Методическая статья

Выделение и культивирование белых и коричневых преадипоцитов из мышиных эмбрионов

246 просмотров

⸱

DOI:

10.3791/70101

⸱

17 апреля 2026 г.

 ,  ,  , 
1Laboratory Lille Neuroendocrinology, Lille Neuroscience & Cognition, University of Lille, Inserm, CHU Lille

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

Мы представляем новый, надёжный и воспроизводимый подход к выделению и культивированию белых и коричневых преадипоцитов из мышиных эмбрионов, разрабатывая мощную in vitro стратегию для анализа клеточных и молекулярных механизмов, управляющих связыванием и дифференциацией линии адипоцитов, а также предоставляя основу для изучения влияния развития жировой ткани.

Аннотация

Жировая ткань играет центральную роль в метаболическом гомеостазе, а её свойства формируются во время эмбрионального развития через дифференцировку адипоцитов. Таким образом, эмбриональные преадипоциты представляют собой релевантную модель для изучения ранних событий формирования жировой ткани и определения линии. В этой статье описывается воспроизводимый протокол выделения и in vitro дифференцировки белых и коричневых преадипоцитов, выделенных из эмбрионов мышей на эмбриональный день 15,5 (E15,5), стадии развития, на котором начинают формироваться жировые депо. Метод даёт подробные рекомендации по микродиссекции тканей, ферментативному пищеварению, первичной культуре и специфическим по линии дифференциации условий, которые поддерживают жизнеспособность клетки и адипогенное созревание. Репрезентативные результаты включают накопление липидных капель и экспрессию маркеров, связанных с родом, что подтверждает успешную дифференцировку при определённых условиях культуры. С помощью этого подхода эмбриональные преадипоциты могут быть направлены на судьбу белых или коричневых адипоцитов, что позволяет проводить сравнительный анализ времени развития, особенностей линии и профилей экспрессии генов. Этот протокол представляет собой практический и жизненно значимый инструмент для изучения формирования жировой ткани и механизмов перинатального программирования в контролируемых экспериментальных условиях.

Введение

Жировая ткань играет центральную роль в поддержании гомеостаза всего тела, регулируя накопление энергии, эндокринную сигнализацию и адаптивный термогенез, при этом активно взаимодействуя как с локальными, так и с удалёкшимиорганами 1,2,3. Можно выделить два основных типа жировой ткани: белую жировую ткань (WAT) и коричневую жировую ткань (BAT), которые заметно различаются по клеточной линии, физиологической функции, анатомическому распределению и метаболическойактивности 4.

WAT является основным энергетическим резервуаром организма. Белые адипоциты высокоспециализированы для хранения липидов и характеризуются наличием одной крупной липидной капли (LD), занимающей большую часть цитоплазматическогопространства 5. В отличие от этого, BAT специализируется на недрожащем термогенезе. Коричневые адипоциты содержат несколько малых LD и демонстрируют высокую митохондриальнуюплотность 3,6. Термогенная способность BAT зависит от Uncoupling Protein 1 (UCP1) — белка внутренней митохондриальной мембраны, который способствует утечке протонов черезмембрану 7. Отделяя окисляющее фосфорилирование от синтеза АТФ, UCP1 рассеивает протонный градиент в виде тепла, тем самым способствуя поддержанию температурытела 8. Учитывая их разнообразные роли, WAT и BAT вызывают значительный интерес не только как ключевые регуляторы и потенциальные терапевтические мишени при метаболических заболеваниях, но и в области биологии развития и эволюции, иммунологии и старения, благодаря их сложным и далеко идущим системнымвзаимодействиям 9,10. Накопленные данные также указывают на то, что метаболическое программирование плода тесно связано с развитием жировой ткани, поскольку нарушения внутриутробной среды могут влиять на количество, распределение и функцию адипоцитов, тем самым предрасполагая людей к ожирению и метаболическим заболеваниям в дальнейшемвозрасте 11

Для изучения биологии жировой ткани крайне важна наличие зрелых адипоцитов. Системы культуры in vitro обеспечивают контролируемую среду, позволяющую оценивать конкретные факторы, влияющие на адепогенез и функцию адипоцитов. Разработано несколько протоколов для выделения и дифференцировки адипоцитов у взрослых мышей или неонатальныхдетёнышей 12,13,14,15. Однако эти предшественники адипоцитов могут отличаться от исходных популяций клеток, которые в процессе развития дают образ жировых тканей. У мышей депо BAT являются первыми, которые развиваются в период эмбриогенеза, обеспечивая новорождённым термогенную способность без дрожи, что критически важно для послеродовой адаптации к холоду. Депо бурых адипоцитов можно обнаружить в межлопаточной области уже на эмбриональный день 14,5 (E14,5)16. ЛД начинают формироваться при E15.5, а экспрессия UCP1 начинается примерно на E16.5. В мышином эмбрионе преадипоциты пахового WAT (iWAT) также присутствуют на этойстадии 16.

Описанный здесь протокол сосредоточен на преадипоцитах, выделенных на уровне E15.5. Эта стадия соответствует эмбриональному периоду, в течение которого клетки-прародители начинают дифференцировку in vivo16, представляя собой первичных предшественников, дающих начало WAT и BAT. В отличие от этого, адипогенные предки, выделенные на взрослой или неонатальной стадии, могли уже быть под влиянием факторов окружающей среды и, скорее всего, проявлять более ограниченную пластичность. Поэтому использование эмбриональных предшественников с уровнем E15.5 повышает способность точно воспроизводить адипогенную программу in vivo , поскольку эти клетки сохраняют высокий уровень пластичности развития и более склонны следовать физиологическим траекториям дифференцировки. Этот подход представляет особый интерес для вопросов биологии развития, особенно для изучения влияния факторов окружающей среды на дифференцировку преадипоцитов в перинатальный период, предоставляя ценную модель для изучения того, как ранние воздействия могут формировать развитие жировой ткани и долгосрочные метаболические исходы. Однако пользователям следует быть осторожными в отношении этой специфичности стадии: метод оптимизирован для эмбрионов E15.5, и отклонения в возрасте эмбриона или точности вскрытия могут влиять на урожайность или жизнеспособность клеток. Кроме того, техника микродиссекции требует практики, чтобы избежать загрязнения жировыми тканями, особенно учитывая небольшие размеры эмбриональных депо. Этот протокол суммирует все этапы и процедуры выделения, культивирования, амплификации и дифференцирования эмбриональных преадипоцитов в зрелые коричневые и белые адипоциты.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все процедуры на животных проводились в соответствии с местными нормативами и в соответствии с руководящими принципами, определёнными Директивой Совета Европейского союза от 22 сентября 2010 года (2010/63/EU) (APAFIS#2617-2015110517317420).

Все биологические отходы и ферментные растворы должны обрабатываться и утилизироваться в соответствии с институциональными рекомендациями по биобезопасности и нормативами для биологически опасных материалов. В частности:
- Биологические отходы: собираются в утверждённых контейнерах для биологических опасностей и утилизируются посредством автоклава или по указанию офиса биобезопасности учреждения.
- Ферментные растворы: инактивируют остаточную ферментативную активность, добавляя 10% отбеливателя на 30 минут и утилизируя их как химические отходы согласно местным нормам.
- Загрязнённые расходники (наконечники пипеток, трубки и т.д.): помещаются в мешки для биологической опасности и автоклаве перед утилизацией.
- Фиксационные реагенты: утилизировать их как опасные химические отходы в специализированные контейнеры.

Всегда носите соответствующие средства индивидуальной защиты при обращении с отходами.

1. Сбор эмбрионов мышей

  1. Эвтаназия беременных мышей (C57Bl/6J) в соответствии с руководящими принципами Институционального комитета по уходу и использованию животных.
  2. Дезинфицируйте брюшную область беременных мышей 70% этанолом и сделайте разрез по средней линии, чтобы обнажить матку.
  3. Разрезите брюшную полость, чтобы удалить желточные мешочки с эмбрионами при E15.5, и поместите их в агарозный ящик с холодным (4 °C) 1x PBS.
  4. Удалять внешнюю оболочку каждого желткового мешочка и плаценту, а также перерезать пуповину эмбрионов.
  5. Поместите эмбрионы в новую коробку с агарозой с холодными 1x PBS.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Хотя структуры центральной нервной системы, лежащие в основе восприятия сознательной боли, на этой гестационной стадии ещё не полностью развиты, периферические ноцицепторы начинают формироваться между E13 и E15. В соответствии с институциональными рекомендациями по уходу за животными, чтобы минимизировать потенциальные ноцицептивные реакции, мы рекомендуем эвтаназировать эмбрионы путём обезглавливания до проведения экспериментальных манипуляций.

2. Диссекция эмбриональных жировых тканей (рисунок 1)

  1. Диссекция межлопаточной БАТ (рисунок 1A)
    1. Вырежьте прямоугольник из 5% агарозной пластины и поместите эмбрион внутрь, чтобы обездвижить его. Наполните тарелку холодным 1x PBS. Поместите коробку с агарозой с эмбрионом под бинокулярный микроскоп.
    2. Снимите кожу с задней части эмбриона.
    3. Вскрытие межлопаточного БАТ с помощью тонких щипцов и микроножниц.
    4. Аккуратно отдельте BAT от окружающей ткани (соединительной ткани и мышцы) с помощью микроножниц, чтобы получить образец BAT размером примерно 4–6 мм x 2–3 мм.
    5. Поместите BAT в трубку объемом 2 мл, содержащую 1 мл холодного (4 °C) глутамина Dulbecco Modified Eagle Medium/Nutrient Mixture F-12 (DMEM/F-12) с 100 U/mL пенициллина/стрептомицина (P/S).
  2. Вскрытие iWAT (рисунок 1B)
    1. Положите эмбрион на бок (с одной стороны, затем с другой) на агарозную пластину.
    2. Разбери iWAT с помощью тонких щипцов и микроножниц.
    3. Аккуратно отдельте iWAT от окружающей ткани (соединительной ткани и кожи), пока не получите два депо размером примерно 2–4 мм x 0,5–0,8 мм.
    4. Поместите два образца WAT в пробирку объёмом 2 мл с 1 мл холодного глутамина DMEM/F-12 с 100 Мк/мл пенициллина/стрептомицина (P/S).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Все вскрытия должны проводиться под бинокулярным микроскопом в максимально стерильной среде, используя инструменты, продезинфицированные заранее.

3. Переваривание жировых тканей

  1. Удалите DMEM/F12 с помощью пипетки и добавьте в трубки 200 мкл глутамина DMEM/F12 с 100 U/mL P/S, 0,2% бычьей сывороткой альбумина (BSA), 0,5 U Collagenase D и 0,5 U Dispase II.
  2. Разрежьте ткани микроножницами в трубках, чтобы максимально уменьшить их части ткани и помочь процессу пищеварения, проводя пипету вверх и вниз 10 раз.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Полностью переваренные образцы должны выглядеть мутной суспензией без видимых сгустков тканей.
  3. Инкубировать при 37 °C (в водяной бане) в течение 15 минут.
  4. Остановите реакцию, добавив 600 мкл холодного глутамина DMEM/F-12 с 100 U/mL P/S, 20% плодовой сыворотки (FBS). Подвесьте равномерно, подняв трубу вверх и вниз 10 раз.

4. Первичная клеточная культура

ПРИМЕЧАНИЕ: С этого этапа все процедуры должны выполняться в строгих стерильных условиях в шкафу биологической безопасности (BSC) для предотвращения загрязнения. Наденьте стерильные перчатки, лабораторный халат и защитные очки для поддержания стерильности и защиты от потенциальных опасностей. Используйте стерильную одноразовую пластиковую посуду, асептическую технику и убедитесь, что все реагенты и среды стерильны. Избегайте контакта с нестерильными поверхностями, чтобы предотвратить загрязнение.

  1. Пластины ячейки на скважинах и инкубировать их в стандартных условиях (37 °C, 5%CO2) в течение 1 часа; для пластин с 8 лунками ставьте 200 мкл/скважину. После инкубации убедитесь, что клетки приклеились, аккуратно двигая пластину под микроскопом.
    ПРИМЕЧАНИЕ: На этом этапе различные образцы BAT или WAT могут быть объединены в одну пробирку для получения гомогенизированных культур в разных скважинах (например, для проверки эффекта обработки на похожие культуры).
  2. Замените среду на предварительно подогретый (37 °C) dmem/f-12 глутамин с 100 U/mL P/S, 10% FBS и инкубируйте клетки ночью при 37 °C, 5%CO2.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Изменяя среду, удаляются мёртвые/неприкреплённые клетки и фрагменты ткани, которые нельзя было расщепить, оставляя только прикреплённые клетки.
  3. Дифференциационное лечение (72 ч)
    1. Для дифференцировки коричневых адипоцитов изменяют среду с помощью предварительно нагретого (37 °C) дмэм/f-12 глутамина с 100 U/mL P/S, 10 % FBS, 125 нМ индометацина, 0,5 мМ 3-изобутил-1-метилксантина (IBMX), 1 нМ трийодотиреонина (T3), 1 мкм розиглитазона, 1 мкм дексаметазона и 850 нМ инсулина, инкубируя при 37 °C, 5%CO2 в течение 72 часа.
    2. Для дифференцировки белых адипоцитов замените среду с помощью предварительно подогретого глутамина DMEM/F-12 с 100 U/mL P/S, 10% FBS, 0,5 mM IBMX, 1 мкм дексаметазона и 850 нМ инсулина, инкубируйте при 37 °C и 5%CO2 в течение 72 часа.
  4. Поддерживающая процедура (каждые 48 часов)
    1. Замените среду с помощью предварительно подогретого (37 °C) dmem/f-12 глутамина с 100 U/mL P/S, 10 % FBS, 1 нМ T3, 1 мкм розиглитазона и 850 нМ инсулина. Обновляйте среду каждые 48 часов.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Все перечисленные концентрации относятся к окончательным рабочим концентрациям реагентов. Корректируйте конечные объёмы дифференциационных и обслуживающих материалов в зависимости от количества обработаемых скважин, используя 200 мкл на скважину в качестве стандартного объёма для 8-колодцевых пластин.

5. Фиксация и иммунное окрашивание (рисунок 2A)

  1. Аспирируйте среду и промывайте клетки холодным 1x PBS.
  2. Зафиксируйте клетки на 10 минут холодным формальдегидом 4% в 1x PBS.
  3. Промой клетки 1x PBS в течение 3 x 5 минут.
  4. Пермеабилизуйте клетки с помощью 0,1% тритона в 1x PBS в течение 10 минут.
  5. Промой клетки 1x PBS в течение 3 x 5 минут.
  6. Блокируйте неспецифические участки 5% обычной сывороткой «осла» (NDS) в 1x PBS на 1 час при комнатной температуре (RT).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Выбор вида для блокирующей сыворотки зависит от вида, в котором вырабатываются вторичные антитела.
  7. Инкубировать первичные антитела, разбавленные 5% NDS в 1x PBS за ночь при 4 °C.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Не добавляйте первичные антитела в одну из колодцев — это будет негативным контролем.
  8. Мойте клетки 1x PBS в течение 2 x 5 минут.
  9. Промой клетки с 5% NDS в 1x PBS в течение 5 минут.
  10. Инкубировать с вторичными антителами, DAPI и Bodipy в течение 1 часа на RT, накрытым для защиты от света.
  11. Помой колодцы с помощью 1x PBS в течение 3 минут 5 минут.
  12. Держать клетки при температуре 4 °C в темноте до получения изображений.

6. Криоконсервация преадипоцитов

ПРИМЕЧАНИЕ: Можно остановить посев и заморозить клетки до или после процесса дифференцировки, чтобы сохранить их и повторно использовать для последующих культур.

  1. Приготовьте замораживающую среду: 50% FBS, 40% глутамин DMEM/F-12 с 100 U/mL P/S, 10% диметилсульфоксида (DMSO).
    ВНИМАНИЕ: ДМСО — это опасное химическое вещество. Это раздражитель кожи и глаз, способствующий поглощению других токсичных веществ через кожу и может причинять вред при вдыхании или проглатывании. Всегда работайте с DMSO внутри BSC, чтобы минимизировать воздействие и загрязнение. Носите соответствующие средства индивидуальной защиты (СИЗ) (стерильные перчатки, лабораторный халат и защитные очки для предотвращения контакта). Избегайте контакта с кожей. В случае контакта немедленно промойте с большим количеством воды. Храните DMSO в плотно запечатанном контейнере внутри BSC, когда он не используется, и обеспечивайте правильную утилизацию в соответствии с лабораторными протоколами безопасности.
  2. Промывайте клетки с предварительно подогретым (37 °C) 1x PBS.
  3. Добавьте предварительно подогретый (37 °C) 0,05% трипсина, чтобы химически отделить клетки, и инкубировать 5 минут при 37 °C, 5%CO2. Визуально проверяйте отслоение клеток под микроскопом.
  4. Остановите реакцию, добавив в 3 раза больше объёма предварительно нагретого (37 °C) глутамина DMEM/F-12 с 100 U/mL P/S, 10 % FBS. Подвесьте равномерно.
  5. Центрифугу 7 минут при RT, 300 × г и сбросьте супернатант.
  6. Суспензировать клетки в 10 мл замораживающей среды. Центрифугу 7 минут при RT, 300 × г и отбросьте супернатант, оставив примерно 3 мл.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Измерьте точный объём, чтобы вычислить общее количество ячеек после подсчёта.
  7. Разведите небольшой объём 1:2 Trypan Blue и посчитайте живые клетки с помощью камеры Нойбауэра.
  8. Регулируйте объём с помощью замороженной среды, чтобы получить 5 × 104 – 1 × 105 ячеек/флакон (конечный объём: 1 мл/флакон).
  9. Переложите флаконы в заморозительный контейнер (скорость охлаждения: -1 °C/мин) и храните при -80 °C на ночь.
  10. Переведите в жидкий азот для длительного хранения.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Этот протокол обеспечивает жизнеспособность более 90% после отмораивания.
  11. При необходимости размораживайте клетки, быстро разморозив флакон в водяной бане при температуре 37 °C.
  12. Переложите содержимое флакона в 4 мл предварительно подогреного (37 °C) глутамина dmem/f-12 с 100 U/mL P/S, 10% FBS. Равномерно подвешивайте, аккуратно поднимая и опуская трубу 10 раз. Инкубировать ночью при 37 °C, 5%CO2.
  13. Замените среду на свежий глутамин DMEM/F-12 с 100 U/mL P/S, 10% FBS и обновляйте его каждые 48 часов.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Крайне важно изменить среду для удаления остатков DMSO, так как длительное воздействие может нарушить жизнеспособность клеток, дифференцировку и функционирование. Обеспечьте полную замену среды, чтобы избежать цитотоксических эффектов.
  14. Продолжайте эксперименты или проходные клетки, когда они достигнут 80% совпадения.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Как показано на рисунке 1, целые депо BAT и iWAT могут быть эффективно выделены от эмбрионов при E15.5. Хотя BAT легко обнаруживать в эмбрионах E15.5, для обнаружения iWAT может потребоваться обучение. В обоих случаях необходимо микродиссекировать все окружающие ткани после грубой вскрытия, чтобы избежать культивирования других типов клеток.

Начальные стадии пищеварения и культуры белых и коричневых преадипоцитов идентичны (

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Культура преадипоцитов была подробно описана в различных экспериментальных контекстах. Однако существующие протоколы преимущественно опираются на взрослые ткани или эмбриональные фибробласти, и в настоящее время отсутствуют стандартизированные методы для прямой изоляции и культивирования эмбриональных преадипоцитов из развивающихся жировых тканей. Изучение этих клеток особенно важно, так как они представляют собой подлинные популяции преадипоцитов, обитающих в своей естественной эмбриона...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

У авторов нет конфликта интересов, которые можно было бы заявлять.

Благодарности

Мы благодарим Кристиана Дюэма за его советы. Мы признаём поддержку Французского национального института здравоохранения и медицинских исследований (INSERM). M.C-M поддерживался ANR-23-CE13-0044. Магистратура получила поддержку Европейского геномного института диабета (EGID, ANR-10-LABX-0046), Национального центра прецизионной медицины при диабете (PreciDIAB, ANR-18-IBHU-0001) и Регионального совета О-де-Франс (22005973). Рисунок 2 был создан в BioRender. Майёф-Лушар, А. (2026) https://BioRender.com/3pbzif1. SB поддерживался грантом ANR-24-CHBS-0002.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
3,5,3'-трийодотиронинSigma709719T3
3-изобутил-1-метилксантин SigmaI7018IBMX
АгарозеSigmaA0169
АлкогольVWR1.59010.0500
Анти-UCP1 антителаAbcamAB10983
Бинокулярный микроскопLeica  MZ9.5
Кабинет биологической безопасностиThermo Scientific51022482BSC, шкаф безопасности HeraSafe KS класса II
БодипиИнвитрогенD3922Возбуждение/излучение 493/504 нм
Бычий сывороточный альбуминEuromedex04-100-812-CBSA
ЦентрифугаЭппендорф5430 R
ЗажимыFST (немецкая нержавеющая компания)
Коллагеназа DSigma11088882001
КриотрубкиСарштедт72.379
Культивные пластины (8-колодцы)Там же 80826
Культурные плиты (12-колодцевая)Корнинг КостарCLS3513Полистироловая пластина, плоское дно, стерильная
ДексаметазонSigmaD2915
Dispase IISigma4942078001
DMEM/F12Gibco31331добавлен глутамин
DMSOSigmaD2438
Антитела к ослиным антителам к кроличамИнвитрогенA32795Alexa Fluo Plus 647
Эппендорф 1,5 млЭппендорф15625367
FBSGibcoA5256701
Формальдегид 37 %Thermo Scientific119690010
Замораживающий контейнерThermo Scientific  5100-0001
Hoechst ИнвитрогенH3570
ИнкубаторThermo Scientific50116048Инкубатор CO2 Heracell 150i
ИндометацинSigmaI7378
ИнсулинSigmaI9278
  инвертированный микроскоп с 10 и раз; Объективное и галогенное освещениеCarl Zeiss Axio Vert.A1
Мыши C57BL/6JРека Чарльз
МикроножницыFST (немецкая нержавеющая компания)
NDSSigmaD9663
Камера НойбауэраThermo Scientific10195580
PBS 10xGibco14200
PBS 1xGibco14190
Пеницилин/стрептомицинGibco15140-122
Чашки ПетриСарштедт83.3902
qPCR-пластиныThermo ScientificAB-0600
qPCR-зонд для Fabp4Thermo Scientific4331182TaqMan анализирует, Mm00445878_m1
qPCR-зонд для PpargThermo Scientific4331182TaqMan анализирует, Mm00440940_m1
qPCR-зонд для Ucp-1Thermo Scientific4331182TaqMan анализирует, Mm01244861_m1
Набор для обратной транскрипции, nbsp;Thermo Scientific4368813Набор для кДНК большой ёмкости
Набор для экстракции РНКОмега Био-ТекR6934-02E.Z.N.A. Total RNA Kit II
РозиглитазонSigmaR2408
Triton X-100Thermo ScientificA16046
Trypan BlueSigmaT8154
Trypsin-EDTAGibco25300054
Водяная баняГрантSAP12 Ёмкость 12 л

Ссылки

  1. Rosen, E. D., Spiegelman, B. M. Adipocytes as regulators of energy balance and glucose homeostasis. Nature. 444 (7121), 847-853 (2006).
  2. Kershaw, E. E., Flier, J. S. Adipose tissue as an endocrine organ. J Clin Endocrinol Metab. 89 (6), 2548-2556 (2004).
  3. Luo, L., Liu, M. Adipose tissue in control of metabolism. J Endocrinol. 231 (3), R77-R99 (2016).
  4. Bouchekioua, A., Pourquié, O., Mayeuf-Louchart, A. In vitro differentiation of beige/brown adipocytes for the treatment of metabolic diseases. Adipose Tissue Homeostasis in Health and Disease. IntechOpen. , (2024).
  5. Fischer-Posovszky, P., Newell, F. S., Wabitsch, M., Tornqvist, H. E. Human SGBS cells - a unique tool for studies of human fat cell biology. Obes Facts. 1 (4), 184-189 (2008).
  6. Mayeuf-Louchart, A., Duez, H. From glycogen to lipid droplet: an intimate connection in the brown adipocyte. Med Sci (Paris). 36 (6-7), 577-579 (2020).
  7. Fedorenko, A., Lishko, P. V., Kirichok, Y. Mechanism of fatty-acid-dependent UCP1 uncoupling in brown fat mitochondria. Cell. 151 (2), 400-413 (2012).
  8. Wang, W., Seale, P. Control of brown and beige fat development. Nat Rev Mol Cell Biol. 17 (11), 691-702 (2016).
  9. Ghaben, A. L., Scherer, P. E. Adipogenesis and metabolic health. Nat Rev Mol Cell Biol. 20 (4), 242-258 (2019).
  10. Cypess, A. M., et al. Identification and importance of brown adipose tissue in adult humans. N Engl J Med. 360 (15), 1509-1517 (2009).
  11. Merkestein, M., et al. Programming of adipose tissue function: an evolutionary perspective. Mamm Genome. 25 (9-10), 413-423 (2014).
  12. Peics, J., et al. Isolation of adipogenic and fibro-inflammatory stromal cell subpopulations from murine intra-abdominal adipose depots. J Vis Exp. (162), e61610(2020).
  13. Curtin, M. C., Jackson, A. E., Hilgendorf, K. I. Isolation and culturing of primary murine adipocytes from lean and obese mice. J Vis Exp. (215), e67846(2025).
  14. Rocha, A. L., Guerra, B. A., Boucher, J., Mori, M. A. A method to induce brown/beige adipocyte differentiation from murine preadipocytes. Bio Protoc. 11 (24), e4265(2021).
  15. Galmozzi, A., Kok, B. P., Saez, E. Isolation and differentiation of primary white and brown preadipocytes from newborn mice. J Vis Exp. (167), e62005(2021).
  16. Mayeuf-Louchart, A., et al. Glycogen dynamics drives lipid droplet biogenesis during brown adipocyte differentiation. Cell Rep. 29 (6), 1410-1418.e6 (2019).
  17. Herbers, E., et al. Preventing white adipocyte browning during differentiation in vitro: the effect of differentiation protocols on metabolic and mitochondrial phenotypes. Stem Cells Int. 2022, 3308194(2022).
  18. Yau, W. W., et al. Thyroid hormone (T3) stimulates brown adipose tissue activation via mitochondrial biogenesis and MTOR-mediated mitophagy. Autophagy. 15 (1), 131-150 (2019).
  19. Zekri, Y., et al. Brown adipocytes local response to thyroid hormone is required for adaptive thermogenesis in adult male mice. eLife. 11, e81996(2022).
  20. Smolińska, K., et al. Targeting fatty acid-binding protein 4: a therapeutic intersection of obesity and cancer via lipid metabolism. Prog Lipid Res. 100, 101353(2025).
  21. Cero, C., et al. Standardized in vitro models of human adipose tissue reveal metabolic flexibility in brown adipocyte thermogenesis. Endocrinology. 164 (12), bqad161(2023).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Видео скоро будет доступно

Похожие статьи