Методическая статья

Создание модели иммуносупрессии, вызванной сепсисом, у мышей путём интраназальной инстилляции бактерий

120 просмотров

⸱

DOI:

10.3791/70150

⸱

12 июня 2026 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Trauma Medical Center, Daping Hospital, State Key Laboratory of Trauma and Chemical Poisoning, Burns and Combined Injury, Army Medical University, 2Department of Critical Care Medicine, Daping Hospital, Army Medical University

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

Здесь мы представляем протокол для установления модели иммуносупрессии сепсиса у мышей с помощью интраназальной инстилляции Klebsiella pneumoniae и валидируем модель с помощью различных индикаторов.

Аннотация

Сепсис — это угрожающая жизни органная недостаточность, вызванная неправильной реакцией хозяина на инфекцию. Пневмония является основной причиной сепсиса. Животные модели являются важными инструментами для изучения патогенеза сепсиса и оценки новых стратегий лечения. Предыдущие животные модели сепсиса не имели естественных путей инфекции, что затрудняло точное отображение клинического процесса инфекции.

В этом исследовании была введена модель иммуносупрессии сепсиса у мышей, установленная интраназальной инстилляцией Klebsiella pneumoniae (KP) для имитации естественного пути респираторной инфекции. После моделирования с разными концентрациями КП воспаление модели оценивалось через 12 часов на уровень цитокина-интерлейкина-6 (IL-6), а повреждение органов оценивалось через 24 часа для уровней аланинаминотрансферазы (ALT), аспартатаминотрансферазы (AST), креатинкиназы (CK) и азота мочевины в крови (BUN). Показатель выживаемости модели был проанализирован через 7 дней. Процент лимфоцитов и лейкоцитов, доля экспрессии крупного комплекса гистосовместимости класса II (MHC-II) в моноцитах и средняя флуоресцентная интенсивность (MFI) IL-10 и TGF-β1 в CD4+ T-клетках оценивали иммуносупрессию у мышей. Через 7 дней моделирования была проведена вторичная инфекция путём инстилляции Pseudomonas aeruginosa (PA). Была оценена бактериальная нагрузка в бронхоальвеолярной жидкости для промывания (BALF) через 24 часа после вторичной инфекции и уровень смертности в течение 14 дней для дальнейшей оценки иммуносупрессии модели.

Инстилляция в нос высококонцентрационного Klebsiella pneumoniae может эффективно вызвать иммуносупрессию. Его цель — моделировать сепсис, вызванный естественным путём респираторной инфекции, и предоставить стандартную модель для исследований сепсиса у животных.

Введение

Сепсис — это угрожающая жизни органная недостаточность, возникающая из-за неправильной реакции хозяина на инфекцию 1,2,3. Это одна из ведущих причин смерти в отделениях интенсивной терапии (ICU). В мире ежегодно регистрируется 48,9 миллиона случаев сепсиса, из которых 11 миллионов связанныхсмертей — 4. Несмотря на недавние достижения в противоинфекционной терапии и технологиях поддержки органов, патогенез сепсиса остаётся неполностью изученным, а специфические варианты лечения отсутствуют. Таким образом, сепсис стал ключевым направлением и вызовом в клинических медицинскихисследованиях.

Животные модели играют незаменимую роль в фундаментальных и трансляционных медицинских исследованиях, служа необходимыми инструментами для изучения патогенеза сепсиса и оценки новых терапевтических стратегий. Моделируя патофизиологические процессы человеческого сепсиса, эти модели не только способствуют изучению ключевых механизмов, таких как иммунные нарушения и дисфункция органов, но и предоставляют экспериментальную платформу для скрининга лекарств и разработки стратегий вмешательства. Среди различных животных моделей мыши чаще всего используются в исследованиях сепсиса благодаря хорошо очерченному генетическому фону, обширным исследованиям иммунной системы и простоте манипуляции.

В настоящее время доступны несколько моделей животных с сепсисом, основанных на различных парадигмах, включая модели эндотоксинов, модели бактериальной инфузии, модели связывания и пункции (CLP), а также модели стента асценденса (CASP)модели 5. Однако в этих моделях отсутствуют естественные пути инфекции, что затрудняет полное отражение клинического процесса заражения. Исследования показали, что пневмония является основной причиной сепсиса в Соединённых Штатах6. Поэтому создание модели сепсиса у мышей, имитирующей естественные пути инфекции, обладающей иммуносупрессивными свойствами и простой в использовании с высокой воспроизводимостью, имеет большое значение для глубоких исследований иммунных механизмов сепсиса и оценки возможных стратегий вмешательства.

Klebsiella pneumoniae (KP) составляет от 3% до 8% всех бактериальных инфекций, приобретённых в больнице, 7,8,9. Эта бактерия может проникать в организм через различные порталы, включая дыхательные, желудочно-кишечные и мочевыводящие пути, а также кожу, а инфекции, вызванные КП, имеют плохой прогноз, особенно у иммунодефицитныхпациентов 7,10. Учитывая, что пневмония является ведущей причиной сепсиса, а КП — распространённым респираторным патогеном, связанным с плохими исходами, КП является идеальным кандидатом для создания клинически значимой модели сепсиса.

Хотя ранее были установлены различные модели КП-инфекции, включая интраназальный метод, лишь немногие исследования были сосредоточены на оптимизации модели для индуцирования иммуносупрессии, связанной с сепсисом, или определении оптимальной концентрации КП для создания модели. Этот разрыв ограничивает полезность существующих моделей KP для изучения иммунной дисфункции, вызванной сепсисом.

Для решения этой потребности мы разработали модель иммуносупрессии, индуцированную сепсисом, у мышей с помощью интраназальной инстилляции КП. По сравнению с существующими моделями, эта модель моделирует естественные пути респираторных инфекций. Модель была дополнительно подтверждена для предоставления метода для последующих исследований.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все экспериментальные процедуры, описанные в этой статье, были одобрены Комитетом по благополучию и этике лабораторных животных Третьего военно-медицинского университета (SCXK(PLA)20120031).

1. Экспериментальные животные

  1. Используйте мышей C57BL/6, самцы, возрастом 8–10 недель, весом 23–28 г (Animal license No: SCXK (Xiang) 2019-0004). Мышей содержат в определённой среде без патогенов (SPF) с свободным доступом к пище и воде. Поддерживайте условия проживания следующим образом: температура в комнате (24 ± 2ºC), влажность 50%–55%, и цикл светло-тёмный 12 ч/12 час.

2. Бактериальная подготовка

  1. Используйте подходящий штамм. Здесь используйте штамм Klebsiella pneumoniae American Type Culture Collection (ATCC) 43816.
  2. Приготовьте подходящий культурный материал (бульон Лурия-Бертани [LB]).
  3. Подготовьте бактерии к инстилляции.
    1. Выберите одну колонию и инокулируйте её в 5 мл бульона LB, затем инкубируете на ночь (12 часов) в шейкере при температуре 37 °C и 220 об/мин.
    2. Переносите бактериальную культуру за ночь в свежий бульон LB и культивируйте в течение 3–4 часов, пока не достигнете стадии роста высокой плотности (оптическая плотность при 600 нм [OD 600] ≈ 0,8).
    3. После разбавления бактериального раствора возьмите 100 мкл и добавьте его на дно посевной чашки с твердой культурной средой. Поместите его в инкубатор при температуре 37 °C на 12 часов, посчитайте количество колоний и получите концентрацию KP при 2 × 109 CFU/mL, то естьOD 600 ≈ 0,8.
    4. Отрегулируйте концентрацию бактерий с помощью раствора NaCl 0,9%. Приготовьте три бактериальных суспензии с концентрациями 1 × 108 CFU/mL, 1 × 106 CFU/mL и 1 × 104 CFU/mL для последующего использования.

3. Интраназальная инстилляционная инфекция (рисунок 1)

  1. Анестезия мыши путём внутрибрюшнической инъекции пентобарбитала 2% натрия при дозе 2 мкл/г (рисунок 1A,B).
  2. Когда у мыши снижено сознание, но у мыши сохраняется глотательный рефлекс, аспирировать 50 мкл бактериальной суспензии (или 0,9% раствора NaCl в качестве контроля) с помощью микропипетки.
  3. Аккуратно держите шею мыши большим пальцем на передней части шеи и аккуратно берите тело мыши остальными пальцами. Наклоните голову мыши назад (рисунок 1C).
  4. Постепенно вводите бактериальную суспензию в ноздри мыши с помощью пипетки (примерно 5–10 мкл на каплю). Вводите по одной капли в одну ноздрю за раз (рисунок 1D).
  5. После того как мышь заметила, что мышь вдохнула подвеску, быстро поднимите её вверх, а затем медленно опустите её, чтобы стимулировать вдыхание подвески в бронхи (рисунок 1E,F).
  6. Повторяйте вышеуказанные шаги, чередуя инстилляции в другую ноздрю, пока мышь полностью не вдыхает бактериальную суспензию объёмом 50 мкл.
  7. Если мышь кашляет, вздыхает или не может вдохнуть бактериальный раствор во время операции, дайте ей отдохнуть и наблюдать. После стабилизации ситуации продолжайте вдыхание, чтобы мышь вдохнула весь бактериальный раствор (или 0,9% NaCl).
  8. Закрепите мышь в положении на спине на доске, наклонённой на 60°. Если температура в комнате низкая, используйте обогреватель для восстановления мыши. Следите за мышью до полного восстановления после наркоза, затем возвращайте её в клетку с оптимальными температурными условиями, достаточным количеством воды и еды.

4. Оценка модели

ПРИМЕЧАНИЕ: Четыре группы моделей мышей были созданы с помощью вышеупомянутого метода инстилляции внутриносовой инстилляции: контрольная группа (группа A, инстинктованая PBS), концентрационная группа 1 × 104 KP (группа B), концентрационная группа 1 × 106 KP (группа C) и группа концентрации 1 × 108 KP (группа D). Модель оценивалась с помощью следующих методов:

  1. Оцените 12-часовые воспалительные индикаторы.
    1. Через 12 часов после инвентизации КП собирают кровь (≥ 300 мкл) с помощью сердечной пункции (n = 5 на группу). Разделить сыворотку центрифугой (1000 × г, 10 мин) и использовать её для обнаружения цитокина интерлейкина-6 (IL-6).
  2. Оценка повреждения органов за 24 часа
    1. Через 24 часа после интраназального введения КП используйте сыворотку для обнаружения биохимических индикаторов (n = 5 на группу). Среди этих показателей — использование аланинаминотрансферазы (ALT) и аспартатаминотрансферазы (AST) для оценки повреждения печени, креатиновокиназы (CK) для мышечного повреждения и азота мочевины (BUN) для повреждения почек.
  3. Оценка симптомов
    1. Ежедневно следите за весом мыши и наблюдайте за состоянием волос, уровнем активности и другими параметрами.
  4. 7-дневные цитокины и иммунные клетки
    1. Через 7 дней после моделирования (n = 10 [A/B], n = 15 [C], n = 40 [D]) берите периферическую кровь с помощью кардиологической пункции для анализа потоковой цитометрии, чтобы оценить проценты лимфоцитов, доли экспрессии основных гистосовместимостных комплексов класса II (MHC-II) в моноцитах, средней интенсивности флуоресценции MFI) IL-10 и TGF-β1 в CD4+ T-клетках.
    2. Обработка тканей
      1. Смешайте образцы крови (100 мкл) с буфером для лизиса эритроцитов (300 мкл) при соотношении объёма 1:3. После 15 минут лизиса эритроцитов при комнатной температуре центрифугуйте смесь при 400 × г в течение 5 минут и выбросьте супернатант.
      2. Суспензировать гранулу в 200 мкл буфера лизиса эритроцитов (соотношение объема = 1:2) и инкубировать 10 минут для вторичного лизиса.
      3. После ещё одной центрифугации при 400 × г в течение 5 минут удалите супернатант и снова суспензуйте гранулу в буфере окрашения 100 мкл.
      4. Добавьте 1 мкл каждого антитела проточной цитометрии в образцы. Кратко, добавьте CD45 для окрашивания лимфоцитов; CD45, CD116, Ly6G, Ly6C и MHC-II антитела для обнаружения MHC-II; CD45, CD3, CD4, CD8 и CD25 антитела для измерения IL-10 и TGF-β1. Коэффициент разбавления для каждого перечисленного антитела составляет 1:100.
      5. Инкубировать все образцы при 4 °C в течение 30 минут в темноте. После этого добавьте 1 мл буфера клеточного окрашивателя, затем центрифугуйте при 400 × г в течение 5 минут; Отбросьте супернатант.
      6. Для обнаружения лимфоцитов и MHC-II ресуспензия в 400 мкл буфера клеточного окрашивания перед анализом потоковой цитометрии.
      7. Затем выполните процедуры обнаружения IL-10 и TGF-β1 в соответствии с шагами 4.4.2.8–4.4.2.12:
      8. Добавьте 1 мл буфера фиксации и инкубуйте образцы при 4ºC в темноте в течение 60 минут.
      9. После добавления 1 мл буфера перм-фермента центрифугуйте смесь при 400 × г в течение 5 минут и сбросьте супернатант.
      10. Суспензировать клеточную гранулу в 100 мкл пермбуфера, затем добавить по 1 мкл антител Foxp3, IL-10 и TGF-β1. Инкубировать образцы при 4 °C в течение 30 минут в темноте.
      11. Далее добавьте 1 мл буфера для постоянной завивки и центрифугуйте при 400 × г в течение 5 минут, прежде чем снять супернатант.
      12. Наконец, ресуспензировать клетки в 400 мкл буфера окрашивания клеток и обнаружить их с помощью проточной цитометрии.
    3. Стратегия гейтинга
      1. Для обнаружения лимфоцитов исключите обломки и дублеты на графике FSC-A/FSC-H. Идентифицировать общие лейкоциты как события CD45⁺. Гейт лимфоцитов на основе низкого FSC/SSC в популяции CD45⁺.
      2. Для обнаружения MHC-II сначала открывают лейкоциты на FSC-A/SSC-A, чтобы исключить мусор, затем выбирают клетки CD45⁺. Идентифицировать миелоидные клетки как CD11b⁺, при этом нейтрофилы исключаются негативностью Ly6G. Определите классические моноциты как клетки Ly6G⁻ Ly6Chi и оцените экспрессию MHC-II в этой популяции.
      3. Для обнаружения IL-10 и TGF-β1 исключайте обломки и дублеты FSC-A/SSC-A и FSC-A/FSC-H. Идентифицируйте общие Т-клетки как события CD45⁺CD3⁺. В популяции CD4⁺CD8⁻ идентифицировать Tregs как клетки CD25⁺FOXP3⁺. Количественно оценить клетки TGF-β⁺ в подгруппе Treg и оценить экспрессию IL-10 во всех клетках CD4⁺ T. Настройте все положительные элементы с помощью FMO-управления.
  5. Количество бактерий в бронхоальвеолярной жидкости для промывания (BALF) через 24 часа после вторичной инфекции
    1. На 7-й день после установления модели (n = 5 [A/B], n = 10 [C], n = 40 [D]) мыши подвергают внутреннему инстилляции 50 мкл Pseudomonas aeruginosa (PA) (в концентрации 6,8 × 1010 CFU/mL) с использованием вышеупомянутого метода инстилляции интраназальности.
    2. Через 24 часа после вторичного заражения ПА возьмите 1,5 мл бронхоальвеолярной жидкости для промывания (BALF). Последовательно разбавляйте BALF, кладите его на жидкую среду LB и инкубируете в инкубаторе постоянной температуры при 37 °C в течение 24 часов перед подсчётом колоний.
    3. Следуйте этим шагам для сбора BALF.
      1. Глубоко анестезируйте мышь (2,5 мкл/г 2% пентобарбитала натрия) или эвтаназии (7,5 мкл/г, 2% пентобарбитала натрия) гуманным образом и поместите её в положение на спине с гиперразгибанием шеи.
      2. Сделайте разрез шейки матки по средней линии, чтобы обнажить трахею. Введите тупой катетер 24-G в трахею чуть дальше карины и закрепите его швом.
      3. Медленно вводите и аккуратно выводите стерильный, ледяной PBS (0,5 мл на аликвот) с помощью шприца на 1 мл. Повторите этот цикл промывания 3–5 раз. Выполните этот процесс три раза, в результате получается общий объём промывания 1,5 мл.
  6. Анализ выживаемости
    1. Используйте отдельную когорту мышей для анализа выживаемости (n = 10 [A/B/C], n = 40 [D]).
    2. Зафиксируйте статус выживаемости мышей в течение 7 дней после заражения.
    3. После вторичного заражения ПА наблюдайте за смертностью мышей с 7-го по 14-й день.
    4. После наблюдения глубоко анестезируйте мышей изофлураном (5%) и эвтаназируйте их путем внутрибрюшинной инъекции передозировки пентобарбитала натрия (150 мг/кг), при этом смерть подтверждена вывихом шейки матки.
  7. Статистический анализ
    1. Проведите тесты на нормальность и однородность дисперсии на количественных данных.
    2. Для сравнения между группами используйте односторонний анализ дисперсии (ANOVA), если данные распределены нормально и демонстрируют однородную дисперсию; В противном случае используйте непараметрические тесты.
    3. Проведите анализ выживаемости с помощью метода Каплана-Мейера. Используйте модели смешанных эффектов для проверки различий в изменениях массы тела между группами в разные временные моменты. Рассмотрим p-значение ≤ 0,05 статистически значимым.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Через 12 часов после ининстилляции уровень IL-6 в сыворотке в группе 1 ×10 8 KP был значительно повышен (p < 0,0001, n = 5) (рисунок 2A). Через 24 часа после инстилляции в сыворотке уровни ALT (p < 0,01, n = 5) (рисунок 2B), AST (p < 0,01, n = 5) (рисунок 2C), CK (p < 0,01, n = 5) (рисунок 2D) и BUN (p < 0,001, n = 5) (рисунок 2E...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Сепсис — это сложный клинический синдром, и характерное иммуносупрессивное состояние на поздней стадии является ключевым фактором, приводящим к смертипациента 12,13. Поэтому доклинические модели, точно моделирующие патофизиологию иммуносупрессии, вызванной сепсисом, имеют решающее значение для глубокого изучения её механизмов и разработки новых методов лечения. В этом исследовании мы успешно установили и валидировали модель сепси...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы не заявляют о конфликте интересов.

Благодарности

Эта работа была поддержана Национальным фондом естественных наук Китая (82222038 и 81970259), Фондом выдающихся молодых талантов в области национальной оборонной биотехнологии (2023-JCJQ-ZQ-001 и 01-SWKJYCJJ06) и Научным фондом Чунцина для выдающихся молодых учёных (CSTB2022NSCQ-JQX0017).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Биохимический инкубаторYSEISHH-150LИнкубация бактерий
Мышей C57BL/6JVital River Laboratories8-10 недель, самцы
CD116bBioLegend101257Антитела для флоу-цитометрии (антимышь
CD25BD bioscience740447Антитела для флоу-цитометрии (антимышь
CD3BioLegend100203Антитела для флоу-цитометрии (антимышь
CD4BioLegend100544Антитела для флоу-цитометрии (антимышь
CD45BioLegend103116Антитела для флоу-цитометрии (антимышь
CD8BioLegend100752Антитела для флоу-цитометрии (антимышь
Буфер для окрашивания клетокBioLegend420201
Раскачивающийся термостатHonourHNY-100BКультивирование бактерий
Флоу-цитометрBeckman CoulterCytoFLEXАнализ флоу-цитометрии
Центрифуга высокоскоростнаяBeckman CoulterAIIEGRA
IDEXX catalyst oneIDEXXCatalyst OneБиохимический анализ
IL-10BioLegend505026Антитела для флоу-цитометрии (антимышь
Шприц для инсулинаWEGO1млСбор крови
Klebsiella pneumoniae ATCC 43816biobw.orgbio-81659
LB питательный бульон (порошок)SolarbioL1010Жидкая питательная среда LB
LB питательный бульон (порошок)SolarbioL1015LB агаровая пластинка
LY6CBioLegend128010Антитела для флоу-цитометрии (антимышь
Ly6GBioLegend127606Антитела для флоу-цитометрии (антимышь
MHC-IIBioLegend107622Антитела для флоу-цитометрии (антимышь
МикропипеткаEppendorfP100
Буфер для лизиса эритроцитовSolarbioR1010
СпектрофотометрEppendorfEppendorf6131Измерение оптической плотности
Статистическое ПОGraphPad SoftwareGraphpad Prism10.0
Стерильные и безферментные наконечники для пипеткиBiosharp200&му;л
Буфер TF для разбавленияBD Pharmingen51-90008101
Буфер TF для фиксации/проницаемостиBD Pharmingen51-90008100
Буфер TF для проницаемости/промыванияBD Pharmingen51-90008102
TGF-β1BioLegend141406Антитела для флоу-цитометрии (антимышь
Multimode микропластинчатый ридер Varioskan LUXThermo ScientificVarioskan LUX 

Ссылки

  1. Singer, M., et al. The third international consensus definitions for sepsis and septic shock (sepsis-3). JAMA. 315 (8), 801-810 (2016).
  2. Shankar-Hari, M., et al. Developing a new definition and assessing new clinical criteria for septic shock: for the third international consensus definitions for sepsis and septic shock (sepsis-3). JAMA. 315 (8), 775-787 (2016).
  3. Seymour, C. W., et al. Assessment of clinical criteria for sepsis: for the third international consensus definitions for sepsis and septic shock (sepsis-3). JAMA. 315 (8), 762-774 (2016).
  4. Meyer, N. J., Prescott, H. C. Sepsis and septic shock. N Engl J Med. 391 (22), 2133-2146 (2024).
  5. Kingsley, S. M., Bhat, B. V. Differential paradigms in animal models of sepsis. Curr Infect Dis Rep. 18 (9), 26(2016).
  6. Hansen, V., Oren, E., Dennis, L. K., Brown, H. E. Infectious disease mortality trends in the United States, 1980-2014. JAMA. 316 (20), 2149-2151 (2016).
  7. Ashurst, J. V., Dawson, A. Klebsiella pneumonia. , StatPearls Publishing. Treasure Island, FL. (2025).
  8. Jondle, C. N., Gupta, K., Mishra, B. B., Sharma, J. Klebsiella pneumoniae infection of murine neutrophils impairs their efferocytic clearance by modulating cell death machinery. PLoS Pathog. 14 (10), e1007338(2018).
  9. Aghamohammad, S., et al. First report of extended-spectrum betalactamase-producing Klebsiella pneumoniae among fecal carriage in Iran: high diversity of clonal relatedness and virulence factor profiles. Microb Drug Resist. 26 (3), 261-269 (2020).
  10. Bengoechea, J. A., Sa Pessoa, J. Klebsiella pneumoniae infection biology: living to counteract host defenses. FEMS Microbiol Rev. 43 (2), 123-144 (2019).
  11. Assoni, L., et al. Animal models of Klebsiella pneumoniae mucosal infections. Front Microbiol. 15, 1367422(2024).
  12. Hotchkiss, R. S., Monneret, G., Payen, D. Sepsis-induced immunosuppression: from cellular dysfunctions to immunotherapy. Nat Rev Immunol. 13 (12), 862-874 (2013).
  13. Van Der Poll, T., Van De Veerdonk, F. L., Scicluna, B. P., Netea, M. G. The immunopathology of sepsis and potential therapeutic targets. Nat Rev Immunol. 17 (7), 407-420 (2017).
  14. Diboue Betote, P. H., et al. Sex-dependent vulnerability for Wistar rats model following intranasal instillation with Klebsiella pneumoniae ATCC 43816 causing lobar pneumonia. Pneumonia. 16 (1), 5(2024).
  15. Leus, I. V., Zgurskaya, H. I. No two are alike: on the role of Klebsiella pneumoniae permeability barriers in antibiotic susceptibility and persistence. Antimicrob Agents Chemother. 69 (8), e0008525(2025).
  16. Siempos, I. I., et al. Cecal ligation and puncture-induced sepsis as a model to study autophagy in mice. J Vis Exp. (84), e51066(2014).
  17. Vincent, J. L., et al. International study of the prevalence and outcomes of infection in intensive care units. JAMA. 302 (21), 2323-2329 (2009).
  18. Prescott, H. C., Angus, D. C. Enhancing recovery from sepsis: a review. JAMA. 319 (1), 62-75 (2018).
  19. Barichello, T., Generoso, J. S., Singer, M., Dal-Pizzol, F. Biomarkers for sepsis: more than just fever and leukocytosis-a narrative review. Crit Care. 26 (1), 14(2022).
  20. Vulliamy, P. E., Perkins, Z. B., Brohi, K., Manson, J. Persistent lymphopenia is an independent predictor of mortality in critically ill emergency general surgical patients. Eur J Trauma Emerg Surg. 42 (6), 755-760 (2016).
  21. Pei, F., et al. Expert consensus on the monitoring and treatment of sepsis-induced immunosuppression. Mil Med Res. 9 (1), 74(2022).
  22. Lang, J. D., Matute-Bello, G. Lymphocytes, apoptosis and sepsis: making the jump from mice to humans. Crit Care. 13 (1), 109(2009).
  23. Wu, H., et al. Predictive value of the neutrophil-to-lymphocyte ratio in the prognosis and risk of death for adult sepsis patients: a meta-analysis. Front Immunol. 15, 1336456(2024).
  24. Siegler, B. H., et al. Postoperative abdominal sepsis induces selective and persistent changes in CTCF binding within the MHC-II region of human monocytes. PLoS One. 16 (5), e0250818(2021).
  25. Pachot, A., et al. Messenger RNA expression of major histocompatibility complex class II genes in whole blood from septic shock patients. Crit Care Med. 33 (1), 31-38 (2005).
  26. Padovani, C. M., Yin, K. Immunosuppression in sepsis: biomarkers and specialized pro-resolving mediators. Biomedicines. 12 (1), 175(2024).
  27. Misra, A. K., Levy, M. M., Ward, N. S. Biomarkers of immunosuppression. Crit Care Clin. 36 (1), 167-176 (2020).
  28. Monneret, G., et al. The anti-inflammatory response dominates after septic shock: association of low monocyte HLA-DR expression and high interleukin-10 concentration. Immunol Lett. 95 (2), 193-198 (2004).
  29. Bergmann, C. B., et al. Potential targets to mitigate trauma- or sepsis-induced immune suppression. Front Immunol. 12, 622601(2021).
  30. Van Vught, L. A., et al. Incidence, risk factors, and attributable mortality of secondary infections in the intensive care unit after admission for sepsis. JAMA. 315 (14), 1469-1479 (2016).
  31. Jones-Nelson, O., et al. The neutrophilic response to Pseudomonas damages the airway barrier, promoting infection by Klebsiella pneumoniae. Am J Respir Cell Mol Biol. 59 (6), 745-756 (2018).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Klebsiella pneumoniaeMHC II
Видео скоро будет доступно

Похожие статьи