Методическая статья

Разработка и стандартизация модели повреждения нижней челюсти для изучения регенерации краниофациальной ткани в модели Ambystoma mexicanum

DOI:

10.3791/69895

⸱

24 апреля 2026 г.

 , 
1Departamento de Estudios Básicos Integrados, Facultad de Odontología, Universidad de Antioquia, 2Grupo Genética, Regeneración y Cáncer, Facultad de Ciencias Exactas y Naturales, Universidad de Antioquia, 3Instituto de Biología, Universidad de Antioquia

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Целью этого исследования было стандартизировать безопасный и воспроизводимый хирургический подход к выполнению полной поперечной ампутации нижней челюсти у Ambystoma mexicanum для изучения регенерации черепно-лицевой ткани.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Краниофациальный комплекс — это анатомическая область, которая у человека может подвергаться нарушениям развития, травмам и патологиям, таким как рак, что приводит к потере поражённых тканей. Это создаёт необходимость искать стратегии регенерации этих утраченных тканей. Это способствовало изучению клеточных и молекулярных механизмов, координирующих регенеративный ответ повреждённых краниофациальных структур у регенерирующих видов, при этом Ambystoma mexicanum (A. mexicanum) представляет большой интерес.

В соответствии с вышеуказанным была разработана и стандартизирована воспроизводимая хирургическая модель поражения в челюсти аксолотлей, чтобы изучать регенеративный ответ повреждённых тканей и имитировать критический дефект, подобный те, что встречаются у людей. Таким образом, молодые/взрослые животные длиной 12-15 см были анестезированы с помощью 0,1% трикаина в течение 20-30 минут. Затем была проведена полная поперечная ампутация с использованием четырёхручной техники на дистальной трети нижней челюсти, включая симфизарную и парасимфизарную области, удаляя скелетные структуры, соответствующие зубной кости и хрящу Меккеля, а также мягкие ткани, такие как мышцы, соединительная ткань, нервы и кожа. Впоследствии остатки костей были регулярованы, и применили 0,5% сульфамеразина. Ответ тканей оценивался как макроскопически, так и с помощью диафанизации. Все проведённые процедуры были одобрены комитетом по экспериментам на животных Университета Антиокии, Колумбия. Результаты показывают, что ампутированные животные смогли морфологически, структурно и функционально восстанавливать удаленные краниофациальные структуры.

Очень важно то, что эта работа обеспечивает воспроизводимую хирургическую технику с 100% выживаемостью ампутированных и реампутированных животных при необходимости сбора регенерирующих тканей. Таким образом, этот хирургический дизайн является базовым вкладом для проведения сравнительных анализов с другими позвоночными, способными регенерировать черепно-лицевые структуры, а также для изучения клеточных и молекулярных механизмов, лежащих в основе этого регенеративного ответа в будущем.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Способность к регенерации тканей, органов и сложных структур широко описана по всему животному миру 1,2,3. Таким образом, интерес к пониманию того, как эти виды могут активировать и регулировать регенеративный ответ после травмы или ампутации различных структур в конечностях, таких как конечности и хвосты, стал предметом внимания при изучении биологии регенерации 4,5,6,7,8.

Большое значение для этой работы является то, что изучение регенерации черепно-лицевой ткани также вызывает значительный интерес во всём мире, учитывая, что этот анатомический регион сильно подвержен травмам лица, нарушениями развития черепа, инфекционными заболеваниями и опухолями, включая рак полостирта 9. В присутствии опухолей требуется удаление структур или больших участков ткани — либо в челюсти, либо в других областях лица, что впоследствии порождает необходимость реконструкции и стимулирования восстановления поражённойобласти 10,11,12. В результате в последние десятилетия изучение регенерации черепно-лицевой ткани выросло, что стало необходимым исследовать и выявлять клеточные и молекулярные механизмы, способные усиливать регенеративный ответ этих тканей у видов с низкой регенеративной способностью, таких как люди13,14. Это привело к использованию животных моделей с способностью регенерировать черепно-лицевые структуры, такие как челюсть, для изучения и разъяснения механизмов, участвующих в регенеративном ответе после образования мелких поражений или критических дефектов начелюсти 15.

Предыдущие исследования ампутации нижней челюсти подчеркнули разработку различных хирургических подходов, которые ставят под сомнение способность разных видов регенерировать этуструктуру 16. В случае данио-религии поперечные ампутации в дистальной трети челюсти и латеральные подходы к челюсти выявили регенеративный ответ, при котором ампутированный сегмент морфологически и гистологически восстанавливается17,18. С другой стороны, новаторские исследования на амфибиях, таких как Notophthalmus viridescens, показали, что после поперечной ампутации нижней челюсти, включающей такие структуры, как язык и глоточный аппарат в плоскости ампутации, потерянные ткани, включая зубную кость, мышечную ткань и зубы, могут регенерировать. Однако язычная структура и глоточный аппарат не могут бытьрегенерированы 19,20. Тем не менее, если язык и глоточный аппарат не включены в плоскость ампутации у этого же вида, все регенерированные ткани воспроизводят форму и структуру ампутированныхтканей 21,22. Кроме того, поперечные ампутации у вида Cynops pyrrhogaster, не включающие язык в плоскость ампутации, демонстрируют регенеративную реакцию ампутированных нижнихчелюстей 23. Другие исследования показывают, что полные поперечные ампутации в проксимальной трети нижней челюсти и боковые отступления нижней челюсти у таких видов, как Ambystoma maculatum, Desmognathus fuscus, Plethodon cinereus, Eurycea bislineata и Ambystoma opacum, способствуют регенеративному ответу в повреждённойткани 24,25. Это показывает, что у амфибий успех регенеративного ответа может варьироваться в зависимости от конструкции и объёма тканей, участвующих в плоскости ампутации.

С другой стороны, одним из модельных видов среди амфибий, используемых в качестве ориентира для изучения механизмов, лежащих в основе регенеративного ответа, является амфибия Urodole A. mexicanum26,27. Предыдущие отчёты показали, что это исключительная модель, способная регенерировать краниофациальные структуры, включая мягкие ткани дна рта, зубную кость, хрящ Меккеля, а также мышечные и зубныеструктуры 28,29,30,31. Эти результаты были получены в результате различных хирургических методов, включая ударную травму дна рта, дентэктомию зубов вместе с частью зубной кости, а также более широкий подход, характеризующийся латеральной ампутацией части нижнейчелюсти 28,29,30,31. Однако на сегодняшний день не описано полного поперечного хирургического подхода, который бы создал критический дефект, одновременно включающий дистальную область левой и правой гемимандиблы, а также зубную кость, хрящ Меккеля, полный симфиз нижней челюсти, а также зубные и мышечные ткани с обеих сторон.

Поэтому в этой статье описывается пошаговый процесс полной поперечной ампутации челюсти A. mexicanum, что позволяет контролировать регенеративный ответ ампутированных тканей с 100% жизнеспособностью у оперируемых животных. Кроме того, учитывая отсутствие подробностей о том, как выполнять этот тип ампутации, данное хирургическое руководство направлено на обеспечение воспроизводимости такого хирургического подхода для любого исследователя, планирующего проводить сравнительный анализ на морфологическом, тканевом, клеточном и молекулярном уровнях у этого и других видов, подвергшихся аналогичному хирургическому подходу, а также другим методам, включая латеральную ампутацию нижней челюсти. В конечном итоге эта работа служит основой для выявления будущих молекул, способствующих регенеративному ответу этих структур с потенциальным применением в регенеративной медицине черепно-лицевой ткани.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Модельным организмом, использованным в этом проекте, была саламандра A. mexicanum, эндемика Xochimilco, Мексика. Эта колония животных была официально основана в 2014 году путём импорта родительских саламандр из Центра генетического запаса Ambystoma при Университете Кентукки, и в настоящее время насчитывает 32 родителя и более 200 молодых животных. Все процедуры были утверждены Комитетом по этике экспериментов на животных Университета Антиокии (UdeA) в соответствии с Законом No 151 от 27 марта 2023 года, с учётом национальных и международных стандартов этики в экспериментах на животных, таких как глава VI Закона 84 от 1989 года и Раздел V Резолюции 8430 от 1993 года Министерства здравоохраненияКолумбии 32,33.

1. Обращение с животными

ПРИМЕЧАНИЕ: Для стандартизации этого протокола использовались животные длиной примерно от 12 до 15 см с диким фенотипом. Однако мелкие животные и животные с другими фенотипами не исключаются.

  1. Выберите аксолотлей, длиной примерно 12-15 см (от морды до хвоста).
  2. Поместите аксолотлей по отдельности в достаточно большой контейнер, чтобы они могли легко перемещаться, желательно прозрачный и прямоугольный.
  3. Поддерживайте животных при температуре от 19 °C до 21 °C в 20% растворе Holtfreter перед процедурой и циклами светло-тёмный (12:12).
    ПРИМЕЧАНИЕ: По возможности избегайте перекормления животных за 24 часа до проведения процедуры. Это делается для предотвращения приступов рвоты.

2. Полная поперечная ампутация в дистальной трети нижней челюсти

  1. Подготовка анестезии и предоперационная подготовка для животных
    1. Приготовьте раствор анестетика с 0,1% трикаина метансульфоната: смешайте 1 г трикаинового метаносульфоната, 100 мкл 1 М этилендиаминетрауксусной кислоты (ЭДТА), pH 7,5, 50 мкл 0,5% фенол-красного и приготовьте до 1 л раствором 40% Holtfreter. Отрегулируйте pH до 7,5 с помощью NaOH.
    2. Подготовьте все стерильные микрохирургические инструменты (ножницы, щипцы, пинцет, шпатель 7A, трубки объемом 1,5 мл, дентиметр, пипетку Пастера, чашку Петри и пластиковый лоток, чтобы позже поместить животное для операции.
    3. Очистите рабочую зону 70% антисептиком, правильно настройте и разместите прямой свет над операционным полем.
  2. Анестезия
    1. Поместите аксолотля в контейнер с примерно 500 мл раствора анестетика с метансульфонатом трикана на 20-30 минут для глубокой анестезии.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что животное полностью погружается в анестетика.
    2. Проверьте признаки общей анестезии, убедившись в полном отсутствии движений жабра и реакции на тактильные стимулы.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Для мониторинга регенерации челюсти после анестезии сделайте предоперационные фотографии с помощью стереомикроскопа, следуя шагам из раздела 4.
  3. Полная поперечная ампутация челюсти
    ПРИМЕЧАНИЕ: Ампутация должна быть проведена максимально аккуратно и быстро с использованием четырёхручной техники, то есть двух хирургов.
    1. Аккуратно положите животное в положение лежа на спине (лицом вверх) на пластиковый лоток.
    2. Измерьте область, подлежащую ампутации, с помощью суппорта (эндодонтического стоматологического измерителя) от внешнего края челюсти к проксимальному концу этой структуры, примерно на 2,5 мм в области подбородка/симфиза (рисунок 1A).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Измерение суппортом проводится поверх кожи животного (экстраорально).
    3. Отметьте красным восковым карандашом, чтобы определить траекторию плоскости ампутации и степень хирургического дефекта.
    4. Аккуратно поднимите аксолотля и крепко держите его одной рукой, чтобы животное не выскользнуло из рук оператора.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Это действие должен выполнять один из операторов (оператор 1), а другой оператор (оператор 2) отвечает за обработку хирургических инструментов и выполнение разреза.
    5. Разместите прямой свет над головной областью аксолотля, а именно над анатомической областью, которую нужно оперировать.
    6. Другой рукой используйте округлую и широкую сторону лопатки 7A, чтобы отделить язык от дна рта и область челюсти для операции. (Рисунок 1B).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что язык немного наложен на верхнюю челюсть.
    7. Сначала сделайте (оператор 2) начальный разрез хирургическими щипцами, от внешнего края челюсти по коже и твёрдым тканям (зубная кость и хрящ Меккеля) (рисунок 1C).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что инструменты достаточно заточены для лучшего контроля при разрезании и манипуляции тканями.
    8. Продолжайте поперечное сечение тонкими хирургическими ножницами так, чтобы разрез пересекал всю ширину челюсти от места первого разреза до противоположной стороны, пока дистальная ткань челюсти не будет полностью удалена, следуя планируемой плоскости ампутации (полная поперечная ампутация) (рисунок 1D).
      ПРИМЕЧАНИЕ: В случае крупных аксолотлей с более прочными челюстями рекомендуется завершать рубку щипцами для более чистого и менее травматичного разреза скелетных структур (рисунок 1E).
    9. Наблюдайте немедленное втягивание оставшейся мягкой ткани (рисунок 1F).
    10. Собрать ампутированную ткань с помощью диссекционных щипцов и погрузить её в пробирку объёмом 1,5 мл с нужным раствором в соответствии с процедурой: 4% параформальдегид (PFA) для фиксации и последующего гистотехнологии или иммунофлуоресценции, или позже в тризоле или РНК для экстракции РНК, ДНК или белка, среди прочих методов (рисунок 1F).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Эта ткань может использоваться как нерегенерирующий контроль для сравнения с регенерированной тканью с гистологической точки зрения, для базальной экспрессии генов или для обнаружения маркеров окончательной дифференцировки ткани.
    11. Поместите аксолотля в чашку Петри, осмотрите под стереомикроскопом и восстановите обнажённые края костей и хряща с помощью щипцов.
    12. Аккуратно поставьте аксолотля обратно в пластиковый лоток и нанесите ванны с антибиотиками с 0,5% сульфамеразином в течение 12 часов.

3. Послеоперационное восстановление A. mexicanum

  1. После операции поместите аксолотля в прозрачный пластиковый контейнер с раствором 40% Holtfreter's и наблюдайте признаки восстановления после общей анестезии, такие как движения жабра, рефлекс выпрямления или реакция на тактильные стимулы. Полное восстановление занимает примерно 30–60 минут.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Держите раствор Holtfreter с содержанием 40% холодным, при температуре примерно от 4 °C до 8 °C.
  2. Меняйте холодный раствор Holtfreter с 40% каждые 24 часа минимум в течение 8 дней.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Первые 48 часов — самые важные для восстановления животного, поэтому за ним нужно наблюдать ежедневно.
  3. Через 24-48 часов после процедуры кормите аксолотля с мягкой текстурой, которую легче поймать и которая менее травматична для животного.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Не кормите аксолотля в первые 24 часа после операции.

4. Получение изображений и мониторинг регенеративного ответа

ПРИМЕЧАНИЕ: Все снимки следует делать как можно быстрее, чтобы избежать длительного обращения с недавно прооперированным животным.

  1. Когда животное полностью обезболено, аккуратно поднимите его и отнесите к стереомикроскопу и цифровой камере в чашке Петри для получения снимков до и после ампутации.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Заранее очистите и продезинфицируйте стереомикроскоп 70% спиртом.
  2. Используйте падающий свет, направленный на голову аксолотля, чтобы лучше наблюдать область челюсти.
  3. Крепко удержите тело аксолотля одной рукой, чтобы он не выскользнул из поля получения изображения.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Избегайте фотографирования в водной среде, чтобы предотвратить искажения реального размера; используйте чашку Петри без жидкости. Иногда слегка увлажняйте аксолотля раствором 40% Holtfreter.
  4. Правильно определите область челюсти и сосредоточьтесь на ней.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В дни после процедуры (последующего наблюдения) имейте в виду необходимость правильной концентрации, так как регенерация тканей на ранних стадиях часто очень тонкая и в некоторых случаях незаметна.
  5. Оптимизируйте параметры для получения изображения, настроив инструменты программы (контраст, яркость, экспозиция, усиление, баланс белого и т.д.).
  6. Получайте изображения с помощью стереомикроскопа (0,7x) для проведения измерений и мониторинга регенерации структуры.
  7. После завершения периода регенерации ткани окрашивались в альцианский синий и ализарин красный в соответствии с ранее сообщеннымпротоколом 34.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Учитывая важность и актуальность изучения потенциального регенеративного ответа краниофациальных структур после ампутации у таких видов, как A. mexicanum29, необходимо иметь безопасную и воспроизводимую хирургическую технику, которая позволяет не только оценивать регенеративный ответ тканей, но и обеспечивает низкую или нулевую смертность у животных, подвергающихся операции. В результате данное исследование представляет стандартизацию успешного хирургичес...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В этой статье представлен успешный хирургический подход к полной поперечной ампутации нижней челюсти в животной модели A. mexicanum , а также несколько рекомендаций, необходимых для воспроизведения этой хирургической модели для мониторинга регенеративного ответа этих структур и потенциального выявления факторов, регулирующих этот регенеративный процесс.

В этом исследовании была проведена полная поперечная ампутация на дистальной трети нижней челюсти <...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы заявляют, что конфликтов интересов нет.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Мы хотим поблагодарить проректора по научным исследованиям Университета Антиокии за предоставленные из фонда первого проекта для аффилированных преподавателей. Мы хотим поблагодарить Sistema General de Regalias de Colombia и 15-й конкурс стипендий Университета Антиокии за финансирование магистерской программы Саманты Таркино. Наконец, мы также хотели бы поблагодарить каждого студента, участвующего в уходе за колонией аксолотлей в нашей лаборатории.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Axolotl (Ambystoma mexicanum)Центр генетических запасов AmbystomaN/A15-18 см и 16 г - 22 г дикий тип
Хлорид кальция дигидратаDuksan1098CaCl2 2H2O
Цифровая камера MotiCAM 5MotiCAM https://www.motic.com/upload/File/201407/2014071115335993.pdf
ЭДТА - натриевая соль, дигидратаBiobasicEB0185C10H14N2O8Na2 . H2O
Стеклянная чаша Петрилюбой производительN/AБорокремнистое стекло
Сульфат магния 7-гидратITW Reagents131404.1211MgSO4 7H2O
Микрохирургические инструментыN/AN/AПинцет, зажим, 7A лопатка, дециметр и ножницы
Пипетка Пастералюбой производительN/AПолиэтилен низкой плотности
Хлорид калияDuksan372KCl
Красный восковой карандашлюбой производительN/A
Хлорид натрияMerkK48297604 717NaCl
Программное обеспечение Motic Images Plus-Versión 2.0Motic https://www.motic.com/As_Support_Download/d42.html
СтерегмикроскопOlympus SZX16 N/A
Сульфамеразин натрия сольSigma- AldrichS08004-Амино-N-(4-метил-2-пиримидинил) бензенсульфонамид
Трикаин метанасульфонатSigma- AldrichE10521Этил 3-аминобензоат метанасульфонат
Пробирки 1,5 млAxygenMCT150CЧистый полипропилен

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Agata, K., Inoue, T. Survey of the differences between regenerative and non-regenerative animals. Dev Growth Differ. 54 (2), 143-152 (2012).
  2. Alvarado, A. S., Tsonis, P. A. Bridging the regeneration gap:Genetic insights from diverse animal models. Nat Rev Genet. 7 (11), 873-884 (2006).
  3. Elchaninov, A., Sukhikh, G., Fatkhudinov, T. Evolution of regeneration in animals:A tangled story. Front Ecol Evol. 9 (1), 121(2021).
  4. Zhao, A., Qin, H., Fu, X. What determines the regenerative capacity in animals. Bioscience. 66 (9), 735-746 (2016).
  5. Poss, K. D. Advances in understanding tissue regenerative capacity and mechanisms in animals. Nat Rev Genet. 11 (10), 710-722 (2010).
  6. Riquelme-Guzmán, C., Sandoval-Guzmán, T. The salamander limb:A perfect model to understand imperfect integration during skeletal regeneration. Biol Open. 13 (2), bio060152(2024).
  7. Grigoryan, E. N., Markitantova, Y. V. Tail and spinal cord regeneration in urodelean amphibians. Life (Basel). 14 (5), 594(2024).
  8. Tazaki, A., Tanaka, E. M., Fei, J. F. Salamander spinal cord regeneration:The ultimate positive control in vertebrate spinal cord regeneration. Dev Biol. 432 (1), 63-71 (2017).
  9. Tahmasebi, E., et al. The current regenerative medicine approaches of craniofacial diseases:A narrative review. Front Cell Dev Biol. 11 (1), 1112378(2023).
  10. Chen, W. L., et al. Craniofacial resection and reconstruction in patients with recurrent cancer involving the craniomaxillofacial region. J Oral Maxillofac Surg. 75 (3), 622-631 (2017).
  11. Kim, Y. S., et al. Role of craniofacial resection for malignant tumors involving the anterior skull base:Surgical experience in a single institution. Brain Tumor Res Treat. 3 (2), 81-87 (2015).
  12. Wu, C. A., Dutta, R., Virk, S., Roy, N., Ranganathan, K. The need for craniofacial trauma and oncologic reconstruction in global surgery. J Oral Biol Craniofac Res. 11 (4), 563-569 (2021).
  13. Vignolo, S. M., et al. Strategies for craniofacial tissue engineering:Innovations for scalable bone regeneration. Plast Aesthet Res. 12, (2025).
  14. Charbonneau, Å, Salo, T., Roy, S., Tran, S. D. Axolotls' and mices' oral-maxillofacial trephining wounds heal differently. Cells Tissues Organs. 210 (4), 260-274 (2021).
  15. Vieira, W. A., McCusker, C. D. Regenerative models for the integration and regeneration of head skeletal tissues. Int J Mol Sci. 19 (12), 3752(2018).
  16. Ferretti, P. Re-examining jaw regeneration in urodeles:What have we learnt. Int J Dev Biol. 40 (4), 807-811 (1996).
  17. Wang, X., et al. Two origins of blastemal progenitors define blastemal regeneration of zebrafish lower jaw. PLoS One. 7 (9), e45380(2012).
  18. Ohgo, S., et al. Tissue regeneration during lower jaw restoration in zebrafish shows some features of epimorphic regeneration. Dev Growth Differ. 61 (7-8), 419-430 (2019).
  19. Goss, R. J., Stagg, M. W. Regeneration of lower jaws in adult newts. J Morphol. 102 (2), 289-309 (1958).
  20. Goss, R. J., Stagg, M. W. Regeneration in lower jaws of newts after excision of the intermandibular regions. J Exp Zool. 137 (1), 1-11 (1958).
  21. Finch, R. A. The influence of the nerve on lower jaw regeneration in the adult newt, Triturus viridescens. J Morphol. 129 (4), 401-413 (1969).
  22. Ghosh, S., Thorogood, P., Ferretti, P. Regenerative capability of upper and lower jaws in the newt. Int J Dev Biol. 38 (3), 479-490 (1994).
  23. Kurosaka, H., Takano-Yamamoto, T., Yamashiro, T., Agata, K. Comparison of molecular and cellular events during lower jaw regeneration of newt (Cynops pyrrhogaster) and West African clawed frog (Xenopus tropicalis). Dev Dyn. 237 (2), 354-365 (2008).
  24. Graver, H. T. Re-regeneration of lower jaws and the dental lamina in adult urodeles. J Morphol. 157 (3), 269-279 (1978).
  25. Graver, H. T. The polarity of the dental lamina in the regenerating salamander jaw. J Embryol Exp Morphol. 30 (3), 635-646 (1973).
  26. Hincapie Agudelo, M., Carbonell Medina, B. A., Arenas Gómez, C. M., Delgado, J. P. Ambystoma mexicanum, un organismo modelo en biología del desarrollo y regeneración:Experiencia colombiana. Acta Biol Colomb. 27 (1), 113-126 (2022).
  27. Vieira, W. A., Wells, K. M., McCusker, C. D. Advancements to the axolotl model for regeneration and aging. Gerontology. 66 (3), 1-11 (2019).
  28. Kramer, J., et al. Axolotl mandible regeneration occurs through mechanical gap closure and a shared regenerative program with the limb. Dis Model Mech. 17 (9), dmm050743(2024).
  29. Charbonneau, A. M., Roy, S., Tran, S. D. Oral-facial tissue reconstruction in the regenerative axolotl. J Exp Zool B Mol Dev Evol. 326 (8), 489-502 (2016).
  30. Sader, F., Denis, J. F., Roy, S. Tissue regeneration in dentistry:Can salamanders provide insight. Oral Dis. 24 (4), 509-517 (2018).
  31. Makanae, A., et al. Neural regulation in tooth regeneration of Ambystoma mexicanum. Sci Rep. 10 (1), 1-15 (2020).
  32. Ley 84 de 1989. , Congreso de Colombia. https://www.funcionpublica.gov.co/eva/gestornormativo/norma.php?i=306 (1989).
  33. Resolución No 8430. , Ministerio de Salud y Protección Social. https://www.minsalud.gov.co/Normatividad_Nuevo/RESOLUCION%208430%20DE%201993.pdf (1993).
  34. Carbonell-M, B., Zapata Cardona, J., Delgado, J. P. Post-amputation reactive oxygen species production is necessary for axolotls limb regeneration. Front Cell Dev Biol. 10, 921520(2022).
  35. Ghosh, S., Thorogood, P., Ferretti, P. Regeneration of lower and upper jaws in urodeles is differentially affected by retinoic acid. Int J Dev Biol. 40 (6), 1161-1170 (1996).
  36. Graver, H. T. Origin of the dental lamina in the regenerating salamander jaw. J Exp Zool. 189 (1), 73-83 (1974).
  37. Kragl, M., Tanaka, E. M. Axolotl (Ambystoma mexicanum) limb and tail amputation. Cold Spring Harb Protoc. 2009 (8), (2009).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Похожие статьи