Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Рукавная гастрэктомия у мышей с одноразовыми зажимами для лигатуры

265 просмотров

⸱

DOI:

10.3791/69996

⸱

20 февраля 2026 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of General Surgery, Guangzhou Red Cross Hospital of Jinan University, 2College of Clinical Medicine, Guizhou Medical University

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

Здесь мы представляем протокол, который использует одноразовую зажимную зажим для создания модели гастрэктомии с рукавом мыши. Эта модель демонстрирует низкую послеоперационную смертность, более короткие сроки операции и терапевтические результаты, сопоставимые с традиционными методами швования.

Аннотация

Современные модели рукавной гастрэктомии (СГ) на мышях сильно полагаются на ручное швое соединение — технически сложную процедуру с длительными операциями, высокой периоперационной смертностью и крутой кривой обучения. Это ограничивает их доступ для нехирургических исследователей. Чтобы решить этот узкий горлышка, мы разработали упрощённый протокол SG с использованием одноразовых зажима, широко применяемых в клинической гастроинтестинальной хирургии. У мышей с ожирением C57BL/6J, индуцированных диетой, метод с клипом сократил среднее время операции на >50% (20,9 ± 3,2 против 43,9 ± 3,0 минут) и значительно улучшил выживаемость за 12 недель по сравнению с традиционным накладыванием швов. Метод обеспечил аналогичные метаболические результаты, включая устойчивую потерю веса, улучшенную толерантность к глюкозе, повышенную чувствительность к инсулину и снижение печеночного стеатоза. Примечательно, что модель не требует специализированных микрохирургических знаний или устройств для скрепления, которые часто недоступны для мышиных применений. Мы рекомендуем этот метод на основе клипов исследователям, особенно тем, кто не имеет продвинутой хирургической подготовки, которые отдают приоритет процедурной эффективности и воспроизводимости в механистических исследованиях бариатрической хирургии. Для хирургов, стремящихся к прямой клинической трансляции, предпочитают методики на основе швов, хотя и с более строгим периоперационным управлением.

Введение

Бариатрическая хирургия широко признана самым эффективным вмешательством при экстремальном ожирении и связанных с нимосложнениях 1. Модель гастрэктомии с рукавом мыши (SG) является ценным инструментом для изучения патофизиологических изменений и возможных механизмов, связанных с бариатрической хирургией. Эта модель выгодна, поскольку позволяет использовать генетически модифицированные штаммы мышей, например, с генетическими нокаутами или гиперэкспрессией. Мышиные модели, которые легко воспроизводимы, обеспечивают строгий контроль экспериментальных условий и облегчают экспериментальную манипуляцию, необходимы для клиническогоперевода 2.

Традиционная мышиная модель SG использует методы на основе швов для изготовления трубчатого желудочного мешка. Эта методология включает несколько точных хирургических этапов и обычно требует высокой технической поддержки. Репрезентативные методы включают SG-single-layer 3,4 и SG-Lembert 5,6, со средним временем хирургического вмешательства примерно 30–45 минут 7. Следовательно, выполнение СГ в когорте из десяти мышей обычно требует от 5 до 7,5 часов рабочего времени. В исследованиях с участием нескольких экспериментальных когорт совокупные хирургические сессии могут длиться 2-3 последовательных дня. Длительные процедурные сроки могут создавать логистические ограничения и вариабельность в периоперационных условиях, что влияет на согласованность экспериментов и послеоперационный мониторинг. Исследователи изучали альтернативные подходы для создания более доступных моделей мыши-SG. Подходы с помощью степлера (SG-степлер)7,8 и клип-ориентированные (SG-клипы)9,10,11 представляют собой заметные доработки. Эти методы упрощают отдельные аспекты формирования желудочных мешков и снижают технические требования, связанные с ручным наложением швов, тем самым поддерживая более широкое внедрение в исследовательских учреждениях с разным уровнем хирургического опыта. Техника SG-степлер сталкивается с практическими ограничениями в мышиных применениях из-за ограниченного доступа устройств для скрепления соответствующего размера, что приводит к её более частому применению в моделях на крысах. Что касается подхода SG-клипс, в предыдущих исследованиях обычно использовался один-два титановых клипса с дополнительными швами 9,10,11. Гладкая внутренняя поверхность стандартных титановых зажимов обеспечивает неоптимальное расположение тканей, что требует дополнительной фиксации для обеспечения процедурной надёжности и целостности желудка.

Опираясь на особенности моделей SG-степлер и SG-клипс, этот протокол представляет мышиную модель SG, разработанную с использованием одноразовых зажимов для связывания. Эти клипсы часто применяются при холецистэктомии, аппендэктомии и других операциях на желудочно-кишечном тракте. В этих процедурах они надёжно зажимают ткани, такие как остаточный кистозный проток, корень аппендикса и кровеносные сосуды, исключая необходимость дополнительного усиления швов. Существуют размеры, подходящие для длины живота мыши. Эта новая модель SG-клипа проста, надёжна и демонстрирует терапевтическую эффективность, сопоставимую с традиционной моделью швов.

Примечательно, что SG на основе шва остаётся предпочтительнее, когда исследование направлено на воспроизведение клинической хирургической техники, изучение биомеханических или биологических эффектов, специфичных для швов, или требует максимальной анатомической точности. Для исследователей с продвинутыми навыками микрохирургии методы ручного шитья отражают человеческие процедуры и, следовательно, более подходят для трансляционной точности. В отличие от этого, модель с зажимом для лигации предлагает упрощённую, эффективную и доступную альтернативу, которая сохраняет экспериментальную строгость и расширяет применение мышиного СГ в различных исследовательских учреждениях — особенно когда хирургическая экспертиза ограничена.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Этот протокол соответствует Международным руководящим принципам по этике благополучия животных и был одобрен Комитетом по защите и этике экспериментальных животных Университета Цзинань (номер одобрения: 20240227-0073).

ПРИМЕЧАНИЕ: Тридцать самцов мышей дикого типа C57BL/6J (восемь недель), весом 22-25 г, содержались в специфической среде без патогенов (SPF) с комнатной температурой 20-26 °C и 12/12 часов, чередующимися днем и ночью. После привыкания к диете с высоким содержанием жиров в течение 4 недель мышей случайным образом распределяли в группы SC (SG с клипской), SS (SG с швом) и SH (фиктивные) группы с по 10 мышей в каждой группе.

1. Предоперационная подготовка

  1. Перейдите на жидкую диету на 2 дня и не голодайте перед операцией.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Предоперационный переход на жидкую диету может способствовать опорожнению твёрдой пищи из желудка мышей, тем самым снижая интраоперационное загрязнение. Кроме того, она способствует лучшей адаптации к послеоперационному жидкому питанию, обеспечивая достаточное потребление энергии.
  2. Закрепите грелку на операционном столе, оснащённую анестезиологической маской, и отрегулируйте температуру до ~37 °C.
  3. Очистите стол 75% алкоголем.
  4. Извлечь 1 мл из 100 мл обычного физиологического раствора для растворения порошка пенициллина. Затем введите весь растворённый пенициллин в оставшиеся 99 мл обычного физиологического раствора, чтобы получить пенициллиновый раствор с концентрацией 800 000 МЕ/100 мл.
  5. Обезболить мышей 3% изофлурана и 0,5 л/мин кислорода примерно в течение 30 секунд, а затем поместить голову в анестезиологическую маску с поддержанием концентрации изофлурана на уровне 1,5%.
  6. Стерилизуйте кожу груди и живота раствором Анердия и накройте стерильным полотенцем.

2. Хирургические процедуры

  1. Медианная лапаротомия: поднимите кожу примерно на 2 см ниже модиковидного отростка и сделайте разрез длиной 1,5 см вдоль средней линии. Разрежьте свободную от мышц область вдоль linea alba ровно настолько, чтобы вместить ретрактор (примерно 1,5 см).
  2. Экстернализация желудка: с помощью влажной ватной палочки направьте толстую кишку и часть тонкого кишечника к тазовой полости. Аккуратно поднимите живот до разреза живота с помощью тупого наконечника и накройте его новым отверстием полотенцем, вырезанным из влажной марли. Тщательно вскрыть гепатогастральную связку, гастроселезёночную связку и частичное сосудистое соединение желудочного синуса с поджелудочной железой и разрезать электрокоагулятором.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Своевременное размещение дополнительных новых штор или увлажнённых ватных шариков во время экстернализации и разреза желудка может эффективно снизить загрязнение содержимым желудка.
  3. Определите степень резекции вдоль большего изгиба желудка, при этом дно дне 3 мм от пищевода, а антрум — 3 мм проксимально от пилора.
  4. Для группы SC:
    1. Поместите одноразовую клипсу с аппликатором вдоль заранее определённого промежутка резекции; Тщательно заново определите расстояние от положения зажима от пищевода и пилора, затем зажим.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Перед обрезкой линия резекции должна быть подтверждена совместно помощником и оператором, чтобы обеспечить точные поля резекции.
    2. Предварительно разместить увлажнённый ватный шарик вокруг желудка, чтобы предотвратить загрязнение брюшной полости с вытекающим содержимым желудка; затем быстро отрезать примерно 80% желудочной ткани на стороне с большей кривизной зажима.
    3. Простерилизуйте разрез три раза мазками Анерда и протрите один раз физиологическим мазком (рисунок 1).
  5. Для группы СС:
    1. Зажмите желудочное тело вдоль заранее определённой границы резекции.
    2. Предварительно разместить увлажнённый ватный шарик вокруг желудка, чтобы предотвратить загрязнение брюшной полости с вытекающим содержимым желудка; Затем с помощью офтальмологических ножниц быстро отрезать примерно 80% желудочной ткани на стороне с большей кривизной.
    3. Откройте щипцы и промите желудочное содержимое физиологическим раствором.
    4. Зашивайте разрез дважды с помощью хирургических швов 6-0 с помощью однослойной непрерывной техники. Выполните первый непрерывный шов, вводя иглу перпендикулярно к краю разреза на расстоянии 2–3 мм, проходя через всю толщину стенки желудка и выходя в равноудалённой точке на противоположной стороне. Зафиксируйте начальный шов хирургическим узлом, продолжите наложение с чередующимися закусками диаметром 2 мм при равномерном натяжении, чтобы предотвратить сжатие тканей или щели, и завершите его квадратным узлом (3-4 попытки).
    5. Выполните второй непрерывный шов параллельно первому, используя смещённый узор для усиления покрытия и поддержания равномерного расстояния между прицепами и натяжением, избегая перекрытия или скручивания.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Покраснение ватных шариков или марли указывает на значительное кровотечение, особенно в месте разреза желудка; Для достижения гемостаза требуется адекватная электрокоагуляция разреза перед наложением швов.
    6. Простерилизуйте разрез три раза мазками из анердии и протрите один раз физиологическим мазком (рисунок 2).
  6. Для группы SH:
    1. Выполните только операцию зажима желудка и отпустите через 10 минут.
    2. Вернуть желудок в брюшную полость в правильное положение, зашить мышечную мышцу и кожу 5-0 хирургическими швами, простерилизовать и завершить процедуру.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Все мыши были оперированы в течение недели для эффективного мониторинга послеоперационного веса и питания пищи.

3. Послеоперационный уход

  1. Поместите мышей в индукционную коробку с чистым кислородом. Их можно пробудить примерно через 2 минуты. Уберите мышей и положите их на грелку. Внимательно наблюдайте за состоянием сознания и дыхания, а затем возвращайте их в клетку, когда они смогут двигаться.
  2. Введите одну подкожную инъекцию раствора глюкозо-физиологического раствора (5% глюкозы и 4,5% хлорида натрия) при дозе 20 мл/кг.
  3. Введите подкожную инъекцию мелоксикама в дозе 4 мг/кг (концентрация: 0,4 мг/мл) непосредственно перед приходом мыши в сознание после операции. Повторяйте эту инъекцию каждые 24 часа в течение трёх дней подряд.
  4. Обеспечить Abbott питательным раствором и диетой с высоким содержанием жиров в первые три дня после операции; Замените питательный раствор питьевой водой на четвёртый день после операции.
  5. Вводите пенициллин (30 000 U/кг) внутримышечно в течение трёх последовательных дней после операции, чтобы предотвратить инфекцию.
  6. Ежедневно наблюдайте за мышами на предмет общих состояний и своевременно обеспечивайте симптоматическое лечение при необходимости.

4. Индикаторы обнаружения

ПРИМЕЧАНИЕ: Выживание в течение 4 недель без значительных послеоперационных осложнений у мышей считается успешной операцией.

  1. Фиксируйте вес и продолжительность операции на момент операции, а также каждую неделю отслеживайте вес, питание, смертность и наличие серьёзных осложнений для каждой группы в течение 12 недель после операции.
  2. Проведите метаболические и кишечные транзитные оценки, такие как внутрибрюшинный тест на глюкозу (ipGTT), тест на инсулиновую толерантность (ITT) и тест на транзит тонкой кишки на 12-й неделе.
    1. Для ipGTT: быстрые мыши на 12 часов. Отрежьте сегмент длиной 1 мм от кончика хвоста и измерьте уровень глюкозы натощак (время 0). Вводите раствор глюкозы 20% внутрибрюшинно при дозе 2 г/кг массы тела. Измеряйте уровень глюкозы в крови через 15, 30, 60, 90 и 120 минут после введения.
    2. Для ITT: быстрые мыши на 6 часов. Измеряйте уровень глюкозы натощак. Вводите раствор инсулина (0,075 U/mL) через внутрибрюшинную инъекцию при дозе 0,5 U/кг массы тела. Измеряйте уровень глюкозы в крови через 15, 30, 60, 90 и 120 минут после инъекции.
    3. Для тонкой кишечной прохождения: быстрые мыши на 12 часов. Вводите 10% суспензию из углеродного порошка через оральную вентиляцию при дозе 10 мл/кг массы тела. Через 30 минут усыпить мышей. Вырезать целую тонкую кишку от пилора до проксимального конца слепокожей кости. Измерьте коэффициент транзита кишечника как расстояние от пилора до переднего края углеродной суспензии, делённое на общую длину тонкой кишки.
  3. Жертвуйте мышей, чтобы наблюдать анатомическую структуру рукавного желудка и морфологию тонкого кишечника.
  4. Окрашивание образцов печени с помощью окрашивания гематоксилин-эозина (HE) и окрашиванием O-красного масла, а также сбор образцов крови для выявления общего холестерина в сыворотке (ТК), триглицеридов (ТГ) и свободных жирных кислот (ФФК).

5. Статистический анализ

  1. Экспрессируйте все непрерывные переменные (вес тела, потребление пищи, коэффициент транзита в тонком кишечнике, уровень глюкозы в крови и серологические параметры) в среднем ± стандартном отклонении.
  2. Анализировать данные о продольной массе тела и потреблении пищи с использованием двусторонних повторяющихся мер ANOVA (факторы: группа и время).
  3. Проанализировать коэффициенты транзита тонкой кишки и серологические параметры с помощью одностороннего ANOVA.
  4. Для данных теста на толерантность к глюкозе внутрибрюшной области (ipGTT) и теста на толерантность к инсулину (ITT) вычислите площадь под кривой (AUC) для каждого участника и сравните значения группового AUC с помощью одностороннего ANOVA.
  5. Проведите пост-хок парные сравнения с коррекцией Бонферрони после значимых результатов ANOVA.
  6. Определим статистическую значимость как p < 0,05. Проводите все статистические анализы с помощью GraphPad Prism 9 (GraphPad Software, Сан-Диего, Калифорния, США).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Критерий успеха хирургического вмешательства определялся в том, что мыши выжили более 4 недель после операции без серьёзных осложнений. Смерти, произошедшие после четвёртой послеоперационной недели, связаны с осложнениями. В течение 12 последовательных недель послеоперационного наблюдения в группе SC на 24-й день после операции была зафиксирована одна смерть из-за раны и брюшной инфекции, вызванной швами, в то время как оставшиеся девять мышей выжили до 12-й недели. В группе СС умерло вс...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Была создана мышиная модель SG с использованием одноразовых зажимов для лигатуры, что привело к простой, эффективной и воспроизводимой хирургической процедуре. Метод на основе клипа стабильно демонстрировал терапевтическую эффективность, сопоставимую с традиционной моделью SG на основе швов, при этом значительно сокращая время операции и повышая выживаемость после операции.

Операционная техника модели SG-шва у мыши не является по своей сути сложной, и многие х...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

У авторов нет конфликта интересов, которые можно было бы заявлять.

Благодарности

Эта работа была поддержана Фондом естественных наук провинции Гуандун (2021A1515011261), Фондом фундаментальных и прикладных исследований Гуанчжоу (2024A03J0659) и Проектом по науке и технологиям здравоохранения Гуанчжоу (20251A011020).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Анердиевое решениеПросперичHC-3566Стерилизуйте кожу грудной клетки и брюшной поверхности
75% алкоголяМаклинE885996-500 млОчистите операционный стол
Аппарат для анестезии животныхYuyanBioYuyan-ABSОборудование для анестезии для мышей
АппликаторХанчжоуКанцзиΦ 10 мм и раз; 330 ммОдноразовый аппликатор с зажимом с лигатурой
Одноразовый клипс для лигатурыХанчжоуКанцзиKJ-JZJ02XLСоздайте желудочный рукав
Электрохирургический карандашYuyanBioGemini (на батарейках)Электрокоагуляционный гемостаз во время операции.
ОбеспечьтеЛаборатории ЭбботтаH20181147Жидкая диета
Глюкометр и тестовые полоскиACCU-CHEKВеди меняМониторинг уровня глюкозы в крови
Программное обеспечение GraphPadСан-Диего, Калифорния, СШАGraphPad Prism 9Статистика и анализ данных
ГрелкаRTtechRT-jr01Поддерживайте тёплую температуру тела мыши во время операции
Диета с высоким содержанием жировResearch Diets, IncD1249260 ккал% жира
ИзофлуранЗадний приводR510-22Анестетики
МелоксикамАладдинM129228-25 гПослеоперационные обезболивающие препараты
Микрохирургические инструментыBeyotimeFS500Проведение операций на животных
Мышиный ретракторЧИУ ПОКCP-ckqАбдоминальное хирургическое втягивание у мышей
Хирургические швыМедицина ЦзиньхуаньCR537/KCR631Хирургические швы

Ссылки

  1. Ghiassi, S., Morton, J. M. Safety and efficacy of bariatric and metabolic surgery. Curr Obes Rep. 9 (2), 159-164 (2020).
  2. Lutz, T. A., Bueter, M. The use of rat and mouse models in bariatric surgery experiments. Front Nutr. 3, 25(2016).
  3. Kucharczyk, J., Nestoridi, E., Kvas, S., Andrews, R., Stylopoulos, N. Probing the mechanisms of the metabolic effects of weight loss surgery in humans using a novel mouse model system. J Surg Res. 179 (1), e91-e98 (2013).
  4. Yin, D. P., et al. Assessment of different bariatric surgeries in the treatment of obesity and insulin resistance in mice. Ann Surg. 254 (1), 73-82 (2011).
  5. Bachmann, R., Meile, T., Lange, J., Widmayer, P., Königsrainer, A., Küper, M. A. Surgical technique of a vertical sleeve gastrectomy in mice. J Investig. Surg. 26 (5), 261-265 (2013).
  6. Hao, Z., Townsend, R. L., Mumphrey, M. B., Morrison, C. D., Münzberg, H., Berthoud, H. -R. RYGB produces more sustained body weight loss and improvement of glycemic control compared with VSG in the diet-induced obese mouse model. Obes Surg. 27 (9), 2424-2433 (2017).
  7. Bruinsma, B. G., Uygun, K., Yarmush, M. L., Saeidi, N. Surgical models of Roux-en-Y gastric bypass surgery and sleeve gastrectomy in rats and mice. Nat Protoc. 10 (3), 495-507 (2015).
  8. Chambers, A. P., et al. The effects of vertical sleeve gastrectomy in rodents are ghrelin independent. Gastroenterology. 144 (1), 50-52.e5 (2013).
  9. Schlager, A., et al. A mouse model for sleeve gastrectomy: applications for diabetes research. Microsurgery. 31 (1), 66-71 (2011).
  10. Jahansouz, C., Staley, C., Bernlohr, D. A., Sadowsky, M. J., Khoruts, A., Ikramuddin, S. Sleeve gastrectomy drives persistent shifts in the gut microbiome. Surg Obes Relat. Dis. 13 (6), 916-924 (2017).
  11. Wei, J. -H., Yeh, C. -H., Lee, W. -J., Lin, S. -J., Huang, P. -H. Sleeve gastrectomy in mice using surgical clips. J Vis Exp. (165), e60719(2020).
  12. Stevenson, M., Lee, J., Lau, R. G., Brathwaite, C. E. M., Ragolia, L. Surgical mouse models of vertical sleeve gastrectomy and Roux-en Y gastric bypass: a review. Obes Surg. 29 (12), 4084-4094 (2019).
  13. Frohman, H. A., Rychahou, P. G., Li, J., Gan, T., Evers, B. M. Development of murine bariatric surgery models: lessons learned. J Surg Res. 229, 302-310 (2018).
  14. Kawano, Y., Ohta, M., Hirashita, T., Masuda, T., Inomata, M., Kitano, S. Effects of sleeve gastrectomy on lipid metabolism in an obese diabetic rat model. Obes Surg. 23 (12), 1947-1956 (2013).
  15. Yousaf, M. S., et al. Short-Term Outcomes of Laparoscopic Sleeve Gastrectomy for Weight Loss and Gastroesophageal Reflux Disease. Cureus. 17 (1), e76943(2025).
  16. Aktekin, A., Kazan, K., Gunes, P., Yekrek, M., Muftuoglu, T., Saglam, A. Hematological, biochemical, and immunological laboratory and histomorphological effects of sleeve gastrectomy on female rats. Indian J Surg. 77 (S2), 557-562 (2015).
  17. Himel, A. R., et al. Feature article: splenectomy fails to attenuate immuno-hematologic changes after rodent vertical sleeve gastrectomy. Exp Biol Med. (Maywood). 244 (13), 1125-1135 (2019).
  18. Blok, N. B., et al. Towards a better mouse model of vertical sleeve gastrectomy. Surg Obes Relat. Dis. 21 (11), 1198-1209 (2025).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Свяжитесь с нами
Рекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

Авторские права © 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.