящих исследования реанимации in vivo на крупных животных.

Эта модель на свиньях была разработана для оценки возможности автоматизированного мониторинга доплера сонной артерии во время сердечной реанимации, а не для тестирования клинических стратегий реанимации. Исследование было сосредоточено на остром физиологическом ответе и проводилось как терминальный протокол, исключая долгосрочное наблюдение или гистологическую оценку. Кроме того, в этом исследовании мы использовали только 11 животных. Хотя на каждом животном проводилось несколько повторных экспериментов, межиндивидуальная вариабельность могла быть не полностью зафиксирована. Кроме того, в исследовании не была включена контрольная группа, использующая традиционные методы. Хотя такие методы упоминались как обладающие высоким уровнем отказов, отсутствие прямого сравнения в рамках одной экспериментальной системы ограничивает возможность продемонстрировать относительные преимущества предлагаемой методики. Наконец, модель требует доступа к специализированному оборудованию, такому как ИКД, программатор и доплеровское ультразвуковое исследование, что может ограничивать её применение в условиях ограниченных ресурсов. Кроме того, хирургический протокол технически сложен и включает несколько точек доступа к сосуду, создание стомы мочевого пузыря и имплантацию ИКД, что может стать сложной кривой обучения для неопытных операторов.

В этой экспериментальной установке записи внутрисердечных ЭКГ не могли быть экспортированы из программного устройства; Поэтому интерпретация данных опиралась исключительно на визуальный мониторинг. Будущие исследования должны включать метод, позволяющий прямой экспорт следов ЭКГ для облегчения количественного анализа.

Раскрытие информации

Шарлотта Бьорк Ингул — консультант компании Cimon Medical, владеющей технологией, связанной с RescueDoppler. Оставшиеся авторы не заявляют о конфликтах интересов.

Благодарности

Мы использовали Perplexity и Microsoft Copilot для помощи в корректуре английского языка. Весь контент был проверен и одобрен авторами. Этот проект получил финансирование от Университета Норд, Норвежского университета науки и технологий и Норвежского исследовательского совета.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Abbott Durata 7120 ICD Single Coil LeadЭбботт, Эббот-Парк, Иллинойс7120
Abbott Gallant VR ICDЭбботт, Эббот-Парк, ИллинойсCDVRA500Q
Программист Abbott MerlinЭбботт, Эббот-Парк, Иллинойс3650
Центральный венозный катетер Certofix триоB. Braun Medical, Мельзунген, Германия4167408-07
Эндотрахеальная трубка Portex #7.0Smiths Medical, Рокленд, Массачусетс100/150/070
Exagon VET (пентобарбитал 400 мг/мл)VetViva Richter, Вельс, АвстрияН/Д
Гепарин 5000 МЕ/млPanpharma, Luitré, ФранцияETI3M807-1
Кетамин 50 мг/млAbcur AB, Хельсингборг, ШвецияLB-12355-01
Мидазолам 5 мг/млB. Braun Medical, Мельзунген, Германия753-12612876-0621
МорфинAbcur AB, Хельсингборг, ШвецияLB-122184-01
Обычный раствор промывки с физиологическим растворомФрезениус Каби, Уппсала, ШвецияB202382-05
PentoCur (Тиопенталь)Abcur AB, Хельсингборг, ШвецияLB-122564-01
Периферический капельница катетер 20G вазофиксB. Braun Medical, Мельзунген, Германия4268113B
PiCCO  Комплект для мониторинга (датчик давления, система промывки и термистор)Пульсион, Фельдкирхен, ГерманияPV8215
Катетер PiCCO 5 Fr 20 cmПульсион, Фельдкирхен, ГерманияPV2015L20-A
Датчик давления и комплект для промыва TruWaveEdwards Lifescience, Ирвайн, КалифорнияPX272
СпасениеДопплерCimon Medical, Тронхейм, НорвегияН/ДПроприетарный, коммерчески недоступный
Ацетат рингераФрезениус Каби, Уппсала, ШвецияB203150-02
Мочевой катер 12 ChРазличныеН/Д
Интродуктор сосудистых оболочек Prelude 7.0 FrМерит Медикал, Саут-Джордан, ЮтаPSI-7F-11-035-18G
Ультразвуковой гель VueOptimum Medical, Лидс, United Kingdim1157

Ссылки

  1. Cherry, B. H. Modeling cardiac arrest and resuscitation in the domestic pig. World J Crit Care Med. 4 (1), 1(2015).
  2. Burgert, J. M., Johnson, A. D., Garcia-Blanco, J. C., Craig, W. J., O'Sullivan, J. C. An Effective and Reproducible Model of Ventricular Fibrillation in Crossbred Yorkshire Swine (Sus scrofa) for Use in Physiologic Research. Comp Med. 65 (5), 444-447 (2015).
  3. Schwarz, B., et al. Neither vasopressin nor amiodarone improve CPR outcome in an animal model of hypothermic cardiac arrest. Acta Anaesthesiol Scand. 47 (9), 1114-1118 (2003).
  4. White, N. J., et al. Coagulopathy during cardiac arrest and resuscitation in a swine model of electrically induced ventricular fibrillation. Resuscitation. 82 (7), 925-931 (2011).
  5. Euler, D. E., Whitman, T. A., Roberts, P. R., Kallok, M. J. Low Voltage Direct Current Delivered Through Unipolar Transvenous Leads: An Alternate Method for the Induction of Ventricular Fibrillation. Pacing Clin Electrophysiol. 22 (6), 908-914 (1999).
  6. Ruemmler, R., Ziebart, A., Garcia-Bardon, A., Kamuf, J., Hartmann, E. K. Standardized Model of Ventricular Fibrillation and Advanced Cardiac Life Support in Swine. J Vis Exp. (155), e60707(2020).
  7. Xanthos, T., et al. Cardiopulmonary arrest and resuscitation in Landrace/Large White swine: a research model. Lab Anim. 41 (3), 353-362 (2007).
  8. Greenwood, J. C., et al. Carbon monoxide as a cellular protective agent in a swine model of cardiac arrest protocol. PLoS One. Wang, M. 19 (5), e0302653(2024).
  9. Vogel, U., Wanner, T., Bültmann, B. Extensive pectoral muscle necrosis after defibrillation: nonthermal skeletal muscle damage caused by electroporation. Intens Care Med. 24 (7), 743-745 (1998).
  10. Guensch, D. P., et al. Evidence for Acute Myocardial and Skeletal Muscle Injury after Serial Transthoracic Shocks in Healthy Swine. PLoS One. Akar, F. G. 11 (9), e0162245(2016).
  11. Rubenstein, J. C., Gupta, M. S., Kim, M. H. Effectiveness of VF induction with DC fibber versus conventional induction methods in patients on chronic amiodarone therapy. J Interv Card Electrophysiol. 38 (2), 137-141 (2013).
  12. Fitzgibbon, E., Berger, R., Tsitlik, J., Halperin, H. R. Determination of the noise source in the electrocardiogram during cardiopulmonary resuscitation. Crit Care Med. 30 (4), S148-S153 (2002).
  13. Babaeizadeh, S., Firoozabadi, R., Han, C., Helfenbein, E. D. Analyzing cardiac rhythm in the presence of chest compression artifact for automated shock advisory. J Electrocardiol. 47 (6), 798-803 (2014).
  14. Ruiz de Gauna, S., et al. Rhythm analysis during cardiopulmonary resuscitation: past, present, and future. BioMed Res Int. 2014, 386010(2014).
  15. Faldaas, B. O., et al. Hands-free continuous carotid Doppler ultrasound for detection of the pulse during cardiac arrest in a porcine model. Ressuc Plus. 15 (100412), 1-10 (2023).
  16. Faldaas, B. O., et al. Real-time feedback on chest compression efficacy by hands-free carotid Doppler in a porcine model. Ressusc Plus. 18, 100583(2024).
  17. Faldaas, B. O., et al. A hands-free carotid Doppler can identify spontaneous circulation without interrupting cardiopulmonary resuscitation: an animal study. Intensive Care Med Exp. 12 (1), 121(2024).
  18. Ruiz De Gauna, S., et al. Rhythm Analysis during Cardiopulmonary Resuscitation Past, Present, and Future. BioMed Res Int. 2014, 1-13 (2014).

Перепечатки и разрешения

Теги

Фибрилляция желудочковвнутрисердечная ЭКГмодель на крупных животныхиндукция ФЖметод кардиоверсиистратегии реанимациипринципы 3R
Модель остановки сердца у свиней с использованием имплантируемого дефибриллятора
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.