Методическая статья

Модель атеросклероза у мышей, вызванная как частичной связкой сонной артерии, так и гиперэкспрессией PCSK9

550 просмотров

⸱

DOI:

10.3791/69862

⸱

27 февраля 2026 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Vascular Surgery, Peking Union Medical College Hospital, Chinese Academy of Medical Sciences & Peking Union Medical College, 2State Key Laboratory of Complex, Severe, and Rare Diseases, Department of Pathophysiology, Institute of Basic Medical Sciences, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 3Qinghai Cardio-Cerebrovascular Specialty Hospital, Qinghai High Altitude Medical Research Institute, 4Research Center of High Altitude Medicine

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

Воспроизводимая модель мыши индуцирует атеросклероз сонной артерии, комбинируя вирус PCSK9 , ассоциированный с аденокислотой (PCSK9-AAV) и гиперхолестеринемию, опосредованную высоким содержанием жира, и частичную лигирование левой сонной артерии (PCL), повторяя человеческую патофизиологию. Это позволяет быстро индукцировать атеросклеротические поражения, похожие на человека, у диких мышей без геномного редактирования, предоставляя стандартизированный инструмент для облегчения исследований атеросклероза сонной артерии.

Аннотация

Отсутствие быстрых, воспроизводимых моделей атеросклероза, специфического для сонной артерии, у мышей дикого типа, ограничивает трансляционные исследования биологии бляшек и методов терапии. Этот протокол описывает негеномно отредактированный, но экономичный по времени метод индуцирования воспроизводимого атеросклероза сонной артерии у мышей C57BL/6 путём сочетания переэкспрессии PCSK9, опосредованного адено-ассоциированным вирусом (AAV), атерогенной диеты с высоким содержанием жиров и частичной перевязки левой сонной артерии (PCL). Цель — создать стандартизированный рабочий процесс, воспроизводящий ключевые патофизиологические особенности заболевания сонной артерии человека — гиперлипидемии и нарушений течения — без необходимости генетически модифицированных животных. Методы включают дозировку и введение PCSK9-AAV, периоперационную подготовку, поэтапную хирургическую перевязку левой сонной артерии, послеоперационный уход, диету, сбор тканей и гистологическую оценку, включая окрашивание Oil Red O и Verhoeff-Van Gieson. Результаты показывают повышенный уровень циркулирующего холестерина и низкоплотных липопротеинов по сравнению с эталонными значениями. Выраженные атеросклеротические бляшки развиваются в левой лигированной сонной артерии, с значительно увеличенным количеством липидов и значительным утолщением артериальной интимной среды по сравнению с правой нелигированной контрольной артерией. Этот стандартизированный протокол повышает воспроизводимость и доступность для исследователей, изучающих образование, прогрессирование сонных бляшек, стратегии вмешательства, а также облегчает межлабораторное сравнение экспериментальных методов.

Введение

Сердечно-сосудистые заболевания (ССЗ) остаются ведущей причиной глобальной смертности, при этом атеросклероз служит их общей патологическойосновой 1. Сонная артерия является критическим участком для атеросклеротических поражений; Изучение атеросклероза сонной артериды важно для понимания патогенеза ССЗ и разработки терапевтическихстратегий 2. Животные модели являются незаменимыми инструментами для исследований атеросклероза in vivo , однако существующие модели часто имеют ограничения с точки зрения удобства и способности воспроизводить человеческие патофизиологические особенности.

По сравнению с атеросклерозом в других артериальных участках (например, аорта, бедренная артерия), формирование атеросклероза сонной артерии сильнее зависит от гемодинамики. Сонная артерия испытывает высокое сдвиговое напряжение (10-15 дин/см², диний на квадратный сантиметр), уступая только коронарной артерии (6-45 дин/см²)3. Особенно в бифуркации сонной артерии происходит вихревой поток, который характеризуется нарушенным, колебальным сдвиговым напряжением. Эта аномальная гемодинамическая среда вызывает устойчивую провоспалительную активацию местных эндотелиальных клеток, характеризующуюся повышенной экспрессией адгезионных молекул и хемокинов, способствующих рекрутации моноцитов и инициацииатеросклероза 3. Кроме того, атеросклеротические поражения человека с высоким риском характеризуются степенью стеноза свыше 70%, что определяется как процентное уменьшение диаметра света, вызванноебляшкой 4. Поэтому важны модели животных, способные вызывать тяжёлый атеросклеротический стеноз.

Модель частичной связки сонной артерии (PCL) — это модель атеросклероза, вызванная стойкими нарушениями кровотока, которая обладает преимуществами короткого времени моделирования и тяжёлыхпоражений 5. Аполипопротеин E (ApoE) — ключевой белок, участвующий в метаболизме и очищении циркулирующего холестерина и липопротеинов, богатых триглицеридами, играя ключевую роль в поддержании гомеостаза липидов плазмы. Однако традиционная модель PCL, использующая мышей ApoE-knockout (ApoE⁻/⁻), сложна и дорогостоящая для создания5. Когда требуется нокаут гена-мишени, требуется двойное нокаут (как целевой гена, так и ApoE), что ещё больше усложняет процесс моделирования. В отличие от этого, при использовании только мышей дикого типа C57BL/6 для лечения PCL, модель отсутствует гиперхолестеринемия, являющаяся основным фактором риска человеческого атеросклероза, и редко формирует заметные атеросклеротические поражения, богатыелипидами, 6,7. Другие модели, такие как мыши ApoE⁻/⁻ или LDLR-knockout (LDLR⁻/⁻), получающие высокожировую диету (HFD), широко используются в исследованиях атеросклероза для изучения атеросклероза аорты. Тем не менее, эти модели не учитывают эффект нарушения кровотока и не могут вызвать тяжёлый атеросклероз за короткий промежуток времени. Предыдущие исследования показали, что после 3 месяцев кормления HFD у мышей ApoE⁻/⁻ или LDLR⁻/⁻ развиваются лишь лёгкие атеросклеротические бляшки в области аорты или брахиоцефальной артерии, тогда как явных поражений бляшек не образуется в сонныхартериях 8,9.

Пропротеин конвертаза субтилизин/кексин типа 9 (PCSK9) является ключевым регулятором метаболизма холестерина липопротеинов низкой плотности (ЛПНП-C): он способствует деградации рецепторов ЛПНПН, тем самым повышая уровень ЛПНП-C всыворотке 10. Рекомбинантный аденоассоциированный вирус, экспрессирующий PCSK9 (PCSK9-AAV), обеспечивает контролируемую дозу гиперхолестеринемию у мышей WT без необходимости генетическихмодификаций 11. Сочетание гиперхолестеринемии, вызванной PCSK9-AAV, HFD (который дополнительно усугубляет нарушения липидного метаболизма) и PCL (вызывающего локальные гемодинамические нарушения), позволяет построить животную модель, включающую два ключевых фактора риска человеческого атеросклероза: гиперхолестеринемию и нарушение течения.

Опираясь на предыдущие достиженияисследований 12, этот протокол устанавливает стандартизированный метод индуцирования атеросклероза сонной артерии у мышей C57BL/6. По сравнению с существующими модельными протоколами, он обладает тремя ключевыми преимуществами: (1) Патофизиологическая значимость: одновременно рекапитуляция гиперхолестеринемии и нарушения течения, приводящие к поражениям сонной артерии, проявляющему признаки, схожие с атеросклерозом средней и поздней стадии человека; (2) Воспроизводимость: Детальная параметризация дозировки AAV, хирургических процедур и контроля рациона снижает межлабораторную вариабельность; (3) Своевременность: Общий период моделирования составляет 5 недель, что значительно сокращает срок создания модели.

Этот протокол подходит для исследователей, изучающих биологию сосудистых стенок, оценивающих эффективность антиатеросклеротических препаратов и изучающих взаимодействие между гемодинамикой и липидным метаболизмом при атеросклерозе. Примечательно, что этот протокол является моделью, ориентированной на сонную артерию, которая не может полностью воспроизвести все аспекты системных факторов риска атеросклероза у человека, включая, но не ограничиваясь, курением, сахарным диабетом, гипертонией и ожирением. Ниже приведено пошаговое руководство по установлению модели и оценке поражений.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все процедуры были одобрены Комитетом по этике животных Комитета по этике экспериментов на животных при Медицинском колледже Пекинского союза (ACUC-A02-2024-006) и соответствуют Руководству по уходу и использованию лабораторных животных.

1. Экспериментальная подготовка животных

  1. Покупайте мужских мышей C57BL/6 в возрасте 6-8 недель (масса тела: 22-25 г).
  2. Домашних мышей в определённой среде без патогенов (SPF) при строго контролируемых условиях: температура (23 ± 1°C), влажность (50 ± 5 %) и 12-часовой цикл свет/темнота (освещение: 07:00–19:00).
  3. Перед экспериментом обеспечьте мышам стандартную пищу (10% жировое соотношение энергии) и стерильную воду с бесплатным доступом к еде и воде на недельный период акклиматизации.

2. Подготовка и администрирование PCSK9 - AAV

ВНИМАНИЕ: Рассматривайте AAV как биобезопасность и проводите все процедуры на соответствующем институциональном уровне биобезопасности (обычно BSL-2). Носите двойные перчатки, защиту для глаз и защитную одежду. Избегайте образования аэрозолей во время обращения. Дезинфицируйте материалы, заражённые AAV, соответствующими дезинфицирующими средствами (например, 10% отбеливателем) и следуйте чётко определённым протоколам ответственности и реагирования на инциденты. Все отходы, заражённые вирусом, должны быть инактивированы путём погружения в дезинфицирующие средства с хлором.

  1. Приобретите рекомбинантный PCSK9-AAV (rAAV8-HCRApoE/hAAT-D377Y-mPCSK9).
  2. Проверьте титр AAV с помощью количественного ПЦР в реальном времени, направленного на промотор CMV: конечный титр составил 6,10×10¹³ vg/mL (векторных геномов на миллилитр). Храните AAV при -80°C и избегайте повторяющихся циклов замораживания и оттаивания (≤3 цикла заморозки-оттаивания).
  3. Разморозить AAV на льду 15-20 минут, затем аккуратно перевернуть центрифугу 3-5 раз для смешивания (избежать вихря).
  4. Разбавить PCSK9-AAV стерильным фосфатно-буферным физиологическим раствором (PBS) до конечной концентрации 2×10¹¹¹ vg/200 мкл на мышь.
  5. Введение через инъекцию в хвостовую вену (внутривенное введение): Фиксируйте мышь с помощью держателя для инъекций хвоста мыши с визуализацией вены и медленно введите 200 мкл разбавленной АВ с помощью инсулинового шприца (скорость инъекций: 10 мкл/с). Время инъекции — за неделю до появления ПКЛ (рисунок 1A).

3. Предоперационная подготовка к частичной перевязке сонной артерии

ВНИМАНИЕ: Триброметанол — контролируемый реагент с риском передозировки. Вводите строго в соответствии с весом тела, избегайте повторных инъекций и точно фиксируйте время и объём дозировки. Храните в запертом контейнере и следите, чтобы подготовка и использование выполнялись только обученным персоналом. В случаях подозрения на передозировку начните экстренное управление и задокументируйте происшествие.

  1. Анестезируйте мышей с помощью внутрибрюшинной инъекции (I.P.) триброметанола (2,5% Авертин, 0,18 мл/10 г) до потери рефлекса выпрямления (примерно 2-3 минуты). Затем перенесите мышь на грелку (37 ± 0,5°C). Проверьте эффект анестетика, защемнив пальцы.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Анестезия крайне важна для успешной операции. Чтобы минимизировать риски анестезии, следует избегать множественных инъекций анестезии. Перед началом операции дозировка анестезии должна быть определена исходя из предполагаемой продолжительности операции. Кроме того, длительность операции для каждой мыши рекомендуется составлять <30 минут, чтобы снизить риски, связанные с длительными процедурами.
  2. Во время операции проверяйте частоту дыхания мыши (нормально: 40-60 вдохов/мин) и подошвенный рефлекс, аккуратно щипнув подушечку задней лапы каждые 5 минут.
  3. Тщательно нанесите депиляционный крем на переднюю шейную кожу мыши. Через 2-3 минуты удалите передние шейные волосы ватными палочками и очистите остатки волос обычным физиологическим раствором. Продезинфицируйте открытую кожу 5% повидона-йода трижды.
  4. Проводите операцию в шкафу для биобезопасности в асептической комнате для мышей. Стерилизуйте хирургическое пространство ультрафиолетовым светом для максимального сохранения асепсии и автоклавуйте все металлические инструменты.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Асептическая среда и тщательная дезинфекция необходимы для обеспечения послеоперационной выживаемости и физиологической стабильности мышей.

4. Частичное перевязывание сонной артерии — хирургическая процедура

  1. Сделайте средний разрез (примерно 1,0–1,5 см в длину) на шее мыши стерильными хирургическими ножницами; отделить подкожные ткани и грудно-ключно-сомастовидную мышцу тупыми щипцами, чтобы обнажить левую общую сонную артерию (LCCA).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Операционная зона должна постоянно увлажняться тёплым физиологическим раствором, чтобы предотвратить дополнительные травмы, вызванные высыханием сосудов и тканей.
  2. Грубо отдельте LCCA от блуждающего нерва (расположенного рядом с артерией), чтобы избежать повреждения блуждающего нерва (что может привести к подавлению дыхания).
  3. Рассекать вверх вдоль LCCA для обнажения внутренней сонной артерии (ICA), наружной сонной артерии (ECA), затылочной артерии (OA) и верхней щитовидной артерии (STA) (рисунок 1B).
  4. Используйте 6-0 стерильных шелковых швов для перевязки левой внешней сонной артерии над STA. Затем используйте ещё один стерильный шелковый шов 6-0, чтобы одновременно связать корни ICA и OA.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Избегайте связывания нервов и других окружающих тканей. Полностью блокируйте шунтовый поток ECA/ICA/OA, сохраняя при этом определённую степень ретроградного потока в LCCA. Эффект перевязки оценивается путем наблюдения за состоянием кровотечения/кровотока и пульсации дистальной артерии.
  5. Проверьте наличие кровотечения в месте операции. Если происходит кровотечение, аккуратно прижимайте стерильными ватными палочками в течение 30-60 секунд для достижения гемостаза. Зашивайте кожу тканевым клеем или хирургическим швом.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Избегайте проникновения избыточного клея ткани в подкожную ткань.

5. Уход за постчастичной перевязкой сонной артерии и вмешательство в диетах с высоким содержанием жиров

  1. Введите 0,5 мл тёплого нормального физиологического раствора через внутрибрюшинную инъекцию для замены жидкости после операции.
  2. Облегчить боль с помощью подкожной инъекции мелоксикама (0,1 мг/кг) сразу после операции и через 12 часов после неё.
  3. Поместите мышь в нагретую клетку для восстановления (37°C) до восстановления рефлекса выпрямления (примерно 15-30 минут). В течение 24 часов после операции следите за мышью на наличие аномального поведения (например, вялости, одышки).
  4. Назначьте антибиотики для предотвращения инфекции после операции по рекомендации ветеринаров, например, питьевой воды с антибиотиками в течение 7 дней после операции.
  5. Кормите с помощью западного типа HFD (с соотношением жиров 40% и содержанием холестерина 1,25%) до оценки поражения (4 недели после операции).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Храните HFD при 4°C, чтобы предотвратить окисление жира, и используйте его в течение 2 недель после открытия. Меняйте HFD каждые 2 дня для обеспечения свежести и ежедневно контролируйте потребление мышей пищи (нормальное потребление: примерно 4-5 г на мышь в день). Синхронизация кормления HFD с гиперхолестеринемией, вызванной PCSK9-AAV, максимизирует липидное накопление в сонной артерии; задержка инициации HFD снижает тяжесть поражения.

6. Сбор и обработка образцов

ВНИМАНИЕ: Параформальдегид выделяет токсичные пары. Подготовка, использование и удаление должны выполняться в вытяжке с химическим дымом при ношении соответствующих средств индивидуальной защиты (перчатки, защитные очки и лабораторный халат). Утилизировать отходы с использованием установленных процедур нейтрализации и сбора химических отходов. Фиксативы должны быть нейтрализованы и централизованно собраны в соответствии с институциональными протоколами по утилизации жидких отходов.

ПРИМЕЧАНИЕ: Атеросклеротические образцы человека в данном исследовании были получены у пациентов с стенозом сонной артерии, перенесших эндартерэктомию сонной артерии. Это исследование соответствует Хельсинкской декларации и было одобрено Комиссией по институциональной этике Пекинской медицинской больницы (PUMCH) (No JS-2966). Все участники исследования предоставили письменное информированное согласие.

  1. Через 4 недели после операции анестезируйте мышей с помощью инъекции триброметанола внутрибрюшно.
  2. Проведите двустороннюю торакотомию на анестезиированных мышах и проколите сердце для сбора образцов крови для анализов липидов крови. Затем пропустите левый желудочек 20 мл ледяной PBS, чтобы промыть остатки крови из сосудов со скоростью 3-6 мл/мин. Наблюдайте изменения цвета тканей как визуальный индикатор завершения перфузии.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Если это разрешено этикой или нормативами учреждения, могут использоваться альтернативные методы, если они чётко указаны и выполняются в соответствии с требованиями местного Институционального комитета по уходу и использованию животных (IACUC). Туши животных должны быть сожжены ветеринарной командой учреждения или уполномоченными подрядчиками в соответствии с нормативами по биоотходам или обработаны с помощью утверждённых процедур утилизации биологических опасностей.
  3. Рассекать и изучить сонные артерии вместе с сердцем, изолировать двустороннюю сонную артерию под микроскопом и закрепить её в 4% параформальдегиде (PFA) при 4°C в течение 24 часов.
  4. Перенесите фиксированную сонную артерию в 30% сахарозный раствор (растворённый в PBS) и инкубировать при 4°C в течение 24 часов (до опускания ткани). Внедрить артерию в состав оптимальной температуры резки (OCT) и хранить при -80°C.
  5. Используйте криостат, чтобы вырезать поперечные срезы толщиной 5 мкм левой общей сонной артерии (расположение среза: 1 мм проксимально от места перевязки; температура резки: -20°C ~ -22°C, тонкая настройка с учетом содержания воды в ткани). Используя предварительно охлаждённую мелкую щётку, аккуратно перенесите секцию на стабилизаторную пластину криостата, чтобы она лежала ровно. Держите затвор с поли-L-лизиновым покрытием под почти вертикальным углом и медленно приближайте его к секции.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Этап перфузии критически важен для удаления остаточной части крови; В противном случае это мешает образованию пятен от поражений. Полная артериальная фиксация в течение 30 минут после эвтаназии для сохранения морфологии тканей.

7. Оценка атеросклеротического поражения 1 - Масляное окрашивание красным O

  1. Сушить секции на воздухе при комнатной температуре (20-25 °C) в течение 30 минут; Замачить в 60% изопропаноле на 1 минуту, затем инкубировать в рабочем растворе Oil Red O (разбавленный 3:2 с 60% изопропанолом) при комнатной температуре (20-25 °C) в течение 10 минут.
  2. Дифференцировать путём полного погружения затвора в 60% изопропанол при комнатной температуре в течение ~5-10 секунд с мягким перемешиванием для удаления несвязанного красителя; окрашивание гематоксилином в течение 30 секунд; Промывайте водопроводной водой в течение 5 секунд (чтобы посинить ядра клеток).
  3. Захват срезных изображений с помощью слайд-сканера или оптического микроскопа с увеличением 5x, 10x и 20x; Количественно проанализируйте область липидного накопления с помощью программного обеспечения ImageJ (версия 1.54p) — рассчитайте процент O-положительной площади Oil Red относительно общей интимальной площади.
  4. Процедуры количественной оценки изображения J
    1. Откройте изображение; выберите инструмент Freehand Select, чтобы вручную обвести область intima-media. Перейдите в раздел Analysis > Tools > ROI Manager и нажмите Добавить.
    2. Перейдите в раздел «Изображение> отрегулируйте > цветовой порог цвета; отрегулируйте параметры оттенка и яркости , чтобы соответствовать регионам O-положительного цвета Oil Red. Нажмите «Выбрать», затем добавить в менеджер ROI.
    3. Выберите как intima-media ROI, так и окрашенную ROI, нажмите AND , чтобы получить O-положительную область Oil Red в области intima-media.
    4. Нажмите «Добавить и измерить», чтобы вычислить площади областей intima-media и O-положительных областей Oil Red.
    5. Формула расчёта:
      Масло Red O площадь (%) = (Масло красное O_positive_area / intimal_media_area) × 100

8. Оценка атеросклеротического поражения 2 - Окрашивание Ван Гисона Верхова

  1. Извлечь замороженные срезы с добавлением соединения ОКТ на стеклах.
  2. Погрузите слайды в дистиллированную воду при комнатной температуре (20-25°C) на 10-15 минут с мягким перемешиванием (2-3 раза), чтобы полностью растворить соединение ОКТ.
  3. Сбросьте воду с ОКТ-соединением, затем промыйте участки свежей дистиллированной водой на 2 минуты, чтобы устранить остаточное соединение ОКТ.
  4. Инкубировать срезы в морилке Верхоэффа (содержащей гематоксилин, йод и хлорид железа) при комнатной температуре (20-25°C) в течение 15 минут, аккуратно встряхивая стойку для затвора 2-3 раза во время инкубации, чтобы обеспечить равномерное окрашивание.
  5. Быстро промывайте секции дистиллированной водой дважды, по 10 секунд каждый раз.
  6. Дифференцировать в растворе хлорида железа 2% в течение 30-60 с; Наблюдайте под микроскопом, пока эластичные волокна не станут сине-чёрными, а фон — серым. Промывайте дистиллированной водой дважды, по 1 минуте каждый раз.
  7. Обработайте срезы раствором тиосульфата натрия 5% в течение 1-2 минут для удаления остаточного йода.
  8. Прополосните дистиллированной водой 2 минуты, затем нанесите контрокрашивание морилкой Van Gieson (кислотный фуксин + пикриновая кислота) в течение 5 минут, чтобы окрашить волокна коллагена в ярко-красный цвет.
  9. Дегидрировать последовательно 95% этанолом (дважды, по 1 минуте) и 100% этанолом (два раза, по 1 минуте); прозрачный в ксилоле в течение 5 минут; Секции накрывались с помощью монтажной среды из синтетической смолы.
  10. Захват изображений из секций; Используйте программное обеспечение для цифрового анализа изображений, чтобы измерить толщину интима-медиа или интимную толщину бляшек в четырёх направлениях (передний, задний, левый, правый) с помощью инструмента измерения длины, затем рассчитать среднее значение.
    1. Откройте слайд, приблизитесь к поперечному сечению целевого судна и нажмите на инструмент измерения.
    2. Кликните по внутренней части интимы и внешним краям интимы в переднем, заднем, левом и правом направлениях последовательно и запишите четыре значения толщины.
    3. Рассчитайте среднее значение и запишите измерения.
      Среднее значение = (переднее + заднее + левое + правое) ÷ 4

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Результаты окрашивания маслом Red O показали, что перевязанные артерии демонстрировали выраженное образование атеросклеротических бляшек, явные липидные ядра и некротические участки. Доля липидных областей в левой сонной артерии была значительно выше, чем в контроле правой сонной артерии (p < 0,001) (рисунок 2A). VVG-окрашивание выявило разрушение или исчезновение эластичных волокон в интиме, а также значительное утолщение бляшки intima. Толщина интима-медиа...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Этот протокол описывает стандартизированный метод установления модели атеросклероза сонной артерии у мышей C57BL/6 путём сочетания гиперхолестеринемии, индуцированной PCSK9-AAV, высокожировой диеты (HFD) и частичной связки общей сонной артерии (PCL).

По сравнению с традиционными моделями, такими как ApoE -/- или LDLR-/- или PCL с использованием WT mouse5, эта модель обладает уникальными преимуществами в исследованиях атеросклер...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Эта работа получила финансирование от Национального фонда естественных наук Китая (82470516, 8227022021), Специального исследовательского фонда для центральных университетов, Пекинского союзного медицинского колледжа (3332025111), Национального фонда клинических исследований высокого уровня больниц (2025-PUMCH-A-181, 2025-PUMCH-D-001) и Фонда естественных наук провинции Сычуань (2024NSFC0715).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Стерильный нейлоновый шов 6-0Медицина ЦзиньхуаньF602NA
Мыши C57BL/6Шанхайский центр модельных организмов, Inc. (SMOC)SM-001NA
Чау-дейтСьетун БиоНет. XT93GNA
Cryostat Leica CM1950NA
Депиляционный кремVeetRB Health LLCNA
Диета с высоким содержанием жировСьетун БиоXT108cNA
ОКТСакура4582NA
Oil Red O растворservicebio G1017-100mLNA
Оптический микроскопLeicaDM4BNA
Параформальдегид Servicebio G1101-500mLNA
PCSK9-AAVWZBioscience AV208001-AV8NA
Слайды с поли-L-лизиновым покрытиемSigmaP0425NA
Слайд-сканер3DHISTECHПаннорамическое сканированиеNA
СульфаметоксазолСеллекS1915 NA
Тканевой клей3M Vetbond1469SBNA
Держатель для инъекции хвоста мыши, визуализирующий вены Наука и наука Цзинань Иян Technology Development Co., LtdYLS-Q9GNA

Ссылки

  1. Vaduganathan, M., Mensah, G. A., Turco, J. V., Fuster, V., Roth, G. A. The global burden of cardiovascular diseases and risk: A compass for future health. J Am Coll Cardiol. 80 (25), 2361-2371 (2022).
  2. Saba, L., et al. Carotid artery atherosclerosis: Mechanisms of instability and clinical implications. Eur Heart J. 46 (10), 904-921 (2025).
  3. Soehnlein, O., Lutgens, E., Döring, Y. Distinct inflammatory pathways shape atherosclerosis in different vascular beds. Eur Heart J. 46 (33), 3261-3272 (2025).
  4. Aburahma, A. F., et al. Society for vascular surgery clinical practice guidelines for management of extracranial cerebrovascular disease. J Vasc Surg. 75 (1s), 4s-22s (2022).
  5. Nam, D., et al. A model of disturbed flow-induced atherosclerosis in mouse carotid artery by partial ligation and a simple method of RNA isolation from carotid endothelium. J Vis Exp. (40), e1861(2010).
  6. Nam, D., et al. Partial carotid ligation is a model of acutely induced disturbed flow, leading to rapid endothelial dysfunction and atherosclerosis. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 297 (4), H1535-H1543 (2009).
  7. Ni, C. W., et al. Discovery of novel mechanosensitive genes in vivo using mouse carotid artery endothelium exposed to disturbed flow. Blood. 116 (15), e66-e73 (2010).
  8. Nakashima, Y., Plump, A. S., Raines, E. W., Breslow, J. L., Ross, R. Apoe-deficient mice develop lesions of all phases of atherosclerosis throughout the arterial tree. Arterioscler Thromb. 14 (1), 133-140 (1994).
  9. Ma, Y., et al. Hyperlipidemia and atherosclerotic lesion development in ldlr-deficient mice on a long-term high-fat diet. PLoS One. 7 (4), e35835(2012).
  10. Maxwell, K. N., Fisher, E. A., Breslow, J. L. Overexpression of pcsk9 accelerates the degradation of the ldlr in a post-endoplasmic reticulum compartment. Proc Natl Acad Sci U S A. 102 (6), 2069-2074 (2005).
  11. Keeter, W. C., Carter, N. M., Nadler, J. L., Galkina, E. V. The aav-pcsk9 murine model of atherosclerosis and metabolic dysfunction. Eur Heart J Open. 2 (3), oeac028(2022).
  12. Kumar, S., Kang, D. W., Rezvan, A., Jo, H. Accelerated atherosclerosis development in c57bl6 mice by overexpressing aav-mediated pcsk9 and partial carotid ligation. Lab Invest. 97 (8), 935-945 (2017).
  13. Gogulamudi, V. R., Durrant, J. R., Adeyemo, A. O., Ho, H. M., Walker, A. E., Lesniewski, L. A. Advancing age increases the size and severity of spontaneous atheromas in mouse models of atherosclerosis. Geroscience. 45 (3), 1913-1931 (2023).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

PCSK9C57BL 6

Похожие статьи