Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Циклическая вольтамметрия быстрого сканирования для экс виво записи высвобождения дофамина

490 просмотров

⸱

DOI:

10.3791/69790

⸱

17 марта 2026 г.

 ,  , 
1Department of Clinical and Biomedical Sciences, University of Exeter Medical School, Hatherly Laboratories

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

Циклическая вольтамметрия быстрого сканирования (FCV) измеряет быструю динамику дофамина с разрешением до секунды с помощью микроэлектродов из углеродного волокна. Этот протокол описывает FCV в острых срезах мозга мышей, включая изготовление электродов, подготовку срезов, калибровку и анализы на основе стимуляции для изучения того, как холинергические интернейроны регулируют выброс стриатального дофамина в физиологических условиях.

Аннотация

Циклическая вольтамметрия быстрого сканирования (FCV) — это электрохимический метод, позволяющий в реальном времени обнаруживать окисляемые нейромедиаторы, включая дофамин (DA), норадреналин и серотонин, с временным разрешением менее секунды. Применяя быстро сканирующуюся треугольную форму напряжения к микроэлектроду из углеродного волокна, FCV позволяет с высокой временной точностью измерять быстрые, временные изменения концентраций внеклеточных нейротрансмиттеров. Это делает FCV особенно подходящим для записи быстрых нейромодуляторных сигнальных событий. В этой статье описывается применение FCV для измерения вызванного выделения DA в ex vivo срезах мозга мышиного мозга. Протокол описывает основные этапы изготовления микроэлектродов из углеродного волокна, острой подготовки срезов мозга, кондиционирования электродов, сбора данных и пост-хок калибровки для преобразования сигналов тока в абсолютные концентрации DA. Используя антагонист селективного β2-содержащего никотинового ацетилхолинового рецептора (nAChR) дигидро-β-эритроидина (DHβE), мы демонстрируем, что активность nAChR оказывает мощное модуляторное влияние на стриатальное высвобождение DA. В совокупности эта работа выделяет FCV как мощный подход для исследования передачи моноаминов через регионы мозга.

Введение

Циклическая вольтамметрия быстрого сканирования (FCV) — это электрохимический метод, разработанный для мониторинга быстрых колебаний электроактивныхнейротрансмиттеров 1. В отличие от традиционной циклической вольтамметрии, которая использует медленные частотысканирования 1, FCV применяет треугольную потенциальную сигнальную форму с гораздо более высокой скоростью сканирования (обычно 400 В/с) через микроэлектрод из углеродного волокна в микрометре, что позволяет измерять субсекундную концентрациюнейромедиатора 2. Эти высокие скорости сканирования создают большой, но стабильный фоновый зарядный ток, который можно цифровым образом вычитать для выделения фарадаических токов, возникающих в результате окисления и восстановлениянейромедиаторов 2,3.

FCV позволяет в реальном времени измерять концентрацию внеклеточных нейромедиаторов в определённых областях мозга, обеспечивая высокое временное разрешение и умеренную химическуюселективность 4. Эти особенности делают FCV отлично подходящим для изучения быстрых нейрохимических сигналов как in vivo, так и ex vivo препаратов, включая свободно движущихся или анестезируемых животных и острые срезымозга 5,6,7. Этот метод имеет несколько преимуществ: (1) контролируемые протоколы стимуляции могут использоваться для вызова определённых дофаминергических реакций; (2) малый диаметр микроэлектродов из углеродного волокна минимизирует повреждение тканей и позволяет точные пространственные записи; (3) FCV высокосовместима с фармакологическими манипуляциями, что позволяет эффективно исследовать кинетику высвобождения моноаминов и его поглощение; и (4) сочетание химической селективности и высокого временного разрешения обеспечивает лучшее обнаружение по сравнению с другими электрохимическими методами, такими как амперометрия, и методами отбора проб, такими как микродиализ, которые часто не хватают скорости для захвата быстрых временных событий нейромедиатора или сталкиваются с трудностями при выявлении и количественной оценке конкретныхмолекул 5.

Дофамин (ДА) — ключевой нейромодулятор, отвечающий за вознаграждение, мотивацию, моторный контроль и множество аспектов обучения и памяти, характеризующийся быстрой и временной динамикойвысвобождения 8. В FCV треугольная форма напряжения, обычно с диапазоном от -0,4 В до +1,2 В, многократно прикладывается к микроэлектроду из углеродного волокна. Во время анодического (вверх) сканирования DA возле поверхности электрода окисляется примерно при +0,6 В, высвобождая два электрона и образуя дофамин-о-хинон. Во время катодного (нисходящего) сканирования это соединение восстанавливается обратно до DA при -0,2 В, поглощая дваэлектрона 9. Полученный сигнатура ток-напряжение позволяет точно обнаруживать и количественно оценивать быстрое высвобождение и зазор DA с высоким пространственным и временным разрешением, выявляя секундные колебания внеклеточных уровней DA. В наших экспериментах записи FCV собирались на частоте 10 Гц в течение 15-30 секунд, что было достаточно для фиксации выделения DA, вызванного электрической стимуляцией.

Внутри стриатума высвобождение DA строго регулируется локальными холинергическими интернейронами (ChIs). Хотя ChIs составляют лишь ~1%–2% стриатальных нейронов, они активно арборизируются и имеют сильный контроль над дофаминергическими аксонами через аксоаксоническиевзаимодействия 10,11. Это правило, вероятно, сыграет ключевую роль в стриатальном обучении. Во время обучения нейроны среднего мозга проявляют фазовое возбуждение в ответ на вознаграждения или сигналы предсказаниявознаграждения 12, тогда как ChIs демонстрируют высокосинхронизированный многофазный паттерн возбуждения-паузы-отскока13. Временное совпадение между паузой ChI и фазовой активностью DA дополнительно подчёркивает важность ChI-опосредованной регуляции выделения DA через никотиновые ацетилхолиновые рецепторы (nAChRs)14,15. Помимо регулирования высвобождения DA, это временное совпадение оказалось необходимым для индукции синаптической пластичности, связанной с обучением, встриатум-16, что подчеркивает важность уточнения взаимодействий между сигналами ChIs и DA в этой цепи.

ChIs влияют на высвобождение DA как минимум двумя разными механизмами. Во-первых, синхронная активация ChIs может вызывать быстрое, кратковременное высвобождение DA, которое происходит независимо от дофаминергического соматического возбуждения через активацию nAChR на DAаксонах 17,18,19. Эта форма высвобождения аксонального DA, вероятно, опосредована генерацией экстремальных потенциалов внематочного действия ваксонах DA 17. Во-вторых, активация ChI может глубоко подавлять последующее высвобождение DA, предотвращая деполяризацию аксоновDA 20. Примечательно, что это подавление происходит с очень короткой латентностью и может быть вызвано относительно низким уровнем активности ChI, которые сами по себе не вызывают обнаруживаемого высвобождения DA, что говорит о том, что активация nAChR более эффективна для подавления продолжающегося высвобождения DA, чем вызывает выброс DA. Таким образом, эти факторы указывают на то, что ChIs может оказывать общее подавляющее влияние на высвобождение ДА в физиологических условиях. Однако на более тонком пространственном уровне ChIs может локально способствовать высвобождению аксональных аксонов DA.

В совокупности эти результаты подчёркивают тонко налаженную регуляторную роль ChIs в контроле стриатальногоDA-сигнала 20. FCV предоставляет мощный подход для анализа этих взаимодействий Chl-DA, поскольку высокое временное разрешение позволяет точно измерять как облегчающие, так и подавляющие эффекты активности ChI на выделение DA.

В этой статье изложены основные процедуры изготовления микроэлектродов из углеродного волокна и измерения концентраций вызванных внеклеточных ДА с использованием препаратов FCV in ex vivo .

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все процедуры с животными были одобрены Советом по благополучию животных и этическому обзору Университета Эксетера и проводились по лицензии Министерства внутренних дел [PP262252]. Реагенты и используемое оборудование перечислены в Таблице материалов.

1. Подготовка микроэлектродов из углеродного волокна

  1. Наполните чистый стеклянный контейнер ацетоном. Полностью погрузите стеклянные капилляры в ацетон, убедившись, что каждый капилляр заполнен.
  2. С помощью пинцета вставьте одно углеродное волокно в капилляр, наполненный ацетоном. Удалите капилляры из ацетона и дайте им полностью высохнуть на воздухе.
  3. Загрузите высохшую капиллярную трубку в вертикальный микроэлектродный вытягиватель, размещая середину трубки на линии с нагревательной нитью.
  4. Активируйте вытягиватель и установите уровень нагревателя на 58,1, чтобы получить два электрода из углеродного волокна из одной капиллярной трубки. Соберите вытянутые электроды для обрезания.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Нет универсальных настроек для температуры нагрева или силы натяжения. Эти параметры различаются в зависимости от прибора и должны оптимизироваться методом проб и ошибок для каждой лабораторной установки.
  5. Поместите вытянутый электрод под микроскопом с прицелом 10×. С помощью скальпеля обрежьте кончик волокна до длины ~100 мкм (рисунок 1A).
  6. Снимите примерно 1 см изоляции с каждого конца проводного провода. Нанесите тонкий слой проводящих серебристых чернил на один открытый конец.
  7. Вставьте серебристый конец провода в заднюю часть электрода из углеродного волокна, обеспечив прочный контакт между проводом и волокном. Запечатайте соединение суперклеем и дайте ему полностью высохнуть.

2. Подготовка растворов

  1. Приготовьте раствор для резки на основе сахарозы.
    1. Для приготовления 1 л резящего раствора на основе сахарозы (pH 7,4, ~300 мОсм/л) растворите следующие компоненты (в мМ): 85 NaCl, 25NaHCO 3, 2,5 KCl, 1,252PO4, 7 MgCl2, 10 глюкозы и 65 сахарозы.
    2. Перелейте 200 мл раствора на основе сахарозы в чистую бутылку. Добавьте 200 мкл 1 М CaCl2· H2O, чтобы достичь конечной концентрацииCaCl 2 в 1 мМ. Пузырьте раствор с газовой смесью 95%O2 / 5%CO2 не менее чем за 30 минут до использования.
  2. Подготовьте искусственную спинномозговую жидкость (aCSF, pH 7,4, 300 мОм/л) для записи.
    1. Приготовьте раствор с запасом 10× aCSF, растворив следующее в 1 л дистиллированной воды: 1300 мМ NaCl, 250 мМNaHCO 3, 25 мМ KCl и 12,5 мМ2PO4. Храните бульонный раствор при 4 °C.
    2. Для подготовки 1× aCSF объедините 100 мл раствора с 10× aCSF с 52 мл 0,5 мNaHCO 3. Разведите смесь до 1 л дистиллированной водой. Добавьте 2 мл 1 M CaCl2· H2O для получения конечной концентрации 2 мМ CaCl2. Пузырьте раствор с 95%O2/5%CO2 минимум за 30 минут до использования.
  3. Подготовьте стандартный раствор на 2,5 мМ DA для калибровки
    1. Приготовьте 0,1 мМ соляной кислоты, разбавляя 20 мкл соляной кислоты 0,1 М в 20 мл дистиллированной воды. Тщательно перемешайте для полного разбавления.
    2. Взвесьте 9,48 мг порошка гидрохлорида DA и растворите его в соляной кислоте 0,1 мм, подготовленной выше, чтобы получить окончательную концентрацию 2,5 мм. Храните раствор при 4 °C и защищайте его от света, чтобы предотвратить окисление.

3. Подготовка срезов мозга

  1. Усыпить животных, затем быстро извлечь мозг и немедленно перевести его в ледяной раствор на основе сахарозы.
  2. Закрепите мозг на платформе вибратома и вырежьте корональные срезы диаметром 300 мкм от +1,5 мм до +0,5 мм относительно брегмы со скоростью резания 0,34 мм/с.
  3. Перенесите срезы в камеру с accf с температурой 32 °C. Инкубировать ломтики 30-40 минут.
  4. После восстановления сохраняйте ломтики при комнатной температуре в непрерывно насыщенном кислородом ЦСФ до дальнейшего использования.

4. Установка рига и кондиционирование электродов

  1. Включите систему перфузии. Пропустите всю установку дистиллированной водой минимум 10 минут. Включите систему отопления и установите температуру на 32 °C.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что датчик температуры полностью погружен в раствор перед включением обогревателя.
  2. Включите программное обеспечение генератора стимулов, камеру, микроманипулятор и фоновое освещение микроскопа.
  3. Откройте программное обеспечение HDCV для сбора данных FCV. Настройте параметры напряжения на треугольную форму сигнала с диапазоном от -0,4 В до +1,2 В при скорости сканирования 400 В/с, приложенную на 10 Гц.
  4. Разместите мозговой срез в центр камеры срезов и закрепите его арфой.
  5. С помощью микроманипулятора подведите кончик электрода в поле зрения микроскопа.
  6. Проверьте наконечник электрода под микроскопом, чтобы убедиться, что он целый и не сломан.
  7. Начните сбор данных и проверьте график ток-напряжение.
  8. Кондиционируйте новый электрод, помещая его в кортикальную ткань и запуская треугольную волновую форму цикла не менее 30 минут перед записью.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Правильная циклическая вольтаммограмма должна показывать характерную кривую зарядки (рисунок 1B). Замените электрод, если вольтаммограмма искажена (рисунок 1C-E) или если фоновый ток нестабилен. Если нестабильность сохраняется, проверьте заземляющее соединение.

5. Измерение концентрации внеклеточного ДА

  1. Используя микроманипулятор, переместите записывающий электрод из места кондиционирования в целевой запись внутри мозгового среза.
  2. Разместить концентрический биполярный стимулирующий электрод в нужном месте записи. Разместите записывающий электрод примерно на расстоянии 50 мкм от электрода стимуляции (рисунок 2A,B).
  3. Обеспечить одноимпульсную электрическую стимуляцию при 0,65 мА с шириной импульса 200 мкм и межстимульным интервалом 150 с. Проверьте, что пики окисления и восстановления происходят при ожидаемых напряжениях (рисунок 2C) и что транзиент DA демонстрирует типичную кинетику высвобождения и зазора (рисунок 2D).
  4. Запишите 10 базовых сигналов DA и просмотрите последние три трассы базовой линии. Подтвердите, что вариации между этими сигналами менее 5%.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Если амплитуда сигнала низкая или продолжает снижаться, проверьте подачу карбогена, температурную стабильность, а также осмолярность и pH aCSF.
  5. Подавайте импульсы стимуляции с помощью псевдорандомизированной последовательности, включающей как одноимпульсные (1p), так и четырёхимпульсные (4p, 100 Гц) парадигмы.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Стимуляция 4p 100 Гц имитирует естественное высокочастотное возбуждение нейроновDA 11 и часто используется для оценки максимальной величины депрессии, зависящей от ChI, которая возникает примерно через 7-8 мс после активацииChI 20. Чередуйте паттерны стимуляции на протяжении всей записи для минимизации смещения последовательностей.
  6. Растворите желаемый фармакологический агент в accf и пузырьте раствор с 95%O2/5%CO2 не менее 10 минут.
  7. Нанести препарат в ванную камеру и инкубировать до достижения полного фармакологического эффекта (например, 10–15 минут для DHβE). Повторяйте процедуры стимуляции и записи в условиях лечения наркотиками.

6. Калибровка

  1. Приготовьте калибровочный раствор на 2 мкм DA, разбавляя 20 мкл из 2,5 мМ DA в 25 мл оксигенированного aCSF.
  2. Разместите электрод возле входа. Настройте фокус микроскопа, чтобы чётко визуализировать верхние и нижние края входа. Перефокусируйтесь на центре впускной трубки и отрегулируйте микроманипулятор (поднимай или опускайте), пока кончик электрода не станет чётко виден.
  3. Перфузируйте электрод с насыщенным кислородом aCSF с высокой скоростью потока примерно в течение 10 секунд, чтобы промыть поверхность электрода. Во время наблюдения за переключателем под микроскопом измените линию перфузии с aCSF на раствор калибровки DA.
  4. Поддерживайте перфузию раствором ДА в течение 30-60 секунд. Переключите трубку обратно на aCSF и продолжайте перфузию, чтобы промыть DA. Повторите всю процедуру калибровки три раза.
  5. Рассчитайте коэффициент калибровки (nA/μM), используя средний ток (ΔI) из трёх приложений DA (рисунок 2E). Для каждого применения вычислите ΔI с помощью ΔI = I DApeak− I DAbase. Усредняйте значения ΔI и делите на известную концентрацию DA (2 мкм), чтобы получить коэффициент калибровки электрода.
  6. Помечайте электрод датой эксперимента и сохраняйте все файлы калибровочных данных для будущего использования.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Каждый записывающий электрод калибровывается в конце экспериментального дня и не используется повторно для последующих записей для обеспечения оптимальной чувствительности и точности.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Амплитуды выпуска DA количественно измерялись на основе фоновых записей FCV. Для каждого исследования фоновый сигнал генерировался с помощью среднего пяти стабильных предстимуляционных вольтаммограмм, что позволяло чётко выделить пик окисления. Высвобождение DA измерялось как пиковый ток окисления примерно при +0,6 В. В конце каждого эксперимента электроды калибровались, а пиковые токи окисления преобразовывались в концентрации DA с помощью чувствительного фактора чувствительности, специ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Этот протокол описывает основные процедуры измерения вызванного высвобождения ДА с помощью FCV в острых срезах мозга мыши и предоставляет комплексное руководство по основному рабочему процессу. Помимо специфических для DA-приложений, FCV также может использоваться для обнаружения других нейромедиаторов, таких как норадреналин и серотонин, как ex vivo, так и in vivoпрепараты 21, 22, 2...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Янь-Фэн Чжан — основатель Oxbio.

Благодарности

Эта работа была профинансирована грантом (SBF009\1125) от премии Springboard Академии медицинских наук при поддержке Британского фонда сердца, Diabetes UK, Государственного департамента науки, инноваций и технологий (DSIT) и Wellcome to Y. -F. Z.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
АцетонСигма-Олдрич534064-500 мл
Хлорид кальцияСигма-Олдрич21115-100 млРешение на 1M
Углеродное волокноГудфеллоу Кембридж ЛимитедLS596012 Розыск
Концентрический биполярный электродFHC300197Стимульный электрод
Дигидро- и бета-эритроидин гидробромидTocris Biosciences12A/295293
Дофамин HClapexbtB1482
Система потенциостата быстрого циклического вольтаметрического сканированияWaveNeuroAF01FSCV1
Стеклянные капилляры Аппаратура ГарвардаGC200F-10
ГлюкозаСигма-ОлдричSLCQ7550
Галогенное питаниеOlympus TH4
Изолированный стимулятор токаDigitimerDS3
Гексагират хлорида магнияСигма-ОлдричM2670
Multicore Cable Multicomp Pro3372784
Перхлорная кислотаФишерская наукаUN29200,1 млн в ледниковой уксусной кислоте
Перистальтические насосыGilson MINIPLUS 3
Хлорид калияСигма-ОлдричP9541
Прайм BSI ЭкспрессTeledyne01-ПРОСТОЕ BSI-EXP
Серебряная проводящая краскаКомпоненты RSRS 186-3600
Ссылка на серебро/серебряный хлоридWorld Precision Instruments0226EЭталонный электрод
SliceScopeScientificaPro 2000
Бикарбонат натрияСигма-ОлдричS5761
Хлорид натрияФишерская наука2402665
Монобазовый натрий фосфатСигма-ОлдричS5011
Генератор стимуловМногоканальные системыSTG5 
СахарозаМиллипор84100
Вертикальный вытягиватель микроэлектродов и bbsp;НарисигэPC-100

Ссылки

  1. Roberts, J. G., Sombers, L. A. Fast-scan cyclic voltammetry: Chemical sensing in the brain and beyond. Anal Chem. 90 (1), 490-504 (2018).
  2. Venton, B. J., Cao, Q. Fundamentals of fast-scan cyclic voltammetry for dopamine detection. Analyst. 145 (4), 1158-1168 (2020).
  3. Movassaghi, C. S., et al. Maximizing electrochemical information: A perspective on background-inclusive fast voltammetry. Anal Chem. 96 (16), 6097-6105 (2024).
  4. Zhao, S., Piatkevich, K. D. Techniques for in vivo serotonin detection in the brain: State of the art. J Neurochem. 166 (3), 453-480 (2023).
  5. Rodeberg, N. T., Sandberg, S. G., Johnson, J. A., Phillips, P. E. M., Wightman, R. M. Hitchhiker's guide to voltammetry: Acute and chronic electrodes for in vivo fast-scan cyclic voltammetry. ACS Chem Neurosci. 8 (2), 221-234 (2017).
  6. Wickham, R. J., Park, J., Nunes, E. J., Addy, N. A. Examination of rapid dopamine dynamics with fast scan cyclic voltammetry during intra-oral tastant administration in awake rats. J Vis Exp. (102), e52468(2015).
  7. Maina, F. K., Khalid, M., Apawu, A. K., Mathews, T. A. Presynaptic dopamine dynamics in striatal brain slices with fast-scan cyclic voltammetry. J Vis Exp. (59), e3464(2012).
  8. Klein, M. O., et al. Dopamine: Functions, signaling, and association with neurological diseases. Cell Mol Neurobiol. 39 (1), 31-59 (2019).
  9. Clark, P. J., España, R. A. In dopaminergic system function and dysfunction: Experimental approaches. Fuentealba-Evans, J. A., Henny, P. , Springer US. New York, NY. 249-281 (2023).
  10. Zhang, Y. -F., Cragg, S. J. Pauses in striatal cholinergic interneurons: What is revealed by their common themes and variations. Front Syst Neurosci. 11, 80(2017).
  11. Rice, M. E., Cragg, S. J. Nicotine amplifies reward-related dopamine signals in striatum. Nat Neurosci. 7 (6), 583-584 (2004).
  12. Schultz, W., Dayan, P., Montague, P. R. A neural substrate of prediction and reward. Science. 275 (5306), 1593-1599 (1997).
  13. Aosaki, T., et al. Responses of tonically active neurons in the primate's striatum undergo systematic changes during behavioral sensorimotor conditioning. J Neurosci. 14 (6), 3969-3984 (1994).
  14. Joshua, M., Adler, A., Mitelman, R., Vaadia, E., Bergman, H. Midbrain dopaminergic neurons and striatal cholinergic interneurons encode the difference between reward and aversive events at different epochs of probabilistic classical conditioning trials. J Neurosci. 28 (45), 11673-11684 (2008).
  15. Morris, G., Arkadir, D., Nevet, A., Vaadia, E., Bergman, H. Coincident but distinct messages of midbrain dopamine and striatal tonically active neurons. Neuron. 43 (1), 133-143 (2004).
  16. Reynolds, J. N. J., et al. Coincidence of cholinergic pauses, dopaminergic activation and depolarisation of spiny projection neurons drives synaptic plasticity in the striatum. Nat Commun. 13 (1), 1296(2022).
  17. Liu, C., et al. An action potential initiation mechanism in distal axons for the control of dopamine release. Science. 375 (6587), 1378-1385 (2022).
  18. Threlfell, S., et al. Striatal dopamine release is triggered by synchronized activity in cholinergic interneurons. Neuron. 75 (1), 58-64 (2012).
  19. Cachope, R., et al. Selective activation of cholinergic interneurons enhances accumbal phasic dopamine release: Setting the tone for reward processing. Cell Rep. 2 (1), 33-41 (2012).
  20. Zhang, Y. -F., et al. An axonal brake on striatal dopamine output by cholinergic interneurons. Nat Neurosci. 28 (4), 783-794 (2025).
  21. Nguyen, M. D., Venton, B. J. Fast-scan cyclic voltammetry for the characterization of rapid adenosine release. Comput Struct Biotechnol J. 13, 47-54 (2015).
  22. Dunham, K. E., Venton, B. J. Improving serotonin fast-scan cyclic voltammetry detection: New waveforms to reduce electrode fouling. Analyst. 145 (22), 7437-7446 (2020).
  23. Rafi, H., Zestos, A. G. Recent advances in FSCV detection of neurochemicals via waveform and carbon microelectrode modification. J Electrochem Soc. 168 (5), 057520(2021).
  24. Salinas, A. G., et al. Distinct sub-second dopamine signaling in dorsolateral striatum measured by a genetically-encoded fluorescent sensor. Nat Commun. 14 (1), 5915(2023).
  25. Schmidt, K. T., McElligott, Z. A. Dissecting the catecholamines: How new approaches will facilitate the distinction between noradrenergic and dopaminergic systems. ACS Chem Neurosci. 10 (4), 1872-1874 (2019).
  26. Farassat, N., et al. In vivo functional diversity of midbrain dopamine neurons within identified axonal projections. Elife. 8, 48408(2019).
  27. John, C. E., Jones, S. R. In electrochemical methods for neuroscience. Michael, A. C., Borland, L. M. , CRC Press/Taylor & Francis Taylor & Francis Group, LLC. Boca Raton. (2007).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Больше статей

Углеродный микроэлектродподготовка срезов мозгадетектирование нейромедиаторовкондиционирование электродасбор данныхмоноаминовая передачаникотиновый ацетилхолиновый рецептор

Эта статья была опубликована

Видео скоро будет доступно

Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.