Method Article

Механическая обработка микрожира, обогащённого SVF, для реконструкции травматических дефектов мягких тканей

DOI:

10.3791/69984

⸱

February 20th, 2026

 ,  ,  ,  , 
1Department of Trauma and Microsurgery Orthopedics, Zhongnan Hospital of Wuhan University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Этот протокол описывает воспроизводимый метод получения механически обработанного SVF-обогащённого микрожира из аутологичной жировой ткани и введения его в кариесные травматические дефекты мягких тканей для клинической реконструкции.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Травматические дефекты мягких тканей представляют серьёзные трудности при реконструкции из-за потери тканей, нарушения сосудистой работы и трудностей с обеспечением устойчивого покрытия. Жировая ткань является практичным аутологичным источником тканей, а механически обработанный стром-сосудистый фракция (SVF) микрожир может быть получен внутриоперационно без ферментативного пищеварения.
В данном исследовании представлен стандартизированный клинический протокол извлечения аутологичной жировой ткани и переработки её в микрожир, обогащённый SVF, для инъекции в кариестообразные травматические дефекты мягких тканей. Жир извлекается вручную с бедра или живота под низким отрицательным давлением, механически фрагментируется с помощью разрезания и эмульсификации шприц-шприц, фильтруется для достижения равномерной микрожировой консистенции и центрифугируется для выделения фракции, содержащей SVF. Обработанный микрожир вводится по всей полости раны в многослойном порядке. Послеоперационная оценка включает серийную клиническую оценку, фотодокументацию и измерение уменьшения площади раны до эпителизации.
В небольшой когорте метод сопровождался прогрессирующим сокращением раны и полной эпителиализацией примерно в течение 4-8 недель без серьёзных осложнений. Хотя состав и жизнеспособность клеток не были количественно измерены, метод предоставил реалистичный внутриоперационный подход, подходящий для условий без доступа к ферментативной обработке или лабораторным помещениям. Этот протокол предлагает практический, минимально манипулируемый метод доставки микрожира, обогащённого SVF, в управлении травматическими дефектами типа кариеса и может служить основой для дальнейших контролируемых исследований.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Травматические дефекты мягких тканей типа полости остаются серьёзной реконструктивной проблемой, поскольку сочетают в себе потерю тканей, нарушенную локальную перфузию и высокий риск инфекции и образования мёртвого пространства. Традиционные методы покрытия, такие как кожные трансплантаты с разделённой толщиной или перенос лоскута, во многих случаях обеспечивают прочное покрытие. Однако они часто ограничены заболеваемостью донор-участок, технической сложностью и вариабельными долгосрочными исходами, особенно в загрязнённых или рубцовыхслоях 1,2,3.

Жировая ткань — это обильный и легко доступный источник гетерогенной клеточной популяции, называемой стромальной сосудистой фракцией (SVF). SVF включает мезенхимальные стромальные клетки, эндотелиальные предшественники, перициты и поддерживающие стромальные элементы. При удержании в жировых частицах естественный внеклеточный контекст SVF сохраняется во время обработки и клиническойпоставки 4. Клинически жировочные трансплантаты, обогащённые на SVF (микрожиры, обогащённые SVF), были отмечены как улучшение удержания трансплантата и связаны с ускоренной эпителиализацией ран по различнымпоказаниям 5,6,7.

Существуют две основные стратегии получения SVF из липоаспирата. Ферментативное переваривание обычно даёт большее количество ядерных клеток на единицу объёма, но требует выделенных реагентов, лабораторной инфраструктуры, более длительных сроков обработки и подчиняется нормативным ограничениям во многих юрисдикциях 4,8. В отличие от этого, методы механической обработки включают нарезку, эмульгию от шприца к шприцу, фильтрацию и использование механических устройств с закрытой системой. Эти методы позволяют быстро и быстро получать микрожир, обогащённый SVF, с минимальными манипуляциями и сокращением сроковобработки 6,9,10,11. Недавние механические системы сообщают о времени обработки <15 минут и дают результаты, близкие к ферментативным методам в некоторых сериях, хотя измеренное количество ячеек и жизнеспособность могут различаться в зависимости от устройства иоператора 9.

Несмотря на растущее количество литературы по механически обработанной SVF и по пересадке жира при хронических язвах и диабетической болезни стопы, стандартизированные, воспроизводимые протоколы, специально направленные на кариесные травматические дефекты мягких тканей, встречаютсяредко 7,12. Опубликованные клинические отчёты обычно затрагивают хронические язвы, диабетические раны или эстетическую пересадку жира. Однако лишь немногие предлагают интраоперационный поэтапный протокол, который определяет параметры сбора, конечные точки эмульгации, размеры фильтрационных пор, силу центрифугации (× г), дозировку на область раны и критерии готовности к инъекции втравматических условиях 7,13.

Поэтому практическое руководство по применимости важно для хирургических команд, рассматривающих этот подход. Основываясь на доступной литературе и нашем оперативном опыте, типичные интраоперационные аспиратные объёмы для одной полости составляют ~20-40 мл. Этот объём обычно даёт достаточно обработанного микрожира для заполнения малых и умеренных полости. В отличие от этого, реконструкции большого объема, вероятно, выходят за рамки механической обработки на месте оказания помощи и могут требовать поэтапных процедур или альтернативныхстратегий 9,12. Механические методы SVF также менее подходят для сильно загрязнённых ран до контроля инфекции; В таких случаях следует предшествовать трансплантации дополнительное дебридментное лечение и управление инфекциями (включая таргетные антибиотики и, при необходимости, терапию ранами с отрицательным давлением).

Настоящая работа направлена на создание детального, воспроизводимого внутриоперационного протокола для получения микрожира, обогащённого SVF, механической обработкой и для инъекции этого продукта в дефекты мягких тканей типа кариесного типа. Протокол подчеркивает явные операционные параметры (забор, механическая фрагментация и эмульгация, фильтрация, центрифугирование, выраженное в × g, техника инъекции и объективное измерение площади раны), чтобы другие хирургические команды могли принять и подтвердить метод в своих условиях.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Все процедуры были утверждены Комитетом по институциональной этике (Утверждение No KL-2025062) и проводится в соответствии с Хельсинкской декларацией. Письменное информированное согласие было получено от всех пациентов до участия.

1. Отбор пациентов и предоперационная оценка

  1. Включать взрослых пациентов с кариозными травматическими дефектами мягких тканей, требующими реконструктивного вмешательства после завершения адекватной хирургической дебридментной процедуры.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Дефекты должны демонстрировать хорошо очерченную полость с окружающей жизнеспособной тканью и отсутствие продолжающегося некроза на момент реконструкции.
  2. Исключить пациентов с активной системной инфекцией или неконтролируемой локальной инфекцией раны, плохо контролируемым сахарным диабетом (определяется как HbA1c >8% несмотря на лечение), значимыми периферическими сосудистыми заболеваниями, поражающими поражённую конечностью, известными нарушениями свертывания свертываемости или текущим антикоагулянтом, которые невозможно безопасно прервать, злокачественными опухольями участка дефекта или противопоказаниями к липосакции или анестезии, как определяется предоперационной оценкой.
  3. Проведите сбор исходных данных и оценку ранения
    1. Фиксируйте исходные характеристики пациента, включая возраст, пол, расположение раны, механизм повреждения и время от травмы до реконструкции.
    2. Проведите оценку раны после стандартной подготовки. Измеряйте длину и ширину раны стерильной линейкой в самых широких местах. Получайте стандартные цифровые фотографии с фиксированным расстоянием и ориентацией. Рассчитайте площадь раны (см²) с помощью планиметрического анализа на основе откалиброванных фотографий (см. шаг 6.6).
  4. Предоставляйте предоперационное консультирование. Объясните процедурные этапы, ожидаемые преимущества, потенциальные риски (включая инфекцию, резорбцию жира и необходимость дополнительных процедур), требования к послеоперационному уходу и график послеоперационного наблюдения пациента.
  5. Подтвердите понимание и получите письменное информированное согласие перед операцией

2. Предоперационная подготовка

  1. Подготовка стерильного оборудования
    1. Подготовьте необходимое стерильное оборудование, включая: липосакционные канюли (диаметром 2-3 мм, тупой кончик), шприцы Luer-lock (ёмкость 10-20 мл), стерильные разъёмы Luer-lock для переноса шприца на шприц, хирургические ножницы, инъекционные канюли с тупым наконечником (22G × 50 мм).
    2. Проверьте целостность и стерильность всех устройств перед использованием.
  2. Подготовка и инфильтрация тумесцентного раствора
    1. Набрать 1000 мл физиологического раствора 0,9% в стерильный контейнер
    2. Добавьте 2 мл эпинефрина 1:1 000 для достижения конечной концентрации 1:500 000. Тщательно перемешайте в стерильных условиях.
    3. Подключите раствор к шприцу Luer-lock с тупой инфильтрационной канюлей 2-3 м
      ПРИМЕЧАНИЕ: Лидокаин намеренно опускается для обеспечения отдельного дозированного применения анестезии.
    4. Раствор введите в подкожную донорскую зону (например, брюшную полость или бедро) медленными, веерообразными проходами от глубоких к поверхностным плоскостям.
    5. Корректируйте общий объём в зависимости от площади донорского участка и ожидаемого объёма липоаспирата.
    6. Инфильтрируйте до тех пор, пока ткань не проявит равномерную тумесценцию и сужение сосудов.
    7. Подождите 10-15 минут после инфильтрации, чтобы обеспечить максимальную вазоконстрикцию перед сбором урожая. ПРИМЕЧАНИЕ: Эпинефрин снижает внутренние кровотечения и способствует сбору жира. Отсутствие лидокаина предотвращает превышение безопасных доз анестезии и позволяет проводить отдельную местную или региональную анестезию.
  3. Введение анестезии
    ПРИМЕЧАНИЕ: Анестезия вводится отдельно от тумесцентного раствора, выбирается по размеру дефекта, участию донора и толерантности пациента. Один из следующих подходов к анестезии выбирается на основе размера дефекта, места донорства и толерантности пациента.
    1. Локальная инфильтрация (полевой блок): инфильтрировать 0,5-1% лидокаина с эпинефрином 1:200 000 с помощью тупой канюли (22G × 50 мм). Распределяйте радиально вокруг сенсорных нервов, питающих донорское место. Дайте 5-10 минут для полного эффекта анестезии перед манипуляцией донорским участком или тумесцентной инфильтрацией.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Максимальная доза: 7 мг/кг лидокаина с эпинефрином, с учётом веса пациента и сопутствующих заболеваний.
    2. Региональная анестезия (по желанию): Используйте периферические блокады с ультразвуковым контролем в зависимости от донорского участка. Используйте бупивакаин (0,25-0,5%) или ропивакаин (0,5%) в соответствии со стандартными рекомендациями. Подтвердите начало блокировки (10-20 минут) до сбора.
    3. Общая анестезия: применяется при крупных дефектах или комбинированных процедурах. Администрирование в соответствии с институциональными протоколами со стандартным мониторингом.
      ВНИМАНИЕ: Убедитесь, что общая системная доза эпинефрина из всех инфильтрированных растворов остаётся в пределах допустимых клинических норм безопасности.

3. Сбор жира

  1. Выберите донорский участок (брюшков и/или боковую часть бедра) по следующим критериям
    1. Наличие достаточного количества подкожной жировой ткани для достаточного сбора без деформаций контуров
    2. Отсутствие местных рубцов, инфекций или предыдущих операций, которые могут ухудшить качество тканей.
    3. Доступность пациента и расположение на операционном столе для обеспечения стерильной инфильтрации и аспирации.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Выбор участка с достаточной тканью и минимальной предыдущей травмой способствует регулярному сбору жира и снижает процедурные осложнения.
  2. Сделайте разрез кожи диаметром 2-3 мм с помощью скальпеля No11 в стерильных условиях. Прорезать эпидермис и дерму до подкожного слоя, не проникая в более глубокие фасции или мышцы.
  3. Сохраняйте небольшой, контролируемый разрез, чтобы минимизировать рубцы.
  4. Прикрепите липосакционную канюлю диаметром 2-3 мм к шприцу Luer-lock объемом 10-20 мл.
  5. Введите канюлю через кожный разрез в подкожный жировой слой, оставаясь поверхностной относительно подлежащей фасции.
  6. Используйте мягкие, многонаправленные движения, чтобы равномерно распределить канюлю по целевой подкожной плоскости.
  7. Примените ручное низкое отрицательное давление, аккуратно убирая поршень шприца для аспирации жировой ткани.
  8. Избегайте агрессивного всасывание, чтобы минимизировать механическую травму клеток, полученных из жира.
  9. Продолжайте аспирацию в маленьких контролируемых аликвотах, перемещая канюлю внутри подкожного слоя для максимизации эффективности сбора урожая.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Поддерживайте шприц при комнатной температуре (20-25 °C) для сохранения жизнеспособности клетки.
  10. Собрать примерно 20-40 мл липоаспирата, с учетом размера дефекта.
  11. После аспирации удалите канюлю и закройте кожный разрез одним нейлоновым швом 3-0 или 4-0, либо используйте стерильные клейкие полоски для мелких разрезов. Наложите стерильную повязку на донорское место.
  12. Аспирированный липоаспират изначально используется в шприце Luer-lock, используемом для добычи. Аккуратно отсоедините канюлю для сбора и переложите липоаспират в новый стерильный шприц Luer-lock объемом 10-20 мл для дальнейшей обработки.
  13. Избегайте воздействия воздуха, высоких температур или чрезмерной механической нагрузки. Поддерживайте аспират при комнатной температуре (20-25 °C) до обработки (например, очистки, центрифугирования или инъекции).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Использование свежего стерильного шприца предотвращает загрязнение и позволяет стандартизировать обработку. Бережное обращение сохраняет жизнеспособность адипоцитов и стромальных сосудистых фракций

4. Механическая обработка микрожиров, обогащённых SVF

  1. Дайте собранному липоаспирату стоять вертикально в стерильных шприцах Luer-lock объемом 10-20 мл в течение 5 минут при комнатной температуре (20-25 °C), чтобы обеспечить разделение под действием силы тяжести.
  2. После стояния становятся видны три отдельных слоя (верхний масляный слой [свободная липидная фракция], средний жировый слой, нижний водный/кровяный слой).
  3. Используя стерильную технику, держите шприц вертикально с соплом, направленным вверх, и аккуратно продвигайте поршень, чтобы вывести верхний масляный слой, пока не останется только жировая фракция. Инвертируйте шприц и аккуратно удаляйте нижний водный/кровяной слой с помощью медленного продвижения поршня или аспирации с помощью стерильного шприца. Сохраняйте только среднюю жировую долю для дальнейшей обработки.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Удаление свободного масла и водных компонентов снижает побочные продукты воспалительных процессов и улучшает консистенцию трансплантата и жизнеспособность клеток.
  4. Переложите оставшуюся жировую долю в стерильную чашу из нержавеющей стали или стекла. Используя стерильные хирургические ножницы, аккуратно измельчите жировую ткань на фрагменты размером примерно 1–2 мм, избегая чрезмерного сжатия или сдвигов.
  5. Загрузите измельчённую жировую ткань в шприц Luer-lock объемом 10 мл. Подключите этот шприц ко второму 10-мл Luer-lock шприцу с помощью стерильного разъёма от женского к женскому Luer-lock.
  6. Механически эмульгируем жировую ткань, перемещая её туда и назад между двумя шприцами в течение 20-30 проходов с равномерной, умеренной скоростью. Продолжайте до достижения равномерной консистенции микрожира для инъекций.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Обработанный жир должен выглядеть однородно эмульгированным с минимальным видимым отделением масла.
  7. Отсоедините разъём Luer-lock и перенесите эмульгированный микрожир из шприца в стерильную трубку центрифуга, совместимую с ротором центрифуги. Убедитесь, что трубки сбалансированы по объёму перед центрифугированием.
  8. Центрифугуйте эмульгированный жир при примерно 400 × г в течение 3 минут при комнатной температуре.
  9. После центрифугирования можно увидеть три слоя: верхний масляный слой, средняя микрожировая фракция, обогащённая SVF, нижний водный/кровяной слой (рисунок 1).
  10. Используя стерильный шприц, аккуратно аспирируйте только средний микрожировый слой, обогащённый SVF, чтобы избежать загрязнения соседними слоями.
  11. Пропустите собранную фракцию через стерильный сетчатый фильтр из нержавеющей стали диаметром 500–1 000 мкм для удаления волокнистого мусора и крупных частиц. Этот этап облегчает плавную инъекцию и минимизирует закупорку канюли во время доставки трансплантата.
  12. Загрузите фильтрованный микрожир, обогащённый SVF, в стерильные шприцы объёмом 1-5 мл для немедленной инъекции.

5. Инъекция в участок дефекта

  1. Проведите окончательное дебридмент раны, затем тщательное промытие стерильным физиологическим раствором, пока не будет удалена вся некротическая ткань.
  2. Подтверждайте готовность раны по наличию здоровой грануляционной ткани и/или пунктированного кровотечения, что указывает на адекватную перфузию и жизнеспособность ткани.
  3. Используя стерильную технику, введите в дефект канюлю с тупым кончиком (диаметром 1,2–2,0 мм) через край раны или прилегающую целую кожу, при возможности избегая прямого проникновения через центральное основание раны.
    1. Глубина и тканевая плоскость: Продвигайте канюлю в подкожную тканевую плоскость, сразу поверхностную к ложе раны; Внутримышечное размещение избегается, если только не указано глубиной дефекта.
    2. Угол вставки: Вставьте канюлю под низким косым углом (примерно 10-30°) относительно поверхности раны для контролируемого, слоистого отложения.
    3. Позиционирование канюлы: Удерживать кончик канюли в хорошо сосудистых плоскостях тканей для оптимизации выживаемости трансплантата и минимизации экструзии.
  4. Вводите микрожир, обогащённый SVF, с помощью многослойной ретроградной техники вентилятора, откладывая небольшие аликвоты во время медленного удаления канюль.
  5. Равномерно распределите трансплантат по основанию раны, краям и окружающей подкожной ткани, чтобы добиться равномерного заполнения и максимального контакта с васкуляризированной тканью реципиента.
  6. Регулируйте объём инъекции в зависимости от размера и глубины полости, обычно от 5 до 12 мл.
  7. Инъекция прекращается после достаточного заполнения дефекта и восстановления контуров тканей, что гарантирует отсутствие чрезмерной коррекции или чрезмерного напряжения тканей.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Избегайте переполнения, чтобы снизить риск некроза жира, нарушения перфузии или экструзии трансплантата.
  8. Накройте рану вазелиновой марлей (вазелином), поместите в некомпрессионный контакт с поверхностью раны.
  9. Нанесите вторичную повязку для защиты участка, при этом допуская пассивный дренаж и минимизируя сдвиговые силы на введённый микрожир.

6. Послеоперационный уход и последующее наблюдение

  1. Назначают профилактические антибиотики в соответствии с институциональным протоколом, учитывая размер раны, статус загрязнения и специфичные для пациента факторы риска.
  2. Инструктируйте пациентов избегать давления, сдвига или трения как в местах донора, так и в местах трансплантата в течение 1-2 недель после операции, чтобы минимизировать смещение трансплантата и оптимизировать интеграцию.
  3. При каждом повторном приёме осматривайте повязку для раны и при необходимости заменяйте марлю с вазелином (вазелином). Не снимайте насильственно прилипшие марли; Позволяет спонтанно отслоиться во время эпителизации, чтобы предотвратить нарушение регенерирующей ткани.
  4. Назначьте повторные приёмы через 1, 2, 4 и 12 недель после процедуры.
  5. При каждом визите получайте стандартизированные цифровые фотографии с помощью фиксированной камеры на расстоянии от раны, при постоянных условиях освещения и масштабной эталоны (например, стерильной линейке), расположенной в той же плоскости, что и рана. Это обеспечивает согласованность в лонгитюдной оценке.
  6. Измерять область раны с помощью программного обеспечения ImageJ (Национальный институт здравоохранения (NIH), США) с помощью планиметрического анализа.
    1. Импорт стандартизированных фотографий ран в ImageJ
    2. Калибруйте масштаб изображения с помощью эталонной линейки
    3. Вручную обведите край раны с помощью инструмента выбора полигона.
    4. Автоматически рассчитывайте площадь раны с помощью функции измерения программного обеспечения.
  7. Для оценки результата определите полную эпителизацию как полное покрытие поверхности раны без экссудата, необходимости в перевязке или вторичного вмешательства.
  8. Записывайте все послеоперационные осложнения, включая инфекцию, жировый некроз, гематому, серому или замедленное заживание раны.
    ВНИМАНИЕ: Утилизировать все биологические отходы в соответствии с институциональными нормами биобезопасности.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Всего восемь пациентов с кариозными травматическими дефектами мягких тканей были пролечены по описанному протоколу.

Характеристики когорты

В когорту было пять мужчин и три женщины, средний возраст 51,5 ± 11,7 лет (диапазон 38-74 года). Дефекты были обнаружены на нижней конечности (n = 5), верхней конечности (n = 2) и т...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В данном исследовании описывается клинически применимый и воспроизводимый протокол механической обработки и трансплантации микрожира, обогащённого SVF, при лечении дефектов мягких тканей типа кариеса. Протокол предназначен для реализации на месте оказания помощи в стандартной операционной и ставит в приоритет процедурную простоту, безопасность и осуществимость над биологической характеристикой. В этой небольшой клинической серии все лечённые дефекты демонстрировали прогрессирующее закрыт...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

У авторов нет конфликта интересов, которые можно было бы заявлять.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Это исследование было поддержано Специальной программой инноваций в области науки и технологий провинции Хубэй для международного сотрудничества в области науки и технологий (грант No 2023EHA043) и отделением травматологии и микроортопедии больницы Чжуннань Университета Ухань, Национальным ключевым проектом клинических исследований 2025 года (проект No 2025LCYJZX-ZD003). Авторы искренне благодарят доктора Ци Байвэня за его предыдущую работу, вдохновившую на это исследование, и за ценные рекомендации по клинической методологии. Мы также благодарим сестринскую и хирургическую команды больницы Чжуннань за их помощь в уходе за пациентами и последующее наблюдение.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
0,9% физиологического раствораBaxter Healthcare (или аналог)РазличныеИспользуется как базовый раствор для тумесцентного раствора
Канюля с инъекцией с тупым наконечником (22G и 50 мм)CONPUVON (figure-materials-1;), КитайDZ 22 и раза; 50-C5Используется для многослойной инъекции микрожиров, обогащённых SVF
Центрифуга Долгосрочная биотехнология (figure-materials-2), КитайLTA-1600Клиническая центрифуга, способная генерировать примерно 400 и больше раз; g
Цифровая камера / смартфонЛюбойН/ДСтандартизированная фотография ран во время последующего наблюдения
АдреналинМестная аптека больницыРазличныеДобавлен в физиологический раствор для достижения конечной концентрации 1:500 000
Программное обеспечение ImageJ (версия 1.53 и новее)Национальные институты здравоохранения (США)Свободное программное обеспечениеИспользуется для измерения площади раны в планиметрической области
Липосакционная канюля (2– 3 мм)Стандартный медицинский поставщикН/ДИспользуется для извлечения жировой ткани с донорского места
Разъём Luer-lock (женский к женский)Бектон Дикинсон (или эквивалент)РазличныеИспользуется для механической эмульгификации шприца в шприц
Шприц Luer-lock (1, 5, 10, 20 мл)Hongda Medical Devices (figure-materials-3), КитайНе указано (институциональное снабжение)Используется для аспирации, механической обработки и впрыска
Стерильная повязка / бинтГоспитальная аптекаН/ДДля покрытия послеоперационных ран
Хирургические ножницы (стерильные)Guangzhou Baitang Medical Devices Co., Ltd.BT00301 (или аналогичная репрезентативная модель)Используется для механической фрагментации жировой ткани
Вазелиновая марля (10 см и 10 см)Huaxi Medical Dressing Co., Ltd. (figure-materials-4), КитайНе указано (институциональное снабжение)Неприлипающая повязка, используемая для послеоперационного ухода за ранами

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Hidalgo, D. A. Aesthetic improvements in free-flap mandible reconstruction. Plastic and Reconstructive Surgery. 88 (4), 574-585 (1991).
  2. Pu, L. L. Q. Free flaps in lower extremity reconstruction. Clinics in Plastic Surgery. 48 (2), 201-214 (2021).
  3. Wong, C. H., Wei, F. C. Microsurgical free flap in head and neck reconstruction. Head & Neck. 32 (9), 1236-1245 (2010).
  4. Aronowitz, J. A., Lockhart, R. A., Hakakian, C. S. Mechanical versus enzymatic isolation of stromal vascular fraction cells from adipose tissue. SpringerPlus. 4, 713(2015).
  5. Sforza, M., et al. Mechanical isolation of stromal vascular fraction from adipose tissue: methods and cellular outcomes. Stem Cell Research and Therapy. 16 (1), 560(2025).
  6. Condé-Green, A., et al. Shift toward mechanical isolation of adipose-derived stromal vascular fraction: review of upcoming techniques. Plastic and Reconstructive Surgery Global Open. 4 (9), e1017(2016).
  7. Cervelli, V., et al. Application of enhanced stromal vascular fraction and fat grafting mixed with PRP in post-traumatic lower extremity ulcers. Stem Cell Research. 6 (2), 103-111 (2011).
  8. Senesi, L., et al. Mechanical and enzymatic procedures to isolate the stromal vascular fraction from adipose tissue: preliminary results. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 7, 88(2019).
  9. Solodeev, I., Meilik, B., Gur, E., Shani, N. A closed-system technology for mechanical isolation of high quantities of stromal vascular fraction from fat for immediate clinical use. Plastic and Reconstructive Surgery Global Open. 11 (6), e5096(2023).
  10. Uguten, M., et al. Comparing mechanical and enzymatic isolation procedures to isolate adipose-derived stromal vascular fraction: a systematic review. Wound Repair and Regeneration. 32 (6), 1008-1021 (2024).
  11. Semina, E. V., et al. Improvement in nanofat preparation technology: simple and easy-to-use adipose tissue harvesting with Liporevive. JPRAS Open. 46, 187-199 (2025).
  12. Prakash, O., et al. Utility of fat grafting in chronic wounds. Indian Journal of Plastic Surgery. 57 (3), 201-207 (2024).
  13. Sbitan, L., Qandah, A., Alzraikat, N., Camargo, C. P. Adipose tissue and fat-derived products in wound, ulcer, and scar management: a systematic review. Frontiers in Surgery. 12, 1666776(2025).
  14. Qi, B. W., et al. Effect of negative pressure wound therapy combined with microfat grafting on diabetic foot wounds. Chinese Journal of Microsurgery. 43 (4), 371-373 (2020).
  15. Liu, D., et al. Clinical outcomes of fat particle grafting for reconstruction of cavity-type soft tissue defects. Chinese Journal of Injury Repair and Wound Healing (Electronic Edition). 15 (5), 351-354 (2020).
  16. Aronowitz, J. A., Ellenhorn, J. D. Adipose stromal vascular fraction isolation: a head-to-head comparison of four commercial cell separation systems. Plastic and Reconstructive Surgery. 132 (6), 932e-939e (2013).
  17. Carvalho, P. P., Gimble, J. M., Dias, I. R., Gomes, M. E., Reis, R. L. Xenofree enzymatic products for the isolation of human adipose-derived stromal/stem cells. Tissue Engineering Part C: Methods. 19 (6), 473-478 (2013).
  18. Bora, P., Majumdar, A. S. Adipose tissue-derived stromal vascular fraction in regenerative medicine: a brief review on biology and translation. Stem Cell Research and Therapy. 8 (1), 145(2017).
  19. Tiryaki, K. T., Cohen, S., Kocak, P., Canikyan Turkay, S., Hewett, S. In vitro comparative examination of the effect of stromal vascular fraction isolated by mechanical and enzymatic methods on wound healing. Aesthetic Surgery Journal. 40 (11), 1232-1240 (2020).
  20. Orgill, D. P., Bayer, L. R. Negative pressure wound therapy: past, present and future. International Wound Journal. 10 (Suppl. 1), 15-19 (2013).
  21. Argenta, L. C., Morykwas, M. J. Vacuum-assisted closure: a new method for wound control and treatment: clinical experience. Annals of Plastic Surgery. 38 (6), 563-576 (1997).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Stromal Vascular FractionMicrofat ProcessingSoft Tissue ReconstructionAdipose Tissue HarvestMechanical FragmentationSyringe EmulsificationFat GraftingWound EpithelializationAutologous TissueTraumatic Tissue Defects

Related Articles