Методическая статья

Рассечение мозга и кишечника у популяций поверхностных рыб и пещерных рыб Astyanax mexicanus

710 просмотров

⸱

DOI:

10.3791/70412

⸱

24 февраля 2026 г.

 ,  ,  ,  , 
1Department of Anatomy and Neurobiology, UPR- Medical Sciences Campus, 2Molecular Sciences Research Center

В этой статье

Краткое содержание

Здесь мы представляем протокол вскрытия и извлечения целых компонентов мозга и кишечника морфотипов, адаптированных к поверхности и пещерам Astyanax mexicanus. Этот протокол может быть адаптирован для применения в последующих целях, включая транскриптомику, метаболомику и анализ микробиоты кишечника.

Аннотация

Телеостные рыбы используются для ответов на широкий спектр исследовательских вопросов — от разработки до генетики и нейронауки, а в последнее время — для понимания сложности оси кишечник-мозг, а в более широком контексте — оси кишечник-мозг-печень. Мексиканская тетра, Astyanax mexicanus, всё чаще используется в сравнительных и развивающихся эволюционных рамках благодаря наличию морфологически и физиологически различных морфотипов, включая речных поверхностных рыб и пещерных, слепых пещерных рыб. Адаптация к пещерным местообитаниям связана с изменениями в морфологических признаках, поведенческих особенностях и разнообразии микробиоты кишечника, которые также наблюдаются в лабораторных условиях. Это открыло возможность задавать вопросы о взаимодействии между микробиомом, метаболической активностью, нейронной адаптацией и сложными поведенческими выходами. Эти взаимодействия теперь можно исследовать с помощью исследований картирования всего мозга с помощью очищенного мозга и секвенирования микробиоты кишечника для выявления бактериального разнообразия, связанного с фенотипами, адаптированными к поверхности и пещерам. Однако большинство этих исследований выиграли бы от целостных, тщательно вскрытых и сохранившихся целых органов и тканей, что позволяет проводить постобработку в последующих приложениях. Этот протокол описывает пошаговый метод вскрытия мозга и кишечника, при котором весь мозг и брюшные органы удаляются и изолируются для морфотипов как поверхностных, так и пещерных рыб.

Введение

Животные модели, включая позвоночных рыб, являются критически важными инструментами для моделирования биологических явлений и сложных патологий в относительно простых и доступных системах. Например, данио-рерио, Danio rerio, является одной из самых широко используемых моделей телеостных рыб, с множеством методов, применяемых для изучения её развития, генетики, физиологии и поведения, с значительным влиянием на биомедицинские и нейроповеденческиенауки 1,2,3,4,5,6,7,8 . Огромным преимуществом использования данио-рерио в настоящее время является наличие ряда методов изучения гистологии и патологии органов и тканей у мутантных линий с потерей функции, для которых существуют пошаговые протоколыдиссекции 3,9,10.

Однако за последние десятилетия появляется ряд других моделей телеостных рыб, подходящих для других вопросов, включая те, что относятся к эволюционнойбиологии. 11,12,13,14,15,16,17,18,19,20,21 — биологические механизмы, лежащие в основе старения.2,22,токсикология — 23,24, а другие— 25,26. Примером этого является мексиканская тетра, Astyanax mexicanus, телеостная рыба, происходящая с северо-востока Мексики, с предковыми популяциями речных поверхностных рыб и более чем 30 популяциями слепых, пещерных пещерных пещерных рыб (Рисунок 1)12.

Пещерные рыбы адаптировали ряд морфологических характеристик, включая потерюглаз 12,27,потерю пигментации 28, расширение сенсорныхсистем 17,29,30 и увеличение жировогонакопления 12,31, что позволило им выживать в враждебных пещерных средах. Эти рыбы также адаптировали набор поведенческих признаков, включая снижениесна 19,20,тревогу 32,косят 33 иагрессию 13,18,19,20,29,34,35,36,37 , по сравнению с их предковыми поверхностными рыбами. Адаптация большинства этих признаков, скорее всего, была связана с сочетанием генетических различий и экологических факторов35, 36, 28, включая различия в среде обитания между реками и пещерами. Всё более полезная модель для задавания вопросов о влиянии генетической вариации на морфологическую и поведенческую адаптацию кпризнакам 16,18,19,20,35,38,39 и, более недавно, на разнообразие кишечной микробиоты 14,15, которые могут требовать собрания таких органов, как мозг, кишечник, печень и другие, существует необходимость в стандартизированном протоколе вскрытия анатомии, который может использоваться широкой общественностью. Хотя у A. mexicanus уже проводились целые рассечения мозга и органов, отсутствует единообразный, комплексный метод, который позволял бы эффективно проводить такие вскрытия, что критически важно для многих проектов, включая те, где требуется сбор образцов дляметаболомики 40,метагеномика 41, или обследование целых органов 16,38. Наша цель — устранить барьер для устранения неполадок при получении органов в этой модели для постобработки, позволяя пользователям в сообществе бесшовно сосредоточиться на своих исследованиях.

В этом протоколе мы описываем пошаговый метод диссекции мозга и желудочно-кишечного тракта у взрослой поверхностной рыбы и пещерной рыбы Пачон вида Astyanax mexicanus. Эта методология может быть адаптирована к различным последующим протоколам, включая те, что связаны с микробиомом кишечника, метаболомикой тканей и очищением мозга для визуализации всего мозга на световом микроскопе. Эта техника также адаптируется для одновременного применения к одному образцу.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Этот протокол проводится в соответствии с утвержденными IACUC протоколами 2024-0004 и A790125 в Центре молекулярных наук и на кампусе медицинских наук Университета Пуэрто-Рико.

1. Подготовка до вскрытия

  1. Если вы используете чашу Sylgard Petri (SP) для вскрытия, убедитесь, что она готова до процедуры, учитывая, что на затвердевание может уйти несколько дней.
  2. Для приготовления SP-тарелки используйте Sylgard 184 и Elastomer 184 в соотношении 10:1. Смешайте 200 г базы Sylgard 184 с 20 г эластомера в одноразовой чашке. Залить в чашки Петри примерно на треть-половину глубины. Постучите по блюду, чтобы убрать пузырьки и закрыть. Убедитесь, что посуда наполнена и оставлена на ровной поверхности. Дайте высохнуть минимум 1 неделю42.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Если вы собираете образцы для секвенирования 16s рРНК или метагеномики, воздерживайтесь от использования SP-тарелок. Вместо этого используйте стерилизованные одноразовые пластины Петри и применяйте асептическую технику под ламинарным проточным капюшоном. Если следовать асептической методике, рекомендуется очистить ламинарную вытяжку с помощью 70% этанола, бактерицидного моющего средства, а желательно подвергнуть её воздействию бактерицидной ультрафиолетовой лампы C в течение 15 минут. Это следует делать до размещения дезинфицированных и автоклавированных материалов/инструментов в ламинарном капюшоне.
  3. Установите микроскоп для вскрытия с бумажными полотенцами с обеих сторон. Выделите одну сторону для хранения отходов (например, избыточную ткань органов), а другую — для размещения стерилизованных инструментов вскрытия. Разрежьте маленькие кусочки бумажного полотенца, чтобы очистить инструменты между вскрытиями.
  4. Подготовьте 1 PBS и держите его в холодной ледяной шламе под рукой на случай необходимости для очистки участков или образцов для лучшей видимости. В зависимости от протокола, решите не использовать 1PBS.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Например, не рекомендуется использовать его при сборе образцов для метагеномногосеквенирования 43. При использовании 1 PBS для такого подхода рекомендуется собрать образец 1PBS для секвенирования для проверки на возможное загрязнение.
  5. Поставьте SP (или одноразовую стерилизованную чашку Петри) под микроскоп и убедитесь, что у вас есть все инструменты (набор для вскрытия, микроцентрифугные пробирки для сбора тканей на льду и т.д.).
  6. Положите 1 PBS и промеченные микроцентрифугные трубки в ведро со льдом рядом. Держите в руке пластиковую пипетку на 1 PBS.
  7. Организуйте неподалёку станцию эвтаназии рыб. Приготовьте ледяную ванну, положив ледяную кашу в аквариум с пластиковой решёткой внутри, а затем наполните её водой из рыбной системы (из их домашней системы или домашнего аквариума).
    ПРИМЕЧАНИЕ: MS-222 также может использоваться, в зависимости от последующих протоколов (потребности в постобработке образцов).

2. Диссекция мозга у взрослых поверхностных и пещерных рыб

  1. Усыпить рыбу в ледяной смеси. Убедитесь, что движения нет, и рыба погружается на дно без движения оперкулярных операций. Время зависит от размера. Более крупные рыбы дольше прекращают оперкулярное движение.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Молодые рыбы прекращают оперкулярное движение (эвтаназия) примерно за 2-5 минут, а взрослые и крупные рыбы — около 10-15 минут. Существуют различия, основанные на морфотипах. Некоторым популяциям пещерных рыб требуется больше времени, чем наземным рыбам, для анестезии или эвтаназии. Протоколы по уходу и экспериментам рекомендуют валидацию процедур анестезии и эвтаназии в разных популяциях, поскольку реакция может различаться между морфами ипопуляциями 11.
  2. Переложите рыбу в SP (одноразовую стерилизованную чашку Петри внутри капюшона) и с помощью капельницы искупайтесь с ледяным 1x PBS (рисунок 1).
  3. Отдельте голову от тела, разрезав скальпелем примерно в 2 мм позади жабр (рисунок 2). Это защитит часть среднего мозга и позволит манипулировать мозгом после вскрытия, не причиняя повреждений. Уберите тело в область отходов с помощью бумажного полотенца, затем положите его в мешок для биологической опасности в контейнер для биологической опасности для утилизации.
  4. С помощью мелких щипцов или гемостата хорошо захватите заднюю часть головы рыбы. С помощью микроножниц разрежьте края рта к затылку и жабрам (рисунок 3).
  5. Повторяйте на другой стороне. Снимите нижнюю челюсть и затем хорошо очистите нижнюю часть второй парой мелких или ультратонких щипцов.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Следуйте внутреннему контуру жабер.
  6. К этому моменту продолжайте крепко держать голову рыбы гемостатом или приколоть её Т-шпилькой к SP (если используете), аккуратно за кончик рта.
  7. Отсоедините оба глаза с помощью ультратонких щипцов или ножниц. Вставьте кончик в край глаза, затем аккуратно вытяните или вырежьте глаз (рисунок 4).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Это не относится к пещерной рыбе (соскребли кожу с области глаз).
  8. Поцарапьте сагиттальную линию на вершине головы, которая проходит между глазами спереди назад и делит голову на левую и правую. Затем используйте микроножницы, чтобы неглубоко разрезать линию (рисунок 5).
  9. Тонкими щипцами аккуратно начинайте вытягивать обе стороны головы, особенно стараясь не сломать мозг под ними, встроенный под соединительной тканью. Когда мозг становится виден, кончиком сверхтонких щипцов отсоедините его от черепа (рисунок 6).
    1. Избегайте раздавливания мозга, вытягивая его щипцем. Вместо этого держите его за задний мозг или спинной мозг, если остатки остаются для сохранения целостности.
    2. Если мозг всё ещё находится с одной стороны головы, используйте ультратонкие щипцы, чтобы аккуратно отсоединить его от черепа кровати, аккуратно вставив кончики за мозг и аккуратно подняв его. Избегайте постоянного натяжения, иначе это может сломать устройство.
  10. После удаления мозга аккуратно очищайте ультратонкими щипцами, удаляя жир и окружающие ткани. Поместите в микроцентрифугную трубку или соответствующее хранилище для следующего протокола. В этот момент сохраняйте весь мозг или собирайте его подрегионы (например, теленцефалон, зрительный тектум, обонятельные луковицы) (рисунок 7).
  11. Изоляция телэнцефалона: для извлечения телэнцефалона зажать основание между телэнцефалоном и зрительным тектумом ультратонкими щипцами и отделить телэнцефалон от остальной части мозга. Перенесите в соответствующую трубку для хранения.
  12. Если использовать для метагеномики, собранные образцы быстро заморозили в жидком азоте и храните при -80 °C. Сделайте это, окунув трубку микроцентрифуги в жидкий азот на 5 секунд.

Рисунок 1
Рисунок 1: Морфотипы Astyanax mexicanus . (A) Наземная рыба. (B) Пещерная рыба Пачон. Масштабная полоса: 10 мм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этой фигуры.

Рисунок 2
Рисунок 2: Отслоение головы. (A) Поверхностная рыба. (B) Пещерная рыба Пачон Нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этой фигуры.

Рисунок 3
Рисунок 3: Удаление челюсти у отсоединённой рыбьей головы. (A) Поверхностная рыба. (B) Пещерная рыба Пачон Нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этой фигуры.

Рисунок 4
Рисунок 4: Удаление глаза с отсоединённой рыбьей головы. У пещерных рыб можно провести соскребание этой области для истончения ткани. (A) Наземная рыба. (B) Пещерная рыба Пачон Нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этой фигуры.

Рисунок 5
Рисунок 5: Сагитталь прорезает верхнюю часть головы рыбы. (A) Поверхностная рыба. (B) Пещерная рыба Пачон. Масштабная полоса: 5 мм Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигурки.

Рисунок 6
Рисунок 6: Разделение боковых частей головы и обнажение мозга внутри черепной полости. (A) Поверхностные рыбы. (B) Пещерная рыба Пачон. (C,D) Удаление мозга из черепного ложа. Масштабная полоса: 5 мм Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигурки.

Рисунок 7
Рисунок 7: Региональная анатомия мозга A. mexicanus . (A) Наземная рыба. (B) Пещерная рыба Пачон. Масштабная полоса: 5 мм Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигурки.

3. Вскрытие кишечника у взрослых поверхностных и пещерных рыб

  1. Следуйте методу эвтаназии, описанному выше.
  2. Промокните рыбу безворсовой салфеткой, затем положите на чистый SP и накройте ледяной 1 PBS (или системной водой, в зависимости от нанесения по течению) с помощью пипетки, чтобы ткань оставалась влажной.
  3. Закрепите рыбу на SP (если используете) с помощью Т-штифтов.
    1. Если не использовать SP, то гемостат для сильного захвата спереди рта при нанесении резов подойдёт. Поставьте штифт впереди в глазницу (что также верно для пещерных рыб), чтобы она достигла SP.
    2. Сзади закрепляется через хвост к пластине. Убедитесь, что рыба остаётся неподвижной во время процедуры.
      ПРИМЕЧАНИЕ: При проведении желудочно-кишечной диссекции того же экземпляра, что и вскрытие мозга, быстро обезглавить скальпелем перед началом вскрытия и прижать рыбу к поверхности пластины. Сделайте передний диагональный разрез за оперкулумом, который сохраняет верхнюю часть головы и избегает потери кишечника. В идеале разделить голову и тело и поручить два опытных диссектора работать над каждым для экономии времени. Передний штифт можно разместить в самой верхней передней части тела после обезглавливания, в то время как задний штифт остаётся в том же месте (рисунок 8).
  4. С помощью микроножниц для диссекции разрежьте кожу и подлежащие мышцы вдоль вентральной средней линии от анального плавника/ануса к оперкулу (твёрдого покрытия жабры) полукруговой линией, следующей нижней линии рыбы (рисунок 9).
  5. Удалите оперкулум и грудной плавник с помощью микроножниц и тонких щипцов.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Этот шаг помогает сделать удаление кожи более эффективным, но может замедлить диссекцию и быть пропущенным в зависимости от потребностей.
  6. Разрежьте кожу и подлежащую мышцу выше анального плавника, а затем разрезайте впереди к жабрам, расширяя вентральный разрез по мере необходимости (рисунок 10). В итоге это создаёт окно.
  7. Откройте разрез с помощью тонких щипцов, чтобы обнажить полость тела. Используйте тонкие щипцы, чтобы обхватить кожу и аккуратно поднять её для удаления (рисунок 11).
  8. Отрежьте как передние, так и задние прикрепления кишечника и аккуратно удалите все внутренние органы — удалите желудочно-кишечную систему из организма и разместите её на чистом участке СП (одноразовой стерилизированной чашки Петри) (Рисунок 12 и Рисунок 13).
  9. Сначала отдельте печень от остальных органов брюшной полости с помощью ультратонких щипцов. Если вы изолируете печень, поместите её в микроцентрифугную трубку или используйте соответствующий способ хранения в соответствии с протоколом или необходимостью. Аккуратно растяните кишечник и определите части желудка и средней и задней части кишки (рисунок 14).
  10. Отдельте желудок от средней и задней части кишечника.
  11. Держите передние и задние концы средней и задней кишки тонкими щипцами и аккуратно вытяните их, чтобы удлинить до всей длины.
  12. Соберите ткани в микроцентрифугной трубке и храните её правильно.
  13. Если использовать для метагеномики, собранные образцы быстро заморозили в жидком азоте и храните при -80 °C. Это делается путём погружения трубки микроцентрифуги в жидкий азот в течение 5 секунд.

Рисунок 8
Рисунок 8: Размещение штифта при расследовании желудочно-кишечного тракта. (A) Наземная рыба. (B) Пещерная рыба Пачон Нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этой фигуры.

Рисунок 9
Рисунок 9: Вырез снизу до превскрытия. (A) Наземная рыба. (B) Пещерная рыба Пачон Нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этой фигуры.

Рисунок 10
Рисунок 10: Удаление оперкулума и создание окна. (A) Наземная рыба. (B) Пещерная рыба Пачон Нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этой фигуры.

Рисунок 11
Рисунок 11: Удаление поверхностной латеральной кожи и мышц. (A) Поверхностные рыбы. (B) Пещерная рыба Пачон Нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этой фигуры.

Рисунок 12
Рисунок 12: Органы in situ в полости тела взрослой рыбы после удаления мышц и кожи. (A) Самка поверхностной рыбы с обнажённой брюшной полостью и удаленной икрой для обнажения органов. (B) Самец поверхностной рыбы с обнажённой брюшной полостью и органами. (C) Самка пещерной рыбы пачон с обнажённой брюшной полостью и удаленной икрой для обнажения органов. (D) Самец пещерной рыбы пачон с брюшной полостью и органами. Чёрные стрелки указывают на область, где находится желудочно-кишечный пучок. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этой фигуры.

Рисунок 13
Рисунок 13: Желудочно-кишечный пучок, удалённый из полости тела рыбы. (A) Поверхностная рыба. (B) Пещерная рыба Пачон. Масштабная полоса: 10 мм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этой фигуры.

Рисунок 14
Рисунок 14: Изолированные желудочно-кишечные органы поверхностных и пещерных рыб .(A) Наземная рыба. (B) Пещерная рыба Пачон. Масштабная полоса: 10 мм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этой фигуры.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Согласно этому протоколу, были извлечены содержимое мозга и кишечника, а также измерены длина полного кишечника, теленцефалона и зрительного тектума и сравнивались между морфотипами поверхностных рыб и пещерных рыб пачон (рисунок 15). Для статистических сравнений мы использовали независимые t-тесты Уэлча с размером выборки n = 6 поверхностных рыб и n = 6 пещерных рыб Пачона. Поверхностные рыбы имели значительно большие размеры оптического тектума по сравнению с пещерными рыбами пачо...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Растущая значимость A. mexicanus как исследовательской модели в ряде областей — от эволюции до биомедицинской нейронауки и микробиологии — требует стандартизированного метода рассечения и сбора органов. Хотя изолированные структуры ранее изучались и задокументированы, включая зрительныйтектум 16,38, взрослыйсердец 11 идругие 11,44, система...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Конфликта интересов нет. Все процедуры соответствуют протоколу, утверждённому IACUC, 2024-0004.

Благодарности

Эта работа финансируется грантом NIH 5R16EY037336-02, грантом RCMI U54 MD007600 и грантом NIH 1P20GM156713-01 (COBRE Пуэрто-Рико Центр микробиома).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Аквариум для размножения данио-рерио объёмом 1,0 литраTecniplasthttps://shop.tecniplastusa.com/products/1-0-liter-zebrafish-breeding-tankЧтобы приготовить ледяную суспензию для эвтаназии. Резервуар наполовину заполняется льдом, а сверху размещается перфорированный внутренний резервуар. Затем её наполняют водой сверху.
4L полиуретановый ледяной панельUSA ScientificПункт #2328-7242
Мешки для биологических опасностейФишербранд14-828-244
Calbiochem OmniPur PBS 10x жидкий концентрат, молекулярно-биологический класс, стерильныйMilliporeSigma65074L
Рассекающий микроскоп Olympus SZ51Olympus OLSZ51NPS-LED/R
Рассекивание тканевых щипцовФишербранд08-953G
Штифты для вскрытия, упаковка 100 штукИнструменты домашней наукиhttps://www.homesciencetools.com/product/dissection-pins-100-pack/?srsltid=AfmBOoofk8r6_hd4nx_7bjjP2
GzkNBlnOJ3vUKor5
rFCJvVxPN9xRlpc
щипцы, нежные, очень тонкие, острые наконечники и bbsp;MOPECAB132
Пинцет, ткань, нежный сверхтонкий наконечникMOPECAB047
Гемостат, 12,5 см, прямойИнструменты World Precisionhttps://wpiinc.com/products/var-15920-halsted-mosquito-hemostatic-forceps
Ювелирные щипцы, Dumont No5MilliporeSigmahttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/sigma/f6521
Kimwipes EX-LКимберли-Кларк34155
Жидкий азотПредоставлено учреждением
Микроножницы Noyes, 12 смИнструменты World Precision500228
Бумажные полотенцаПредоставлено учреждением
Чашки Петри с прозрачной крышкой, 95 мм, 15 мм, круглаяФишербрандFB0875714G
Лезвия скальпеля, #22, упаковка из 10 штукИнструменты домашней наукиhttps://www.homesciencetools.com/product/scalpel-blades-22-10-pack/
Рукоятка скальпеля #4Surtexhttps://surtex-instruments.com/product/scalpel-handle-no-4/
Ножницы, вскрытие радужкиMOPECAA146
Ножницы, Superfine MicroMOPECAA152
Стандартные одноразовые трансферные пипеткиThermo Scientific13-711-9D
Стерильная микроцентрифуга Эппендорфа 1.5 & micro; L-трубкиЭппендорф05-402-25
Сильгард 184Науки об электронной микроскопии24236-10
Термо-ФляжкаLab-Line Instruments Inc.2119
Ультратонкие ножницыИнструменты NEWMEDNM-DI-206023
Вода, подходящая для электрофореза, ПЦРСигма-ОлдричW4502-1L

Ссылки

  1. Ji, J., Thwaite, R., Roher, N. Oral intubation of adult zebrafish: a model for evaluating intestinal uptake of bioactive compounds. J Vis Exp. (139), e58366(2018).
  2. Örling, J., Kosonen, K., Villman, J., Reichard, M., Paatero, I. Impaired fin regeneration and angiogenesis in aged zebrafish and turquoise killifish. Biol Open. 12 (4), bio059622(2023).
  3. Turner, K. J., Bracewell, T. G., Hawkins, T. A. Anatomical dissection of zebrafish brain development. Brain Dev Methods Protoc. 1082, 197-214 (2014).
  4. Barbosa, A., et al. Western Blotting Assay for egr-1 Immediate Early Gene in Brain Tissue of Zebrafish Applied to Neuroethological Study. Zebrafish Protocols for Neurobehavioral Research. , Humana Press. Totowa, NJ. (2012).
  5. Corradi, L., Zaupa, M., Sawamiphak, S., Filosa, A. Using perk immunostaining to quantify neuronal activity induced by stress in zebrafish larvae. STAR Protoc. 3 (4), 101731(2022).
  6. Elipot, Y., Legendre, L., Père, S., Sohm, F., Rétaux, S. Astyanax transgenesis and husbandry: how cavefish enters the laboratory. Zebrafish. 11 (4), 291-299 (2014).
  7. Leigh, S. C., Nguyen-Phuc, B. -Q., German, D. P. The effects of protein and fiber content on gut structure and function in zebrafish (danio rerio). J Comp Physiol B. 188 (2), 237-253 (2018).
  8. Sassen, W. A., et al. Embryonic zebrafish primary cell culture for transfection and live cellular and subcellular imaging. Dev Biol. 430 (1), 18-31 (2017).
  9. Jie, J., et al. Adult zebrafish intestine dissection: a technique to analyze compound absorption. J Vis Exp. (10), e20199(2023).
  10. Gupta, T., Mullins, M. C. Dissection of organs from the adult zebrafish. J Vis Exp. (37), e1717(2010).
  11. Baumann, D. P., Ingalls, A. Mexican Tetra (astyanax mexicanus): Biology, Husbandry, and Experimental Protocols. Laboratory Fish in Biomedical Research. , Academic Press. (2022).
  12. Gross, J. B., Meyer, B., Perkins, M. The rise of Astyanax cavefish. Dev Dyn. 244 (9), 1031-1038 (2015).
  13. Carlson, B. M., Gross, J. B. Characterization and comparison of activity profiles exhibited by the cave and surface morphotypes of the blind Mexican tetra, Astyanax mexicanus. Comp Biochem Physiol C Toxicol Pharmacol. 208, 114-129 (2018).
  14. Riddle, M., et al. Evolution of the Mexican cavefish gut microbiome. Curr Biol. 23, 01307(2023).
  15. Riddle, M. R., et al. Host evolution shapes gut microbiome composition in Astyanax mexicanus. Ecol Evol. 14 (4), e11192(2024).
  16. Jaggard, J. B., et al. Cavefish brain atlases reveal functional and anatomical convergence across independently evolved populations. Sci Adv. 6 (38), eaba3126(2020).
  17. Rodríguez-Morales, R. Sensing in the dark: constructive evolution of the lateral line system in blind populations of Astyanax mexicanus. Ecol Evol. 14 (4), e11286(2024).
  18. Rodriguez-Morales, R., et al. Convergence on reduced aggression through shared behavioral traits in multiple populations of Astyanax mexicanus. BMC Ecol Evol. 22 (1), 116(2022).
  19. Duboué, E. R., Borowsky, R. L., Keene, A. C. β-adrenergic signaling regulates evolutionarily derived sleep loss in the Mexican cavefish. Brain Behav Evol. 80 (4), 233-243 (2012).
  20. Yoshizawa, M., et al. Distinct genetic architecture underlies the emergence of sleep loss and prey-seeking behavior in the Mexican cavefish. BMC Biol. 13, 15(2015).
  21. Forberg, J. Temperature effects on the development of the axial skeleton and body shape in Astyanax mexicanus (teleostei: characidae) [Master's Thesis]. , College of Science and Health Theses and Dissertations. https://via.library.depaul.edu/csh_etd/514 (2022).
  22. Platzer, M., Englert, C. Nothobranchius furzeri: a model for aging research and more. Trends Genet. 32 (9), 543-552 (2016).
  23. Blackwell, B. R., et al. Effects of metformin and its metabolite guanylurea on fathead minnow (Pimephales promelas) reproduction. Environ Toxicol Chem. 41 (11), 2708-2720 (2022).
  24. Ankley, G. T., Villeneuve, D. L. The fathead minnow in aquatic toxicology: past, present and future. Aquat Toxicol. 78 (1), 91-102 (2006).
  25. Butler, J. M., Whitlow, S. M., Roberts, D. A., Maruska, K. P. Neural and behavioural correlates of repeated social defeat. Sci Rep. 8 (1), 6818(2018).
  26. Norton, W. H. J., Gutiérrez, H. C. The three-spined stickleback as a model for behavioural neuroscience. PLoS ONE. 14 (3), e0213320(2019).
  27. Espinasa, L., Jeffery, W. R. Conservation of retinal circadian rhythms during cavefish eye degeneration. Evol Dev. 8 (1), (2006).
  28. Jeffery, W., Ma, L., Parkhurst, A., Bilandzija, H. Pigment Regression and Albinism in Astyanax Cavefish. Biology and Evolution of the Mexican Cavefish. , Academic Press, Elsevier. (2015).
  29. Yoshizawa, M., Jeffery, W. R., van Netten, S. M., McHenry, M. J. The sensitivity of lateral line receptors and their role in the behavior of Mexican blind cavefish (Astyanax mexicanus). J Exp Biol. 217 (Pt 6), 886-895 (2014).
  30. Lloyd, E., et al. Evolutionary shift towards lateral line-dependent prey capture behavior in the blind Mexican cavefish. Dev Biol. 441 (2), 328-337 (2018).
  31. Xiong, S., Krishnan, J., Peuß, R., Rohner, N. Early adipogenesis contributes to excess fat accumulation in cave populations of Astyanax mexicanus. Dev Biol. 441 (2), 297-304 (2018).
  32. Chin, J. S. R., et al. Convergence on reduced stress behavior in the Mexican blind cavefish. Dev Biol. 441 (2), 319-327 (2018).
  33. Kowalko, J. E., et al. Loss of schooling behavior in cavefish through sight-dependent and sight-independent mechanisms. Curr Biol. 23 (19), 1874-1883 (2013).
  34. Espinasa, L., et al. Divergent evolutionary pathways for aggression and territoriality in Astyanax cavefish. Subterr Biol. 43, 169-183 (2022).
  35. Kowalko, J. Utilizing the blind cavefish Astyanax mexicanus to understand the genetic basis of behavioral evolution. J Exp Biol. 223 (Suppl_1), jeb208835(2020).
  36. Sekulovski, B., Miller, N. Mechanisms of social behaviour in the anti-social blind cavefish (Astyanax mexicanus). Proc Biol Sci. 292 (2043), 20250052(2025).
  37. Chin, J. S. R., et al. Analysis of stress responses in Astyanax larvae reveals heterogeneity among different populations. J Exp Zool B Mol Dev Evol. 334 (7-8), 486-496 (2020).
  38. Kozol, R. A., et al. A brain-wide analysis maps structural evolution to distinct anatomical module. eLife. 12, e80777(2023).
  39. Ra, K., et al. Evolution of a central dopamine circuit underlies adaptation of light-evoked sensorimotor response in the blind cavefish, Astyanax mexicanus. bioRxiv. , (2024).
  40. Medley, J. K., et al. The metabolome of Mexican cavefish shows a convergent signature highlighting sugar, antioxidant, and ageing-related metabolites. eLife. 11, e74539(2022).
  41. Yen, S., Johnson, J. S. Metagenomics: a path to understanding the gut microbiome. Mamm Genome. 32 (4), 282-296 (2021).
  42. Marder, E. Marder lab website - Sylgard dishes. , https://sites.google.com/brandeis.edu/marder-lab/experimental-resources/sylgard-dishes (2026).
  43. Hallmaier-Wacker, L. K., Lueert, S., Roos, C., Knauf, S. The impact of storage buffer, DNA extraction method, and polymerase on microbial analysis. Sci Rep. 8, 6292(2018).
  44. Riddle, M. R., et al. Evolution of gastrointestinal tract morphology and plasticity in cave-adapted Mexican tetra, Astyanax mexicanus. bioRxiv. , (2020).
  45. Garduño-Sánchez, M., et al. Phylogeographic relationships and morphological evolution between cave and surface Astyanax mexicanus populations (de Filippi 1853) (actinopterygii, characidae). Mol Ecol. 32 (20), 5626-5644 (2023).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Видео скоро будет доступно

Похожие статьи