Методическая статья

Модели на животных крыс для оценки влияния крестцовой и периферической стимуляции нервов на функцию мочевого пузыря

DOI:

10.3791/70300

⸱

9 июня 2026 г.

 ,  , 
1Research Unit of Urology, Department of Clinical Research, University of Southern Denmark, 2Department of Urology, Ostrava University Hospital, 3Department of Surgical Studies, Ostrava University, 4Department of Urology, Odense University Hospital

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Этот протокол описывает подробные хирургические методы стимуляции крестцовых, большеберцовых и промышленных нервов у анестезированных крыс. Эти модели позволяют изучать влияние нейромодуляции на функцию мочевого пузыря, помогают определять оптимальные параметры стимуляции и позволяют изучать механизмы действия терапий сакральной и периферической стимуляции нервов.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Нейромодуляция, терапевтический подход к дисфункциям различных органов, доказала свою эффективность в лечении нарушений нижних мочевыводящих путей. Несмотря на клинический успех, механизмы, лежащие в основе нейромодуляции, остаются неполностью изученными, что подчёркивает необходимость стандартизированных и воспроизводимых животных моделей. Доклинические модели нейромодуляции мочевых пузырей с использованием сакральной и периферической стимуляции нервов установлены более двух десятилетий; однако существующая литература содержит ограниченную методологическую информацию о хирургических процедурах. В этой статье представлено подробное описание и визуальное представление хорошо известных методов стимуляции крестцового нерва. Также описывается модифицированный подход к стимуляции большеберцового нерва и вводится новый метод нейромодуляции мочевого пузыря с использованием стимуляции малоберцового нерва в модели крыс. Модифицированный подход к стимуляции большеберцового нерва предполагает экспонирование и стимуляцию большеберцового нерва в его начальном месте, как ветви седалищного нерва, а не медиального лодыжки, как описано в предыдущих исследованиях. Учитывая недавнее введение стимуляции малокостного нерва для нейромодуляции мочевого пузыря в клинической практике, в данной статье предлагается уникальная модель на крысе для изучения механизмов управления функцией нижних мочевыводящих путей. Пошаговые рекомендации по всем трём методам нейромодуляции приведены для экспозиции нервов, размещения электродов и проверки успешного размещения электродов на основе характерных моторных реакций. Примером влияния стимуляции маломышного нерва на функцию мочевого пузыря в модели гиперактивности, вызванной уксусной кислотой, приводится крыса для демонстрации его применимости. В этой статье представлен стандартизированный, технически доступный протокол для изучения механизмов нейромодуляции, включая изменения сенсорных сигналов мочевого пузыря, регуляторных путей позвоночника и надспинника, оптимизацию параметров стимуляции и сравнение эффективности различных мишень стимуляции.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Нейромодуляция использует электрическую стимуляцию низкой амплитуды для изменения функции конечногооргана 1. В контексте дисфункции нижних мочевыводящих путей, таких как синдром гиперактивного мочевого пузыря (ОАБ), необструктивная задержка мочи, нейрогенный мочевой пузырь и синдром боли в мочевом пузыре, нейромодуляция применяется как третья линия лечения для пациентов, не прошедших поведенческую терапию ифармакотерапию 2. Для нейромодуляции у пациентов с ОАБ в клинической практике широко используются стимуляция заднего большеберцового нерва и крестцового нерва (СНС). Экспериментальные подходы к нейромодуляции, направленные на дополнительные периферические нервы, включая пудендальный и маломышныйнервы, изучаются 3,4,5,6.

Хотя нейромодуляция используется в лечении заболеваний мочевого пузыря и кишечника уже несколько десятилетий, её механизм действия до конца не изучен. Как указано в междисциплинарном обзоре экспертной группы, используемые в настоящее время параметры стимуляции в основном выбирались производителями на основе метода проби ошибок 7. Поэтому важно продолжать использовать животные модели для выявления основных путей и оптимизации параметров стимуляции с целью улучшения терапевтического эффекта. Проведено несколько доклинических экспериментов с использованием бодрствующих и анестезиированных животных, включая мышей, крыс, овец, собак икошек 4. Благодаря этическим рекомендациям и исследовательской политике по всему миру, поощряющим использование менее сложных и мелких видов, модели грызунов стали применяться чаще всего в последние годы.

СНС в моделях дисфункции мочевого пузыря у крыс преимущественно использует два методологических подхода. Первое, описанное Зварой и др., включает имплантацию стимулирующего электрода в крестцовое отверстие с помощью ангиокатетера или спиннойигли 8. Второй подход требует экспонирования корня нерва L6 и размещения стимулирующих электродов под нервами L6, с использованием силиконового клея для закрепления контакта между электродом инервом 9. Техника размещения электродов в крестцовом отверстии отражает клинический подход. Метод с экспонированием корня L6, хотя и технически сложный, обеспечивает точную локализацию и более стабильный доступ к нерву.

В литературе описаны модели животных крыс, имитирующие стимуляцию заднего большеберцового нерва. Наиболее часто используемый метод включает хирургическое обнажение большеберцового нерва на медиальной стороне задней конечности выше голеностопа 10,11,12,13,14,15,16. Другой метод — чрескожное введение игольчатых электродов рядом с большеберцовымнервом 17. Цель этой статьи — дать подробное описание стимуляции большеберцового нерва в её истоке — между мышцами большого ягодичного мышца и мышц бицепса бедра, где седалищный нерв разделяется на три ветви: большеберцовый нерв, общий малокостный и суральный. Кроме того, в данном исследовании представлена стимуляция лоберного нерва как новая животная модель для изучения нового метода нейромодуляции. Трансляционная значимость этой модели на крысах подтверждается недавним клиническим введением стимуляции малокосткостного нерва для нейромодуляции мочевогопузыря 18,19.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Животные содержались в Центре ухода за животными Университета Южной Дании в соответствии с институциональными рекомендациями. Все эксперименты на животных проводились в соответствии с руководством Национального института здоровья по уходу и использованию лабораторных животных. Этический комитет Датской инспекции экспериментов на животных утвердил процедуры исследования (Протокол No 2022-15-0201-01158). Реагенты и используемое оборудование перечислены в Таблице материалов.

1. Подготовка электродов

ПРИМЕЧАНИЕ: Для стимуляции большеберцового и малоберцового и L6-го нервов использовались20 электродов в форме крючка. Следующие шаги дают краткое описание конструкции и конструкции электродов.

  1. Вырежьте две серебряные провода одинаковой длины 125 мкм с политетрафторэтиленом (PTFE), покрытые PTFE, и скрутите их вместе.
  2. Снимите 4–5 мм PTFE с одного конца проводов, равномерно обрежьте открытые концы и согните кончики вверх над иглой 23 G, чтобы получить два параллельных крюка на расстоянии 2 мм друг от друга.
  3. Закрепите электрод на пластине и расположите крючки так, чтобы они были направлены вверх и выходили за край пластины.
  4. Смешайте двухкомпонентный кремниевой клей на 5 секунд. Нанесите каплю в 1–2 мм от крючков и дайте высохнуть примерно 5 минут.
  5. Снимите участок PTFE-покрытия длиной 1–2 см с противоположного конца электрода для подключения к стимулятором.

2. Приготовление животных

ПРИМЕЧАНИЕ: В стерильных условиях катетеры PE-50 с концем, расширенным теплом, были имплантированы в купол мочевого пузыря самок крыс Спраг-Доули (250–300 г) и закреплены швом из сумочной нити. Дистальный конец трубки был выведен наружу на спине животного и свернут в подкожныймешочек 21. После операции было выделено пять дней на восстановление мочевого пузыря.

  1. Обезболить животное уретаном (1,5 г/кг, внутрибрюшинно) (согласно утверждённым институциональным протоколам). Вводите уретан в три разделённых дозы с интервалом в 15 минут, примерно за 2 часа до начала эксперимента.
  2. Переложите животное на грелку и положите его в положение лежа.
  3. Для стимуляции большеберцовых и малокостных нервов побрить заднюю конечность крысы вокруг области бедра, а также нижнюю часть спины. Поместите хвост и шприц объемом 5 мл под левую заднюю конечность крысы и закрепите хвост и ногу, как показано на рисунке 1A.
  4. Для СНС сбрийте крысу спину от хвоста до грудного позвоночника и разместите под брюшком 50 мл центрифугу для поднятия поясничной и крестцовой областей.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Все эксперименты по нейростимуляции представляют собой процедуры, не связанные с выживанием. Используйте чистые хирургические методы.

3. Диссекция малокосткостного и большеберцового нервов и имплантация электродов

  1. Скальпелем сделайте разрез диаметром 3–3,5 см в центре между коленным суставом и поддельничной бугорочкой (рисунок 1B).
  2. Отдельте кожу от мышцы, просунув ножницы под кожу и разрезав соединительную ткань.
  3. Раздвиньте кожу с помощью ретракторов и обнажите фасцию, соединяющую большую ягодичную мышцу с мышцами бицепса бедра (рисунок 1C).
  4. Используйте прямые ножницы, чтобы разрезать фасцию и вскрыть пространство между большим ягодичным мышцем и бицепсом бедрен, пока не будет визуализирован ишиас (рисунок 1D,E).
  5. Перестановите ретракторы на бицепсах бедрен, чтобы обеспечить хорошее обнажение седалищного нерва и его ветвей — большеберцового, малокостного и сурального нервов (рисунок 2A). В данном контексте «маломышковый» — это общий маломышковый нерв до его разделения на глубокие и поверхностные малокосткостные нервы. Большеберцовый нерв — самая крупная ветвь; Суральный нерв самый маленький, а малокостяной имеет промежуточный диаметр.
  6. Отдельте малокостный нерв от окружающей соединительной ткани с помощью изогнутых щипцов и микроножниц. Затем с помощью микропинцета аккуратно распределите ткань по обеим сторонам и под ней, чтобы выделить участок нерва длиной 5 мм. Повторите ту же процедуру с большеберцовым нервом для стимуляции большеберцового нерва (рисунок 2B).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Избегайте сдавливания нерва, поднимая его щипцами, и минимизируйте натяжение нерва.
  7. Сделайте разрез длиной 5 мм на нижней части спины с помощью скальпеля и проведите гемостат под кожу через разрез, чтобы создать подкожный канал. Аккуратно продвигайте гемостат, пока кончик не появится в разрезе задней конечности (рисунок 2C).
  8. Используя гемостат, захватите отсоединённый конец электрода и медленно выведите инструмент через разрез в нижней части задней части задней части. С помощью двух щипцов согните другой конец электрода (зацепленный конец) под углом 90° относительно подкожной плоскости и убедитесь, что крючки электрода расположены рядом и перпендикулярно нерву (малоберцовому или большеберцовому) (рисунок 2D).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Правильное положение электрода важно, чтобы избежать растяжения нерва.
  9. Используйте изогнутые микрощипцы, чтобы поднять нерв и просунуть крючки электрода под нерв. Смешайте двухкомпонентный кремниевой клей в течение 5 секунд, используйте ватную палочку для сушки нерва и нанесите достаточно клея, чтобы покрыть крючки и область рядом с нервом (рисунок 2E–G).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Перед нанесением клея подключите электроды к стимулятору и стимулируйте нерв на уровне моторного порога, чтобы подтвердить правильное расположение электрода. Порог двигателя определялся как минимальное напряжение, необходимое для стимуляции постоянного фазового движения стопы. Стимуляция малокостного нерва вызывает фазовое сгибание стопы в спину, тогда как стимуляция большеберцового нерва — подошвенное сгибание. При отсутствии моторного ответа на стимуляцию проверьте связь между стимулятором и электродом.
  10. Наместите 5-0 нейлоновый шв в соединительной ткани на заднем разрезе, оставив оба конца шва достаточно длинными. Эти концы используются для фиксации электрода на месте, обеспечивая стабильное позиционирование.
  11. Закройте кожу в разрезе задней конечности с помощью шва 4-0 Vicryl.

4. Экспозиция нерва L6 и имплантация электрода

  1. Используйте скальпель, чтобы сделать разрез по средней линии 4–5 см над поясничной областью и крестцом. Разместите ретракторы для открытия разреза, обнажите подлежащие мышцы спины и кончики позвоночных колючих отростков (рисунок 3A).
  2. Пропальпуйте крест подвздошной кости и используйте его как ориентир для определения шиповых отростков L6. Его можно определить как первый шипистый отросток, расположенный непосредственно под гребнем подвздошной кости (рисунок 3B).
  3. Используйте ножницы, чтобы удалить фасцию на вершине позвонков с уровня L5 до S2. Затем аккуратно изолируйте и отсоедините парапозвонковые мышцы в двусторонний сторону, чтобы обнажить шиповые отростки, пластинки и суставные отростки. Удалите оставшуюся соединительную ткань и мышцу микроножницами, пока костные структуры не станут чётко видны (рисунок 4A,B).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Это создаёт анатомическое окно, открывающее ориентиры и обеспечивающее доступ к нервному стволу L6. Определите задний фасеточный сустав L6; Ствол нерва L6 проходит каудально к этому суставу. Также определите крестцовый и крестцово-подвздошенный сустав. Ствол нерва L6 проходит каудально и медиально от этого сустава (рисунок 4B).
  4. Используйте ронжёр, чтобы аккуратно удалить шипистый отросток S1 и постепенно сломать и удалять мелкие фрагменты крестцовой кости в области между позвонками S1 и S2, чтобы обнажить ствол нерва L6 (рисунок 4C).
  5. Отдельте нерв L6 от окружающей ткани с помощью изогнутых щипцов и микроножниц. Подключите нерв к электроду из серебряной проволоки с биполярным покрытием PTFE и изолируйте его от окружающей ткани с помощью биосовместимого силиконового клея, как описано в шаге 3.9 (рисунок 4D).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Стимуляция нерва L6 вызывает сокращение мышц тазового дна и подёргивание хвоста.
  6. Повторите ту же процедуру на противоположной стороне для двусторонней стимуляции нервов.
  7. Закройте кожу швом 4-0 Vicryl.

5. Введение стимулирующего электрода в крестцовое отверстие

  1. Используйте скальпель, чтобы сделать разрез по средней линии над крестцом, а ретракторы — чтобы открыть разрез и обнажить подлежащие мышцы спины.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Прощупайте крест подвздошной кости, как указано в шаге 4.2, чтобы определить ориентиры L6/S1.
  2. Отдельте парапозвоночные мышцы от остальных отростков с помощью тупой диссекции. Перестановите ретракторы на мышцах, чтобы обеспечить открытие позвоночных отростков и облегчить доступ к крестцовому отверстию S1 (рисунок 5A).
  3. Определите расположение отверстия S1, которое лежит хвостово и латерально по отростку S1. Проверьте крестцовое отверстие S1 иглой 18-го калибра, предварительно загруженной монополярным электродом (рисунок 5B).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Используется проволока из нержавеющей стали с покрытием PTFE диаметром 180 мкм, с 5 мм изоляции с обоих концов.
  4. Разместите кончик иглы у отверстия S1, удерживая его параллельно позвоночнику и наклоняя примерно на 30° относительно спины животного. Аккуратно продвигайте провод вдоль траектории нерва, медленно убирая иглу. Повторите процедуру на противоположном отверстии S1 для двусторонней стимуляции.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Чтобы подтвердить правильное положение электрода, подключите дистальный конец провода к стимулятору. Электрическая стимуляция вызывает подёргивание хвоста.
  5. Закрепите провода на соседнем шиповом отростке (L6) с помощью викрилового шва 5-0 (рисунок 5C).
  6. Сделайте разрез диаметром 1 см на задней части шеи с помощью скальпеля и создайте подкожный туннель с помощью гемостата от разреза на задней части шеи до разреза на крестцовом уровне.
  7. Пропустите дистальный конец проволоки через туннель и выделите его наружу на задней части шеи (рисунок 5D).
  8. Закройте фасцию и кожу на крестцовом уровне, а также кожу на задней части шеи с помощью викрилового шва 4-0.

6. Запись цистометрии

  1. Через 5 дней, перед проведением экспериментов с стимуляцией, выделите трубку PE-50 наружу и подключите её к датчику давления и насосу для инфузии.
  2. Вводите в мочевой пузырь непрерывно со скоростью 3 мл/ч в течение 2 часов для стабилизации параметров мочевого пузыря.
  3. Оценить параметры цистометрии, включая базовое давление, пороговое давление, соответствие мочевого пузыря, давление мочеиспускания и ёмкость мочевого пузыря до, во время и после нервной стимуляции, с помощью внутривезиковой инфузии с одним цикломмочения 21.
  4. По завершении каждого эксперимента, в соответствии с этическими стандартами, усыпить животных с помощью передозировки анестезией.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Для демонстрации экспериментального дизайна оценки влияния нейромодуляции на функцию нижних мочевыводящих путей представлено исследование, в котором была применена стимуляция маломышного нерва в модели крысы с гиперактивностью мочевого пузыря, вызванной внутривезиальной инфузией уксусной кислоты 0,5%. Функция мочевого пузыря была зафиксирована с помощью цистометрии одного цикла мочеисполнения до, во время и после стимуляции (рисунок 6 A,B). Экспериментальная установка включа...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В этой статье подробно описаны хирургические методы имплантации электродов для стимуляции крестцового, большеберцового и малокостного нерва у анестезируемых крыс.

Имплантация свинцового электрода в крестцовое отверстие для непрерывной низкоамплитудной стимуляции крестцового нерва S3 является широко признанным методом лечения дисфункции нижних мочевыводящих путей (LUT) и недержания кала. У пациентов электрод обычно помещается в отверстие S3 и нацеливается на см...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Это исследование было профинансировано исследовательским фондом Университетской больницы Оденсе.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

```html

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
18 G disposable injection needle KRUUSE121282
Dumont forceps style 5TMDUMONT1708-5TM-POCurved
Dumont forceps style 7XLDUMONT0508-7XL-POCurved
Grass SD9 square pulse stimulatorSomatco1077/183
HemostatFine Science Tools/Teleflex13018-14/PO181059≥ 14 см, тонкий кончик
Iris scissorsWorld Precision Instruments14218Прямые ножницы 
Kwik-Sil silicone Elastomer World Precision InstrumentsKWIK-SIL Двухкомпонентный клей
Micro Adson forcepsWorld Precision Instruments501245
MicroscissorsS&T SAC-15 R-8изогнутый кончик ≤ 10 мм в длину
NaCl 0.9% 100 млB.BraunN/A
PE-50 tubingInstechBTPE-50
Prolene 5-0 шов EthiconEH7257
RongeurGeorge Tiemann & Co160-424-08Тонкий изогнутый кончик
Surgical ScalpelSwann-Morton0505
Urethane Sigma-AldrichU2500
Vicryl 4-0 шов EthiconV451
Vicryl 5-0 шов EthiconV303
Wire Silver Teflon-coated 0.125 ммWorld Precision InstrumentsAGT0525
Wire Stainless Steel Teflon-coated 0.18 ммWorld Precision InstrumentsSST30407-50
```

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Van Kerrebroeck, P. E. V., Van Den Hombergh, U. The history of neuromodulation for lower urinary tract dysfunction: An overview. Continence. 11, 101328(2024).
  2. Cameron, A. P., et al. The AUA SUFU guideline on the diagnosis and treatment of idiopathic overactive bladder. Neurourol Urodyn. 43 (8), 1742-1752 (2024).
  3. De Groat, W. C., Tai, C. Chapter 19 Mechanisms of Action of Sacral Nerve and Peripheral Nerve Stimulation for Disorders of the Bladder and Bowel. Neuromodulation second edition. Krames, E. S., Peckham, P. H., Rezai, A. R. , Academic Press. 221-236 (2018).
  4. Krhut, J., et al. The mechanism of action of neuromodulation in the treatment of overactive bladder. Nat Rev Urol. 22, 414-426 (2025).
  5. Abello, A., Das, A. K. Electrical neuromodulation in the management of lower urinary tract dysfunction: Evidence experience and future prospects. Ther Adv Urol. 10 (5), 165-173 (2018).
  6. Hokanson, J. A., et al. Stimulation of the sensory pudendal nerve increases bladder capacity in the rat. Am J Physiol Renal Physiol. 314 (4), F543-F550 (2018).
  7. Knowles, C. H., et al. The science behind programming algorithms for sacral neuromodulation. Colorectal Dis. 23 (3), 592-602 (2021).
  8. Zvara, P., et al. An animal model for the neuromodulation of neurogenic bladder dysfunction. Br J Urol. 82 (2), 267-271 (1998).
  9. Su, X., et al. Role of the endogenous opioid system in modulation of urinary bladder activity by spinal nerve stimulation. Am J Physiol Renal Physiol. 305 (1), F52-F60 (2013).
  10. Su, X., et al. Differentiation and interaction of tibial versus spinal nerve stimulation for micturition control in the rat. Neurourol Urodyn. 34 (1), 92-97 (2015).
  11. Matsuta, Y., et al. Poststimulation inhibition of the micturition reflex induced by tibial nerve stimulation in rats. Physiol Rep. 2 (1), e00205(2014).
  12. Su, X., et al. Comparison of neural targets for neuromodulation of bladder micturition reflex in the rat. Am J Physiol Renal Physiol. 303 (8), F1196-F1206 (2012).
  13. Kovacevic, M., Yoo, P. B. Reflex neuromodulation of bladder function elicited by posterior tibial nerve stimulation in anesthetized rats. Am J Physiol Renal Physiol. 308 (4), F320-F329 (2015).
  14. Choudhary, M., et al. Effect of tibial nerve stimulation on bladder afferent nerve activity in a rat detrusor overactivity model. Int J Urol. 23 (3), 253-258 (2016).
  15. Choudhary, M., et al. The frequency spectrum of bladder non voiding activity as a trigger event for conditional stimulation: Closed loop inhibition of bladder contractions in rats. Neurourol Urodyn. 37 (5), 1567-1573 (2018).
  16. Park, E., et al. The long lasting post stimulation inhibitory effects of bladder activity induced by posterior tibial nerve stimulation in unanesthetized rats. Sci Rep. 10 (1), 19897(2020).
  17. Mai, J., et al. Prolonged inhibitory effects of repeated tibial nerve stimulation on the micturition reflex in decorticated rats. Neuromodulation. 25 (8), 1115-1121 (2022).
  18. Krhut, J., et al. Peroneal electrical transcutaneous neuromodulation as a new treatment for patients with overactive bladder: An initial clinical experience. Urol Int. 106 (7), 658-663 (2022).
  19. Krhut, J., et al. Prospective randomized multicenter trial of peroneal electrical transcutaneous neuromodulation vs solifenacin in treatment naïve patients with overactive bladder. J Urol. 209 (4), 734-741 (2023).
  20. Hox, M., et al. Cavernous nerve stimulation and recording of intracavernous pressure in a rat. J Vis Exp. (134), e56807(2018).
  21. Mann-Gow, T. K., et al. Evaluating the procedure for performing awake cystometry in a mouse model. J Vis Exp. (123), e55588(2017).
  22. Hauck, E. F., et al. Measurements and mapping of 282420 nerve fibers in the S1 5 nerve roots. J Neurosurg Spine. 11 (3), 255-263 (2009).
  23. Krhut, J., et al. Peroneal electric transcutaneous neuromodulation ETNM A novel method for the treatment of the overactive bladder. J Healthc Eng. 2021, 4016346(2021).
  24. Baima, J., Krivickas, L. Evaluation and treatment of peroneal neuropathy. Curr Rev Musculoskelet Med. 1 (2), 147-153 (2008).
  25. Chen, J., et al. Superficial peroneal neuromodulation of persistent bladder underactivity induced by prolonged pudendal afferent nerve stimulation in cats. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 320 (5), R675-R682 (2021).
  26. Yu, M., et al. An excitatory reflex from the superficial peroneal nerve to the bladder in cats. Am J Physiol Renal Physiol. 313 (5), F1161-F1168 (2017).
  27. Zhao, J., et al. Superficial peroneal neuromodulation of non obstructive urinary retention in cats. Neurourol Urodyn. 39 (6), 1679-1686 (2020).
  28. Chen, J., et al. Superficial peroneal neuromodulation of non obstructive urinary retention induced by prolonged pudendal afferent activity in cats. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 322 (2), R136-R143 (2022).
  29. Tilborghs, S., et al. Motor response matters: Lead placement and urologic efficacy linked in sacral neuromodulation. Neuromodulation. 28 (5), 865-872 (2025).
  30. Wang, Y., Hassouna, M. M. Neuromodulation reduces c fos gene expression in spinalized rats: A double blind randomized study. J Urol. 163 (6), 1966-1970 (2000).
  31. Pastelín, C. F., et al. Neural pathways of somatic and visceral reflexes of the external urethral sphincter in female rats. J Comp Neurol. 520 (14), 3120-3134 (2012).
  32. Rigaud, M., et al. Species and strain differences in rodent sciatic nerve anatomy: Implications for studies of neuropathic pain. Pain. 136 (1-2), 188-201 (2008).
  33. Hokanson, J. A., et al. Pathways and parameters of sacral neuromodulation in rats. Am J Physiol Renal Physiol. 325 (6), F757-F769 (2023).
  34. Abdelkhalek, A. S., et al. Anesthetic protocols for urodynamic studies of the lower urinary tract in small rodents a systematic review. PLoS One. 16 (6), e0253192(2021).
  35. Park, E., et al. The long lasting post stimulation inhibitory effects of bladder activity induced by posterior tibial nerve stimulation in unanesthetized rats. Sci Rep. 10 (1), 19897(2020).
  36. Langlois, L., et al. Development of a remote controlled implantable rat sacral nerve stimulation system. Neuromodulation. 22 (6), 690-696 (2019).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Видео скоро будет доступно

Похожие статьи