Методическая статья

Воспроизводимая установка для in vivo двухфотонной визуализации сократимости шейных лимфатических сосудов и лимфатического потока у мышей

DOI:

10.3791/69482

⸱

10 апреля 2026 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biology, Saratov State University, 2Institute of Physics, Department of Optics and Biophotonics, Saratov State University, 3Department of Computer Science and Information Technology, Saratov State University, 4, Res Inst Intelligent Complex Syst, Fudan University, 5Potsdam Institute for Climate Impact Research

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В рукописи демонстрируется инновационный метод in vivo изучения сократимости шейных лимфатических сосудов и лимфатического потока у мышей для тестирования различных физиологических функций шейных лимфатических сосудов (cLV), а также терапевтических стратегий модуляции лимфатических регуляторных механизмов дренажа и очищения мозга.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Сократимость cLV является движущей силой лимфатического потока и ключевым механизмом, лежащим в основе очистки токсинов мозга. Здесь мы представляем инновационный метод для in vivo двухфотонной визуализации сократимости cLV и долгосрочного наблюдения удаления эритроцитов с лимфотоком у cLV у мышей. Компоненты системы включают мини-грелку, адаптированную к шее мыши, которая позволяет увеличить окно для съёмки до 5 часов, сохраняя при этом сократимость cLV и лимфатический поток; контроль влажности; защитный корпус; а также систему позиционирования, обеспечивающую стабильную оптическую визуализацию cLV. Метод обеспечивает воспроизводимость и совместимость с другими типами двухфотонных микроскопов и широким спектром объективов, сохраняя высококачественные изображения с глубиной до 500 мкм. Протокол включает подробные этапы хирургической подготовки cLV для поддержания физиологической среды, обеспечивая нормальную сократимость cLV.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Сократимость шейных лимфатических сосудов (cLV) играет ключевую роль в дренаже мозга и лимфатическом очищении тканей от метаболитов и токсинов 1,2,3. Снижение этой основной функции cLV приводит к подавлению очищения токсинов мозга, что сопровождается многими заболеваниями мозга, включая болезнь Альцгеймера, черепно-мозговую травму и ракмозга 4,5,6,7,8,9. Поэтому изучение сократимости cLV является важным подходом при разработке новых терапевтических стратегий модуляции лимфатических регуляторных механизмов дренажа и клиренсамозга 10,11,12.

В данном исследовании представлен инновационный метод для реального времени двухфотонной визуализации сократимости cLV и лимфистого потока у мышей разного возраста. Важными компонентами установки являются микрогрелка, которая при креплении к шее животного позволяет увеличить время визуализации до 5 часов, сохраняя сокращающуюся активность коллекторных лимфатических сосудов и стабильность лимфатического потока.

Следует отметить, что в отличие от кровеносной системы, наполненной кровью, движущейся с определённой скоростью (от 10 мм/с в артериолах до 13 см/с в сагиттальном синусе у человека) через различные типы кровеносных сосудов, заполнение лимфатических сосудов лимфой зависит от возрастающего градиента давления между пустыми лимфатическими сосудами и объёма интерстициальной жидкости, образующейся приметаболизме 13, 14,15,16,17,18,19. В то же время лимфатический поток в лимфатических сосудах прерывистый, варьируется от 0 до 1 мм/с 20,21,22. Недавние исследования МРТ на людях показали, что лимфатический поток в менингеальных лимфатических сосах (MLV) составляет 1-3мм 23. Однако стоит отметить, что даже у одного человека лимфатический поток в MLV меняется в разное время суток и может опускаться до 0. Таким образом, лимфатический поток в лимфатических сосудах непоследователен, так как зависит от скорости метаболических процессов, которые, в свою очередь, зависят оттемпературы 24. Действительно, скорость биохимической реакции глубоко и непосредственно зависит от температуры, что может существенно влиять на спонтанные сокращения лимфатических сосудов и, следовательно, изменять отток и транспортлимфы 24,25,26.

Поэтому поддержание температуры тела является важным условием для сохранения физиологической среды лимфатических сосудов, поддерживающих нормальную сократимость и лимфатический поток. Однако использование коммерчески доступных нагревательных пластин не гарантирует поддержание необходимой температуры в глубоких и оптически доступных областях шеи, где расположены cLV. Это особенно важно для двухфотонной съёмки сократимости cLV и лимфатического потока, так как это проводится в холодных экспериментальных помещениях с температурой окружающей среды 19 °C, что требуется для этой оптическойтехники 27.

В этом отношении в подавляющем большинстве исследований in vivo сократимость лимфатических сосудов с коммерческими нагревательными пластинами ограничена 3-5 минутами (максимальный эффект обычно наблюдается в течение нескольких секунд: 3,28,29,30,31,32,33,34,35,36,37 ,38, после чего лимфатическая пломба и сокращение снижаются. Такой подход значительно ограничивает время наблюдения физиологии лимфатических сосудов и делает невозможным оценку долгосрочного влияния на их сократимость и лимфатический поток, что побудило нас разработать мини-грелку, адаптированную к шее мыши, с целью увеличения временного окна для съёмки до 5 часов с сохранением сократимости cLV и стабильного лимфатического потока.

Ещё одним компонентом системы является защитная оболочка с системой контроля влажности и позиционирования, которая позволяет стабильно визуализировать cLV без погружения в воду, а также сохранять высококачественные изображения при использовании длинных рабочих линз с коррекцией под крышное стекло 0,17 мм (например, CFI Plan Apochromat Lambda D 10x (MRD70170) и CFI Plan Apochromat Lambda D 20x (MRD70270).

Предлагаемый метод обеспечивает воспроизводимость и совместимость с другими типами двухфотонных микроскопов и различных объективных диапазонов, совместимых с корпусом, с учётом особенностей окружающей среды, включая контроль температуры/влажности и рабочее расстояние от объектива, при сохранении высококачественных изображений с глубиной до 500 мкм и временным окном (до 5 ч), что позволяет проводить долгосрочный анализ сократимости cLV и лимфатического потока с высоким качеством у мышей.

Важно учитывать анатомическое расположение cLV возле бифуркации сонной артерии, где расположены барорецепторы. Механическое воздействие на барорецепторы приводит к дестабилизации артериального давления и частоты сердечных сокращений. Это может привести к значительным изменениям гидростатического давления и, как следствие, к нарушению лимфатическогопотока 39. Поэтому предлагаемый метод включает подробное описание хирургического протокола мягкой изоляции кЛЖ в глубокой области шеи с целью предотвращения механического воздействия на бифуркацию близлежащей сонной артерии и изменений артериального давления, что может привести к нарушению лимфатического потока в мозге и, следовательно, к снижению лимфатического потока у cLV и их сократимости.

Результаты демонстрируют возрастное снижение сократимости cLV и её чувствительность к терапевтическим фотостимулирующим эффектам у мышей. Кроме того, впервые в долгосрочных наблюдениях (более 5 часов) мы чётко демонстрируем, что cLV действуют как туннели для удаления эритроцитов из правого бокового желудочка, который является важным лимфатическим путём для очистки токсинами мозга 1,2,3. В целом, метод in vivo двухфотонной визуализации сократимости и лимфатического потока предназначен для доклинических исследований различных физиологических функций cLV, включая регуляцию дренажа и очистки мозга, удаление метаболитов и токсинов из мозга, а также для тестирования новых терапевтических технологий модуляции физиологии cLV.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Все процедуры выполнялись в соответствии с Руководством по уходу и использованию лабораторных животных, Директивой 2010/63/ЕС о защите животных, используемых в научных целях, а также руководящими принципами Министерства науки и высшего образования Российской Федерации (No 742 от 13.11.1984), утверждёнными Комиссией по биоэтике Саратовского государственного университета (Протокол No 7, 22.09.2022).

ПРИМЕЧАНИЕ: Обратитесь к Таблице материалов для получения информации обо всех материалах, используемых в данном протоколе.

1. Техническое устройство для фиксации мыши

  1. Используйте стальную оптическую рельсу (SOR, длина 270 мм, ширина 43 мм; Рисунок 1A) как основа инсталляции.
  2. Установите два держателя столба (3PH-25) сверху SOR на расстоянии 175 мм друг от друга (рисунок 1B). Поместите крепежные стойки (3 МП, диаметр 12 мм) внутрь 3PH-25 и затем плотно закрепите их винтом M6 (рисунок 1C).
  3. Крепите воротник стойки (3PC) к обоим креплениям (3MP; Рисунок 1D). Пост-ошейник необходим для последующего фиксации катетера с постоянным подачей физиологического раствора во время оптического мониторинга шейного лимфатического сосуда.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Это необходимо для периодической промывки исследуемой зоны с целью удаления накапливающейся крови после хирургических процедур, что может усложнять оптический мониторинг.
  4. Прикрепите фиксированный зажим с прямым углом (3RPC-12) к одному из крепежных столбов на 3 МП и прочно закрепите его винтом M6 (рисунок 1H).
    1. Вставьте монтажную стойку (диаметром 12 мм) в боковое отверстие 3RPC-12 (рисунок 2B).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Крепительный штифт необходим для последующего фиксации защитной крышки двухфотонного объектива без погружения в воду.
    2. Прикрепите держатель, напечатанный на 3D-принтере, к боковой крепежной стойке и крепко закрепите его двумя парами винтов M3 (рисунок 2C).
    3. С помощью УФ-отверждаемого клея прикрепите крышное стекло диаметром 12 мм к нижней стороне защитного корпуса, напечатанного на 3D-принтере (рисунок 2D,F). После этого используйте пару винтовых гайок M4, чтобы прикрепить защитную крышку к держателю (рисунок 2).
  5. Установите точный стол для вертикального перемещения 02TV004 (рисунок 1E) на основание SOR с помощью двух зажимов стола (3TC5) и комплектов винтов, гайок и шайб M6 (рисунок 1F).
  6. Поставьте на стол 3D-печатный футляр (длиной 155 мм, шириной 110 мм), который используется как резервуар для накопления физиологического раствора (рисунок 1G).

2. Нагревательный элемент

  1. Сборка периферийных устройств.
    1. Накройте точку соединения проводов с нагревательным элементом 1 тонким слоем силикона (рисунок 3). Прикрепите датчик температуры 1 к коврику и запечатайте его силиконом (рисунок 3B).
    2. Припаяйте провода нагревательного элемента и датчиков температуры к многопроводному кабелю, заполните точку соединения силиконом и закройте усадочной пленкой (рисунок 3).
    3. Поместите нагревательный элемент 2 и температурный датчик 2 в поролоновый ролик (рисунок 4).
  2. Сборка блока управления
    ПРИМЕЧАНИЕ: Ссылка для загрузки файлов для печати корпуса управляющего https://disk.yandex.ru/d/06BURfMlQpl0Jg.
    1. Распечатайте корпус блока управления на 3D-принтере (рисунок 5B).
    2. Закрепите разъёмы для подключения кабеля питания и кнопки питания на стенках корпуса, как показано на рисунке 5C,D.
  3. Установите блок питания на 24 В постоянного тока, понижающий преобразователь постоянного тока и 2 модуля MOSFET внутри корпуса (рисунок 5A, G, H, I).
  4. Чтобы собрать цепь, следуйте следующим шагам (рисунок 6).
    1. Подключите понижающий преобразователь к источнику и установите напряжение на 9 В (рисунок 6).
    2. Подключите VIN контакт Arduino UNO к разъёму OUT+ на конвертере и GND к разъёму OUT соответственно (рисунок 6).
    3. Подключите вывод V+ на блоке питания к выводам VIN+ на модулях MOSFET, а вывод V — к VIN-выводам соответственно (рисунок 6).
    4. Подключите V-контакт + на нагревательном элементе 1 с VOUT+ на модуле MOSFET 1 и V- к VOUT соответственно (рисунок 6).
    5. Повторите шаги для нагревательного элемента 2 и MOSFET 2 (рисунок 6).
    6. Подключите выводы GND модулей MOSFET 1 и 2 к GND на Arduino UNO, а PWM MOSFET 1 — к разъёму D11 на Arduino UNO, а PWM MOSFET 2 — к разъёму D10 соответственно (рисунок 6).
    7. Подключите VIN-контакт датчика температуры 1 к разъёму GND на Arduino UNO, VIN+ к разъёму 5 В на Arduino UNO, а SIG — к D3 (рисунок 6).
    8. Подключите контакт SIG температурного датчика 2 к A1 на Arduino UNO, GND-датчик к GND на Arduino UNO, а также подключите подтягивающий резистор 100 кОм (рисунок 6).
  5. Исправьте Arduino UNO и экран клавиатуры в корпусе крышки (рисунок 7I).

3. Руководство по программному обеспечению контроля температуры

  1. Скачайте эскиз Arduino (.ino файл) и откройте его в среде разработки Arduino (IDE версия: 2.3.5-nightly-20241212).
  2. Выберите правильный COM-порт и скачайте прошивку. Интерфейс содержит две кнопки. Чтобы перемещаться между ними, используйте левую и правую кнопки (рисунок 7B,D). Индикатор выбора расположен слева от столбца (рисунок 7F).
  3. Поле выбора температуры расположено в левой колонке экрана (рисунок 7H). Используйте кнопки Вверх и Вниз для регулировки (рисунок 7C).
  4. Поле START/SHUTDOWN расположено в правой колонке экрана (рисунок 7G). Чтобы выбрать этот столбец, нажмите правую кнопку на клавиатуре, а затем выберите (рисунок 7A). Когда процесс запущен, индикатор активности мигает, а метка на кнопке RUN меняется на OFF.

4. Фиксация животного в техническом устройстве

ПРИМЕЧАНИЕ: Эксперименты проводились на самцах мышей BALB/c (25-28 г, 2, 18 и 24 месяца); В каждой группе было 7 животных.

  1. Приготовьте смесь кетамина и ксилазина (100 мг/кг; 10-156 мг/кг соответственно) и введите её внутрибрюшинной инъекцией в зависимости от веса мыши.
  2. Наносите глазную мазь на веки, чтобы предотвратить их пересыхание во время операции. Повторите эту процедуру при необходимости.
  3. Когда рефлексы по вытягиванию задних лап и подгибанию хвоста останавливаются, положите мышь на нагревательный элемент на спине, чтобы обеспечить доступ к брюшной части тела.
  4. Подключите управляющий блок к розетке (диапазон входного напряжения 175-240 В переменного тока, частотный диапазон 50-60 Гц, переменный ток 1,8 А/230 В переменного тока). Установите рабочую температуру устройства на 37-38 °C.
  5. С помощью медицинской ленты закрепите животное так, чтобы тело было параллельно поверхности стола, а голову разместите под углом относительно сагиттальной оси тела так, чтобы правая или левая сторона шеи лежала на ролике (рисунок 8A).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Эта фиксация головы мыши необходима для того, чтобы правая или левая сторона шеи (в зависимости от экспериментальных условий) была поднята примерно на высоту около 5 мм к объективу микроскопа. Таким образом, площадь dcLN и cLV будет почти на одном уровне с трахеей.
  6. Обмотайте лигатуру вокруг верхних резцов и прикрепите её к задней части устройства, чтобы поддерживать температуру тела животного, с помощью медицинской ленты.
  7. С помощью бритьевой машины побрийте область линии роста волос в области шеи. Удалите оставшиеся волосы после бритья, затем накройте животное для защиты стерильного поля. Для хирургических вмешательств и последующего оптического контроля вводите подкожно 0,5–1 мл лидокаина/бупивакаина (1 мг/мл и 0,25 мг/мл соответственно) в место разреза.
    1. Для первичной дезинфекции обезжирите и частично продезинфицируйте кожу спиртовым тампоном, затем для антисептической обработки нанесите на кожу раствор хлоргексидина 0,5% или йода 2%. Повторите все этапы стерилизации ещё два раза.
  8. С помощью прямых ножниц для вскрытия выполните дерматомию кожи шеи с продольной разрезом от нижней челюсти до области ключицы длиной около 2 см (рисунок 8B).
  9. Проведение фасциотомии микрохирургическими изогнутыми ножницами с помощью изогнутых пинцетов раздвигает слюнные железы и поверхностные мышцы шеи, обнажая грудино-ключовидную мышцу. Избегайте повреждения видимых кровеносных сосудов, чтобы предотвратить кровотечение. Постоянно увлажняйте хирургическую область физиологическим раствором, чтобы предотвратить чрезмерное повреждение тканей.
  10. С помощью микрохирургических ножниц выполните миотомию грудно-ключно-сомастовидной мышцы, чтобы обеспечить доступ к области между трахеей и сонной артерией животного.
  11. Продолжая расширять мышцы и фасции, выполняя мио- и фасциотомию, определите глубокий шейный лимфатический узел и афферентные и эфферентные лимфатические сосуды на глубине 5-7 мм (рисунок 8C).

5. Фиксация мыши под микроскопом

  1. Поместите устройство с неподвижным животным на подвижный стол микроскопа и крепко соедините их винтом M6. Это необходимо для обеспечения постоянного места установки на подвижном столе.
  2. Подключите управляющий блок к розетке (диапазон входного напряжения 175-240 В переменного тока, частотный диапазон 50-60 Гц, переменный ток 1,8 А/230 В переменного тока). Установите рабочую температуру устройства на 36-37 °C.
  3. Прикрепите катетер, наполненный физиологическим раствором, к стойке с помощью медицинской ленты.
  4. Положите валик диаметром 1 см под нагревательный элемент сбоку головы животного, чтобы обеспечить угол наклона 45° относительно подвижного стола микроскопа. Это необходимо для горизонтального положения шейного лимфатического сосуда и снижения последующего давления на трахею.
  5. После хирургических операций разместите фиксированный катетер в области шеи открытым так, чтобы он находился на боковой стороне ключиц животного.
    1. Включите подачу физиологического раствора, дождитесь, пока открытая область шеи полностью заполнит физиологическим раствором.
    2. Опустите защитную оболочку над областью шеи, заполненную физиологическим раствором, чтобы область лимфатического сосуда находилась в его центре, а трахея животного не была сжата (рисунок 9A).
    3. Для установки защитного корпуса рекомендуется использовать бинокль, подключённый к двухфотонному микроскопу. Наместите защитную оболочку на трахею, чтобы она не давила на неё. Убедитесь, что под защитным корпусом не накапливаются пузырьки воздуха при его опускании. Убедитесь, что защитная пластина расположена на верхних мышцах шеи и не давит на cLV, позволяя нагретому физиологическому раствору поступать в сосуд и предотвращая механическую деформацию cLV.
  6. Опустите двухфотонную линзу, не погружённую в воду, в защитную оболочку на глубину, соответствующую рабочему расстоянию этой линзы, а затем выполните двухфотонную визуализацию шейного лимфатического сосуда (рисунок 9B).
    ПРИМЕЧАНИЕ: При первом сканировании необходимо убедиться, что лимфатический сосуд имеет полную структуру по всей длине и подвижен во время дыхания мыши. Это означает, что она не деформирована и не защемлена защитной оболочкой.

6. Двухфотонный in vivo мониторинг сократимости cLV

ПРИМЕЧАНИЕ: 2-фотонные изображения были получены с помощью мультифотонного микроскопа (импульсный лазер, длина волны возбуждения 970 нм). Изображение было получено с разрешением 20x (f/0.75). Каждое изображение состояло из 1 обзора с увеличением 3,0 x 3,0 (212,13 × 212,13 мкм), состоящим из 512 x 512 точек. Изображения cLV получались путем съёмки видео со скоростью 30 кадров в секунду продолжительностью 1 минута. Двухфотонные изображения были получены в одном канале с возбуждением флуоресцентного LYVE-1 в cLV при длине волны 488 нм и его излучением на длине волны 525 нм.

  1. Анализ диаметра cLV и автоматизированная оценка сократимости
    1. Измерьте диаметр cLV в интересующей области (ROI) с помощью 30-минутных фильмов со скоростью 30 кадров в секунду и 3-кратного увеличения. Используя пользовательский код на Python, измерьте временной профиль диаметра cLV для тех же сегментов, что используются для расчёта лимфического потока.
    2. Выберите вручную две точки, соответствующие противоположным стенкам сLV. Определить их положение в последующих кадрах с помощью алгоритма оптического потока Лукаса-Канаде (функция calcOpticalFlowPyrLK в OpenCV), который обеспечивает субпиксельную точность измерений. Вычислите диаметр как расстояние между отслеживаемыми точками, преобразованное из пикселей в микрометры. Используйте фильтр скользящего окна, чтобы устранить артефакты движения. В одном ROI должно быть не менее 20 измерений диаметра.
    3. Для определения внутренней частоты пульсаций используйте сглаженные временные ряды диаметра. Автоматически определяйте максимумы и минимумы сигнала с помощью функции find_peaks из библиотеки SciPy, которая определяет локальные крайности временного сигнала на основе порогов амплитуды и минимального расстояния между пиками.
    4. Из анализа исключены сокращения cLUS с амплитудой менее 3% от среднего диаметра и интервалом менее 2 с. Вычислите среднюю частоту за интервалы в 30 минут как частоту сокращений в минуту.

7. Двухфотонный анализ лимфатического потока в cLC

ПРИМЕЧАНИЕ: Анализ лимфопотока оценивался по перемещению эритроцитов в кЛЖ в течение 5 часов после введения аутологичной крови в правый латеральный желудочек через хронический катетер.

  1. Обезболить мышь 1% изофлураном (см. протокол, опубликованныйв 40 году). Имплантировать катетер в правый латеральный желудочек согласно протоколу, описанномув статье 40.
  2. Подготовьте мышь к двухфотонной in vivo съёмке cLV в соответствии с шагами 7.1, 7.3–7.5.
  3. Собирайте кровь из хвостовой вены с помощью иглы в количестве 10 мкл в стерильной микроцентрифуге с предварительной промывкой гепарином, чтобы избежать свертывания при взятке и инъекции крови.
  4. Ввести кровь в правый латеральный желудочек (AP = −0,5 мм; ML= −1,06 мм; DV = 2,5 мм) с использованием микроинжекторного насоса со скоростью 0,1 мкл/мин.
  5. Проведите двухфотонный анализ движения эритроцитов в cLV. Рассчитайте скорость лимфического потока с помощью протоколов, опубликованных в41,22.

8. Фотобиомодуляция сократимости cLV

  1. Для PBM cLV используйте ранее опубликованную технологию и протоколы в40.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Использование защитной оболочки обеспечивает наиболее важные преимущества для долгосрочного мониторинга шейных лимфатических сосудов in vivo, таких как изоляция хирургической зоны от внешней среды, что позволяет поддерживать погружение лимфатического сосуда и окружающих тканей в физиологический раствор с постоянным поступлением физиологического раствора через катетер, прикреплённый к телу. Кроме того, благодаря прикреплению к микроскопическому стеклу и тесному механическому конт...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Изучение физиологии лимфатических сосудов требует использования неинвазивных методов при сохранении особых условий окружающей среды, обеспечивающих нормальную сократимость и стабильный лимфатический поток. Подавляющее большинство методов изучения функций лимфатических сосудов основаны на оптическом мониторинге их сократимости и оценке скорости лимфатическогопотока 3,28,29,30,31,32,33,34,35,36,37,38

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Это исследование было поддержано грантом Российского научного фонда (No 23-75-30001).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
3D printerBambu Lab, ChinaP1S
5pin connectorConnfly electronic (Zhenqin), ChinaDS1110-01
A set of heat shrinkable tubesJupiter, ChinaJP7230-01
Arduino IDEArduino LLC2.3.5-nightly-20241212
BALB/c mice"Andreevka" Branch FSBIS SCBT FMBA, Russia3-15-16Male, 6-month-old
Chlorhixedin BIOPHARMACEUTICAL PLANT, RussiaN/A
Dumont forceps Stoelting, USA52100-07 
Evans Blue dye Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USAN/A
Fine ForcepsStoelting, USA52102-02P
HamiltonHamilton Bonaduz AG, Switzerland29 G needle
Heating elementChinaLFH-9415sg
Insulin needleINSUPEN, Italy31G, 0.25mm*6mm
Ketamine MOSCOW ENDOCRINE PLANT, FSUE, RussiaGeneral anesthesia 
Keypad Shielddiymore, China1602 LCD Keypad Shield
Lidocaine ORGANICA, RussiaN/A Analgesic drug
Lockable switch buttonChinaN/A
Metal-film resistorsTZT, ChinaN/A
Micro Dissecting Vannas Spring ScissorsStoelting, USA52130-00P
MOSFET ModuleChinaMOSFET Module D4184
Mounting postStanda, Lithuania3MP, diameter 12 mm
Mounting wireAB retail, RussiaHB-1
Non-sharp tweezerStoelting, USA52108-83P 
Plastic for 3D printerBambu Lab, ChinaA00-D0-1.75-1000-SPL.
Post collar Standa, Lithuania3PC
Post holderStanda, Lithuania3PH-25
Power connectorRUICHI, ChinaAC-015
Power supplySANPU, ChinaPS200-H1V24
Precision pantograph table for vertical movement"Laser components", Russia02TV004 
Right-angle fixed post clamp Standa, Lithuania3RPC-12
Screw M3Standa, LithuaniaN/A
Screw M4Standa, LithuaniaN/A
Screw M6Standa, LithuaniaN/A
Shaving machine Braun, figure-materials-1Series 3310s
Sodium chlorideKraspharma, RussiaN/A
Solder Production of metal powders, Russiatin-lead solder 61
Soldering fluxSolins, RussiaLTI-120 22 ml with brush
Soldering stationAOYUE, ChinaN/A
Soldering station AOYUE, ChinaN/A
Steel optical rails (SOR)Standa, LithuaniaN/A
Step-down voltage converterRUICHI, ChinaEM-825
Straight dissecting scissors Stoelting, USA52132-10P 
Temperature sensorLiludin, ChinaDS1820
TetracyclineJSC Tatkhimfarmpreparaty, RussiaEye ointment 
The ControllerArduino, ChinaUNO R3
TweezerStoelting, USA52100-03 
Two-photon  microscopNikon, JapanA1R MP
WirePartner-Electro, RussiaP020G-0305-C050
Xylazine "Alfasan International B.V.", NetherlandsMuscle relaxant
CatheterScientific Commodities Inc., USAPE-10, 0,28 mm ID × 0,61 mm OD

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Li, D. Y., et al. Photostimulation of brain lymphatics in male newborn and adult rodents for therapy of intraventricular hemorrhage. Nat Commun. 14 (1), 6104(2023).
  2. Kunert, C., Baish, J. W., Liao, S., Timothy, P. P., Lance, L. M. Mechanobiological oscillators control lymph flow. Proc Natl Acad Sci U.S.A. 112 (35), 10938-10943 (2015).
  3. Du, T., et al. Restoration of cervical lymphatic vessel function in aging rescues cerebrospinal fluid drainage. Nat Aging. 4 (10), 1418-1431 (2024).
  4. Mesquita, D., et al. Functional aspects of meningeal lymphatics in ageing and Alzheimer's disease. Nature. 560 (7717), 185-191 (2018).
  5. Bolte, A. C., et al. Meningeal lymphatic dysfunction exacerbates traumatic brain injury pathogenesis. Nat Commun. 11, 4524(2020).
  6. Hu, X., et al. Meningeal lymphatic vessels regulate brain tumor drainage and immunity. Cell Res. 30, 229-243 (2020).
  7. Song, E., et al. VEGF-C-driven lymphatic drainage enables immunosurveillance of brain tumours. Nature. 577 (7792), 689-694 (2020).
  8. Chen, J., et al. Meningeal lymphatics clear erythrocytes that arise from subarachnoid hemorrhage. Nat. Commun. 11, 3159(2020).
  9. Liu, X., et al. Subdural haematomas drain into the extracranial lymphatic system through the meningeal lymphatic vessels. Acta Neuropathol Commun. 8, 16(2020).
  10. Li, D. Y., et al. Photostimulation of brain lymphatics in male newborn and adult rodents for therapy of intraventricular hemorrhage. Nat Commun. 14, 6104(2023).
  11. Liu, S., et al. Neuro-lymphaphotonics opens new horizons of the future technologies for the therapy of brain diseases. Theranostics. 16 (2), 776-793 (2025).
  12. Lin, H., et al. Transcranial photobiomodulation for brain diseases: review of animal and human studies including mechanisms and emerging trends. Neurophotonics. 11 (1), 010601(2024).
  13. Bollmann, S., et al. Imaging of the pial arterial vasculature of the human brain in vivo using high-resolution 7T time-of-flight angiography. Elife. 11, e71186(2022).
  14. Jordan, J. E., Pelc, N. J., Enzmann, D. R. Velocity and flow quantitation in the superior sagittal sinus with ungated and cine (gated) phase-contrast MR Imaging. J Magn Reson Imaging. 4 (1), 25-28 (1994).
  15. Negrini, D., Fabbro, M. D. Subatmospheric pressure in the rabbit pleural lymphatic network. J Physiol. 520 (Pt 3), 761-769 (1999).
  16. Negrini, D., Moriondo, A., Mukenge, S. Transmural pressure during cardiogenic oscillations in rodent diaphragmatic lymphatic vessels. Lymphat Res Biol. 2 (2), 69-81 (2004).
  17. Moriondo, A., Mukenge, S., Negrini, D. Transmural pressure in rat initial subpleural lymphatics during spontaneous or mechanical ventilation. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 289 (1), H263-H269 (2005).
  18. Grimaldi, A., et al. Functional arrangement of rat diaphragmatic initial lymphatic network. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 291 (2), H876-H885 (2006).
  19. Gashev, A. A., Zawieja, D. C. Hydrodynamic regulation of lymphatic transport and the impact of aging. Pathophysiology. 17 (4), 277-287 (2010).
  20. Park, J. K., et al. Association of lymphatic flow velocity with surgical outcomes in patients undergoing lymphovenous anastomosis for breast cancer-related lymphedema. Breast Cancer. 29 (5), 835-843 (2022).
  21. Fischer, M., et al. Flow velocity of single lymphatic capillaries in human skin. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 270 (1), H358-H363 (1996).
  22. Dixon, J. B., et al. Lymph flow, shear stress, and lymphocyte velocity in rat mesenteric prenodal lymphatics. Microcirculation. 13 (7), 597-610 (2006).
  23. Kim, J. H., Yoo, R. E., Choi, S. H., Park, S. H. Non-invasive flow mapping of parasagittal meningeal lymphatics using 2D interslice flow saturation MRI. Fluids Barriers CNS. 20 (1), 37(2023).
  24. Solari, E., Marcozzi, C., Negrini, D., Moriondo, A. Temperature-dependent modulation of regional lymphatic contraction frequency and flow. American Journal of Physiology-Heart and Circ Physiol. 313 (5), H879-H889 (2017).
  25. Solari, E., Marcozzi, C., Negrini, D., Moriondo, A. Lymphatic Vessels and Their Surroundings: How Local Physical Factors Affect Lymph Flow. Biology (Basel). 9 (12), 463(2020).
  26. Angeli, V., Lim, H. Y. Biomechanical control of lymphatic vessel physiology and functions. Cell Mol Immunol. 20, 1051-1062 (2023).
  27. Chong, C., et al. In vivo visualization and quantification of collecting lymphatic vessel contractility using near-infrared imaging. Sci Rep. 6, 22930(2016).
  28. Weiler, M., Kassis, T., Dixon, J. B. Sensitivity analysis of near-infrared functional lymphatic imaging. J Biomed Opt. 17 (6), 066019(2012).
  29. Semiachkina-Glushkovskaia, A., et al. NO-ergic mechanisms of age differences in photostimulation of lymphatic drainage, filtration and clearance. Biomed Opt Exp. , In press (2025).
  30. Davis, M. J., et al. Modulation of lymphatic muscle contractility by the neuropeptide substance P. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 295 (2), H587-H597 (2008).
  31. Bell, R. D., et al. iNOS dependent and independent phases of lymph node expansion in mice with TNF-induced inflammatory-erosive arthritis. Arthritis Res Ther. 21 (1), 240(2019).
  32. Bachmann, S., Detmar, M., Proulx, S. Visualization and Measurement of Lymphatic Function In Vivo. Methods Mol Biol. 1846, 197-211 (2018).
  33. Nelson, T. S., et al. Minimally invasive method for determining the effective lymphatic pumping pressure in rats using near-infrared imaging. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 306 (5), R281-R290 (2014).
  34. Proulx, S. T., et al. Use of a PEG-conjugated bright near-infrared dye for functional imaging of rerouting of tumor lymphatic drainage after sentinel lymph node metastasis. Biomaterials. 34 (21), 5128-5137 (2013).
  35. Kwon, S., Sevick-Muraca, E. M. Noninvasive quantitative imaging of lymph function in mice. Lymphat Res Biol. 5 (4), 219-231 (2007).
  36. Zhou, Q., Wood, R., Schwarz, E. M., Wang, Y. J., Xing, L. Near-infrared lymphatic imaging demonstrates the dynamics of lymph flow and lymphangiogenesis during the acute versus chronic phases of arthritis in mice. Arthritis Rheum. 62 (7), 1881-1889 (2010).
  37. Schmid-Schonbein, G., Zweifach, B. Fluid pump mechanisms in initial lymphatics. News Physiol Sci. 9, 67-71 (1994).
  38. Schmid-Schonbein, G. W. Mechanisms causing initial lymphatics to expand and compress to promote lymph flow. Arch Histol Cytol. 53 (Suppl), 107-114 (1990).
  39. Hughes, G. W., Moore, J. P., Lord, R. N. Barosensory vessel mechanics and the vascular sympathetic baroreflex: Impact on blood pressure homeostasis. Exp Physiol. 108 (10), 1245-1249 (2023).
  40. Blokina, I., et al. Photobiomodulation under Electroencephalographic Controls of Sleep for Stimulation of Lymphatic Removal of Toxins from Mouse Brain. J Vis Exp. (208), e67035(2024).
  41. Dixon, J. B., Zawieja, D. C., Gashev, A. A., Cote, G. L. Measuring microlymphatic flow using fast video microscopy. J Biomed Opt. 10, 064016(2005).
  42. Terskov, A., et al. Age as a limiting factor for effectiveness of photostimulation of brain drainage and cognitive functions. Front Optoelectron. 31 (3), 6(2025).
  43. Blivet, G., Relano-Gines, A., Wachtel, M., Touchon, J. A randomized, double-blind, and sham-controlled trial of an innovative brain-gut photobiomodulation therapy: safety and patient compliance. J Alzheimers Dis. 90 (2), 811-822 (2022).
  44. Herkes, G., et al. A novel transcranial photobiomodulation device to address motor signs of Parkinson's disease: a parallel randomised feasibility study. EClinicalMedicine. 66 (1), 102338(2023).
  45. Bullock-Saxton, J., Lehn, A., Laakso, E. L. Exploring the effect of combined transcranial and intra-oral photobiomodulation therapy over a four-week period on physical and cognitive outcome measures for people with Parkinson's disease: a randomized double-blind placebo-controlled pilot study. J Alzheimers Dis. 83 (4), 1499-1512 (2021).
  46. Lee, T. L., Chan, A. S. Photobiomodulation may enhance cognitive efficiency in older adults: a functional near-infrared spectroscopy study. Front Aging Neurosci. 20 (6), 1-10 (2023).
  47. Cardoso, F. S., et al. Effects of chronic photobiomodulation with transcranial near-infrared laser on brain metabolomics of young and aged rats. Mol Neurobiol. 58 (5), 2256-2268 (2021).
  48. Hosseini, L., et al. Effect of transcranial near-infrared photobiomodulation on cognitive outcomes in D-galactose/AlCl3-induced brain aging in BALB/c mice. Lasers Med Sci. 37 (3), 1787-1798 (2022).
  49. Lutfy, R. H., Essawy, A. E., Mohammed, H. S., Shakweer, M. M., Salam, S. A. Transcranial irradiation mitigates paradoxical sleep deprivation effect in an age-dependent manner: role of BDNF and GLP-1. Neurochem Res. 49 (4), 919-934 (2024).
  50. Bohlen, H. G., Gasheva, O. Y., Zawieja, D. C. Nitric oxide formation by lymphatic bulb and valves is a major regulatory component of lymphatic pumping. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 301 (5), H1897-H1906 (2011).
  51. Scallan, J. P., Zawieja, S. D., Castorena-Gonzalez, J. A., Davis, M. D. Lymphatic pumping: mechanics, mechanisms and malfunction. J Physiol. 594 (20), 5749-5768 (2016).
  52. Aspelund, A., et al. A dural lymphatic vascular system that drains brain interstitial fluid and macromolecules. J Exp Med. 212 (7), 991-999 (2015).
  53. Louveau, A., et al. Structural and functional features of central nervous system lymphatic vessels. Nature. 523 (7560), 337-341 (2015).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

in vivo

Похожие статьи