Все экспериментальные процедуры проводились в соответствии с Руководством по уходу и использованию лабораторных животных (Национальные институты здоровья, пересмотренное в 2011 году) и были утверждены Советом по этике Шаньдунского университета традиционной китайской медицины (номер лицензии на этику благополучия: SDUTCM20250421238).
Подготовка SDPF
Травяная смесь состоит из Radix Paeoniae Alba (Baishao) 20 г, Curcuma longa (Jianghuang) 10 г, Rhizoma cibotii (Tanggouji) 10 г, Siegsbeckia orientalis L. (Xixiancao) 30 г и Clematis chinensis Osbeck (Вэйлинсянь) 30 г. Это комбинированное соотношение определялось на основе клинического опыта. Формула была извлечена сначала замачиванием в деионизированной воде с соотношением твёрдого вещества к жидкости 1:9 (г/мл) в течение 30 минут, затем кипятком 60 минут. Полученный раствор немедленно фильтровали через марлю и центрифугировали при 4500 × г в течение 5 минут для сбора супернатаната. Остаток затем дважды повторно экстракцировался при тех же условиях (соотношение 1:9, деионизированная вода) с сокращённым временем кипения на 30 минут при каждом следующем извлечении. Супернатанты из всех трёх экстракций комбинировались, концентрировали и вакуумно вышивали в сублимации в течение 5–7 дней для получения порошка SDPF, который хранился в холодильнике для дальнейшего использования.
Анализ составляющих SDPF
Для подготовки твёрдых образцов подходящее количество гомогенизированного материала перемещалось в центрифуговую трубку объемом 2 мл, смешивалось с 1 мл 70% метанола в воде и шариками из нержавеющей стали толщиной 3 мм, затем обработывалось в автоматической кофемолке в течение 3 минут, после чего следовало 10 минут вихрения. Жидкие образцы разбавлялись чистым метанолом и подвергались вихрям в течение 10 минут. Впоследствии все образцы были центрифугированы при 12 000 × г в течение 10 минут при 4 °C, а полученные супернатанты фильтровались через фильтр диаметром 0,22 мкм. До инструментального анализа в фильтрат добавлялся 2-хлорфенилаланин (внутренний стандарт, 100 мкг/мл) для достижения конечной концентрации 1 мг/л. Хроматографическое разделение проводилось на системе LC-MS с колонной C18 (1,8 мкм × 2,1 мм × 100 мм), поддерживаемой при 30 °C с расходом 0,3 мл/мин. Подвижная фаза состояла из 0,1% муравьиной кислоты в воде (A) и аккуратного ацетонитрила (B). Объём впрыска был установлен на 2 мкл, а автопробоотборник поддерживался в 4 °C. Обнаружение масс-спектрометрии проводилось как в положительном, так и в отрицательном режиме ионизации при следующих условиях: температура нагревателя 325 °C, газ оболочки при 45 произвольных единицах, вспомогательный газ при 15 арбах, газ сверзения при 1 арбар, напряжение электрораспыления при 3,5 кВ, температура капилляра при 330 °C и уровень радиочастот S-линзы на 55%. Данные собирались в диапазоне m/z от 100 до 1500 в режиме полноценного сканирования MS с разрешением 120 000, а фрагментация MS/MS проводилась в режиме сбора данных, зависящей от данных (dd-MS2, TopN=5) с разрешением 60 000 с использованием более высокоэнергетической коллизионной диссоциации.
Эксперимент на животных
Семьдесят два самца крыс рода Спраг-Доули (возраст 6 недель, начальный вес тела 180–200 г; RRID: IMSR_JAX:000664) содержались в условиях SPF (24 ± 1 °C, 12 часов свет/темнота) с свободным доступом к еде и воде. После недели акклиматизации их случайным образом делили на шесть групп (n=12/группа) на основе массы тела: (1) контрольная пустота (нормальный физиологический раствор), (2) модельная группа запоров (10 мг/кг лоперамид гидрохлорида), (3) низкая (SDPF-L)-, (4) средняя (SDPF-M)-, и (5) группы с высокой дозой (SDPF-H) (6, 9 и 12 г/кг соответственно) и (6) положительная контрольная (2 мг/кг мозапридцит). SDPF был свежеприготовлен в виде суспензии в дистиллированной воде в концентрациях 3, 4,5 и 6 г/мл и введён пероральной вентиляцией при фиксированном объёме 2 мл/кг, что соответствует дозам соответственно 6, 9 и 12 г/кг. Гидрохлорид лоперамида был свежеприготовлен в виде суспензии в дистиллированной воде в концентрации 5 мг/мл и вводился перорально при фиксированном объёме 2 мл/кг (эквивалентно 10 мг/кг). После недели акклиматизации запоры вызывались группами (2) – (6) за счёт перорального приема лоперамида гидрохлорида один раз в день в течение одной недели. Пустая контрольная группа получила эквивалентный объём физиологического раствора. Впоследствии, в течение следующей недели, крысы в группах (3)–(5) получали лечение SDPF через оральную гаваж раз в день, положительная контрольная группа (6) одновременно получала мозаприд цитрат (2 мг/кг), а крысы в группах (2) – (6) продолжали получать лоперамид гидрохлорид (10 мг/кг) один раз в день для поддержания модели запора. Контрольная группа с пустым тестом продолжала получать обычный физиологический раствор. В конце периода лечения всех крыс голодали на ночь с бесплатным доступом к воде. Затем животных анестезиировали с помощью внутрибрюшинной инъекции пентобарбитала натрия (40 мг/кг массы тела). После глубокой анестезии, подтверждённой отсутствием педальных рефлексов, крыс были эвтаназированы с вывихом шейки матки. Сразу после этого были быстро удалены ткани прямой кишки. Для гистологических и иммуногистохимических анализов сегменты ткани фиксировались в 4% параформальдегиде. Для анализа экспрессии белков образцы тканей быстро замораживались в жидком азоте и хранили при -80 °C до дальнейшего использования.
Первый чёрный стул
Время до выделения первого чёрного кала было зафиксировано у трёх крыс в каждой группе. Перед экспериментом все крысы голодали 12 часов с свободным доступом к воде. Каждому животному затем вводили внутрижелудочную суспензию с чернилами (5% активированного угля и 5% гуммиарабика) при дозе 10 мл/кг массы тела с точным временем введения. После введения крыс помещали в отдельные клетки с доступом к еде и воде ad libitum. Появление первого чёрного кала у каждой крысы тщательно наблюдалось и фиксировалось для расчёта времени прохождения кишечника.
Содержание фекалий воды
После успешного формирования модели и по окончании обработки свежие образцы фекалий, выделенные в течение 2 часов из каждой группы крыс (n = 6), были собраны в заранее взвешенные сухие пробирки EP. Влажный вес фекалий был сразу зафиксирован. Впоследствии образцы перемещали в сушильную печь и сушили при 60 °C в течение 36 часов. После начального периода сушки образцы взвешивались и возвращались в духовку, при этом измерения веса повторялись каждые 2 часа до достижения постоянного веса (что указывало на полное обезвоживание). Процент содержания воды в калах затем рассчитывался по следующей формуле:
Содержание воды в кале (%) = [(Влажный вес - Сухой вес) / Влажный вес] × 100%
Скорость движения кишечника
После 12-часового периода голодания (с свободным доступом к воде) крысам из каждой группы (n = 6) вводилась внутрижелудочная доза (10 мл/кг) чернильной суспензии с 5% активированного угля и 5% арабической гумми. Через двадцать пять минут животным подвергли анестезии с помощью внутрибрюшнической инъекции 5% хлоралгирата. Область живота дезинфицировалась, протирая 75% этанолом перед сбором тканей, после чего конечности были приколоты к доске для вскрытия. Брюшная полость была аккуратно обнажена хирургическими ножницами, а кишечный тракт от пилора до илеоцекального соединения был удален. Изолированный кишечник выпрямлялся на стерильной фильтрующей бумаге, и были записаны два измерения: (1) общая длина тонкого кишечника и (2) расстояние, пройденное передней частью чернил. Затем коэффициент тяги кишечника рассчитывался по следующей формуле:
Скорость движения кишечника (%) = (расстояние миграции чернил / общая длина кишечника) × 100%
Окрашивание HE
Для контрольной, модельной, SDPF-M и Mos групп (n = 3 на группу) были собраны и обработаны ректальные образцы для окрашивания гематоксилином и эозином (HE). Образцы были зафиксированы в 4% параформальдегиде, обезвожены в сортируемом этаноле и вставлены в парафиновые блоки. Тонкие срезы толщиной 4–5 мкм были подготовлены и прикреплены к стеклянным стеклам перед традиционным окрашиванием гематоксилином и эозином. Процедура начиналась с депарафинизации с использованием ксилола, затем регидратации с помощью серии нисходящих концентраций этанола. Ядра окрашивались путём воздействия гематоксилина в течение 5–8 минут. После дифференцировки в 1% кислотном спирте и побленения в воде с 0,2% аммиаком, цитоплазма и внеклеточный матрица были заменены эозином в течение 1–2 минут. В конце концов, окрашенные участки были обезвожены, очищены и установлены накладками для микроскопического наблюдения. Этот подход позволил подробно оценить морфологию слизистой кишечника, включая структуру ворсинок и крипт, состояние эпителиальных клеток и наличие воспалительных инфильтратов внутри пластинки пропри.
Анализ пути KEGG и обогащения GO
Используя ранее установленный химический профиль SDPF, с помощью платформы SwissTargetPrediction проводились силико-прогнозы белковых мишень для каждого компонента. Предполагаемые мишени, относящиеся к запорам, были отфильтрованы и подвергнуты функциональной аннотации с помощью базы данных DAVID 6.8, с порогом значимости P < 0.05. Полученный набор генов впоследствии подвергся классификации GO для выяснения его роли в биологических процессах, молекулярных функциях и клеточных компонентах. Для дальнейшего прояснения их роли в патогенезе заболеваний эти мишени были впоследствии сопоставлены с путями KEGG, что позволило выявить несколько сигнальных каскадов, которые были значительно обогащены и потенциально связаны с началом и развитием запора.
Строительство сети «Компонент-Цель-Путь»
В Cytoscape (версия 3.6.1) была создана сеть «Компонент-Мишень-Путь» путём систематической интеграции химических компонентов SDPF, соответствующих терапевтических целей для запоров и соответствующих обогащённых путей. В рамках этой графической модели использовались различные геометрии узлов для представления трёх типов данных: окружности для составных, треугольники для целей и прямоугольники для путей. Сила связей между этими узлами количественно оценивалась с помощью взвешивания по краям, что дало целостный взгляд на сложные, многослойные фармакологические взаимодействия.
Молекулярная стыковка
Для анализа молекулярного стыкинга были выбраны четыре биоактивных соединения — циклокуркумин, альбифлорин, хлорогеновая кислота и кверцетин — в качестве молекул лиганда, а их структуры были скачаны из базы данных PubChem с использованием соответствующих номеров реестра CAS. Для подготовки белковых рецепторов была использована база знаний UniProt для подтверждения целевых белков PI3K и AKT, а их трёхмерные структуры впоследствии были извлечены из Белкового банка RCSB. Эти структуры белков и соединений затем были обработаны в Discovery Studio 2019, где были добавлены атомы водорода, назначались заряды и определены типы атомов; Кроме того, были выявлены потенциальные карманы связывания на рецепторах. Подготовленные лиганды и рецепторы впоследствии сохранялись в формате PDBQT для симуляций стыковки. Процедура стыковки проводилась в следующей конфигурации: радиус кластера позов 0,5, генерация 10 случайных лигандовых конформаций и 10 ориентаций уточнения. После завершения стыковочных работ кандидатные комплексы оценивались и ранжировались по их прогнозируемым энергиям свободного связывания. Наиболее энергетически выгодные позы связывания в конечном итоге были выбраны и визуализированы с помощью PyMOL для иллюстрации ключевых межмолекулярных взаимодействий.
Иммуногистохимия
Ректальные образцы с парафином, вырезанные толщиной 4 мкм и полученные из когорт лечения Control, Model и SDPF-M, сначала очищались от парафина и постепенно гидратированы. Антигенные участки были обнаружены путём нагрева стекла в буфере цитратов с отрегулированием pH 6.0. Для подавления эндогенных пероксидазов ткани обрабатывались раствором перекиси водорода 3%, после чего проводилась инкубация обычной козьей сывороткой для снижения связывания неспецифических антител. Затем срезы инкубировали ночью при 4 °C с первичными антителами, направленными на фосфорилированные PI3K и AKT; параллельные участки, инкубированные с помощью PBS, служили отрицательными контролями. После тщательной промывки были нанесены вторичные антитела, конъюгированные пероксидазой хрена, а иммунное окрашивание было разработано с использованием хромогена DAB под микроскопическим наблюдением для контроля времени реакции. Наконец, ткани слегка окрашивались гематоксилином, обезвоживались с помощью сортированных спиртов, очищали и монтировали. Уровни экспрессии p-PI3K и p-AKT были качественно оценены двумя независимыми исследователями, ослеплёнными к экспериментальным группам, и были выбраны репрезентативные изображения для иллюстрации различий между группами.
Вестерн блоттинг
Образцы ректальной ткани крыс дважды промывались охлаждённым физиологическим раствором, буферированным фосфатом, после чего их гомогенизировали на льду в течение 10 минут в подходящем объёме буфера RIPA для лизисирования. После гомогенизации смесь центрифугировала при 15 000 × г, а супернатант сохранялся для анализа. Количественное определение белка проводилось с использованием метода бицинхониновой кислоты. Впоследствии образцы смешивались с буфером загрузки SDS и денатурировались инкубацией при 95 °C в течение 5 минут. Эквивалентные количества белка затем растворялись с помощью гель-электрофореза SDS-полиакриламида и электропереносились на мембраны поливинилидифторида с размером пор 0,45 мкм. После переноса мембраны оставляли высохнуть на воздухе, после чего их блокировали сухим молоком с 5% обезжиренным молоком в TBST в течение 1 часа при температуре окружающей среды. После этого этапа мембраны промывались с помощью TBST, а затем инкубировали ночью при 4 °C с первичными антителами, направленными на AQP3 (RRID: AB_2837708) и AQP8 (RRID: AB_605941). На следующий день, после дополнительных промывок с помощью ТБСТ, мембраны инкубировали соответствующим вторичным антителом, конъюгированным пероксидазой хрена, в течение 1 часа при комнатной температуре. Иммунореактивные полосы в конечном итоге были обнаружены и зафиксированы с помощью системы визуализации.
Иммунофлуоресценция
Процедура иммунофлуоресцентного окрашивания проводилась на сечениях ректальной ткани у крыс, обработанных Control, Model и SDPF-M, следующим образом: после криосекции ткани фиксировались в 4% параформальдегиде, пермеабилизировали с помощью 0,1% Triton X-100 и блокировали соответствующим блокирующим буфером для предотвращения неспецифического связывания. Затем срезы инкубировали ночью при 4 °C с помощью смеси первичных антител против AQP3 и AQP8, после чего несвязанные антитела смывались, а ткани инкубировали 1 час при комнатной температуре в темноте с помощью смеси вторичных антител — в частности, козьих антикроликовых IgG, конъюгированных с Alexa Fluor 594 (красный) для маркировки AQP3, и козьего антимышиного IgG, конъюгированного с Alexa Fluor 488 (зелёный) для маркировки AQP8. После инкубации вторичных антител и последующих промывок ядра клеток были окрашены DAPI, а стекла накрывались водным монтажным материалом перед визуализацией и получением изображения с помощью флуоресцентного или конфокального микроскопа.
Секвенирование 16S рРНК фекальной микробиоты
Для каждой экспериментальной группы (n = 8) бактериальная геномная ДНК была выделена из фекалий крыс с помощью коммерческого комплекта для экстракции почвенной ДНК, при этом все процедуры строго следовали протоколу поставщика. Амплификация ПЦР, направленная на гиперпеременные области гена 16S рРНК V3–V4, проводилась на термическом циклере с использованием пары праймеров 338F/806R. Секвенирование ампликонов проводилось на платформе Illumina MiSeq в соответствии с рекомендациями производителя, обеспечивая достаточную глубину секвенирования для достижения насыщенности кривой разрежения и обеспечения надёжного анализа микробного разнообразия. После завершения секвенирования исходные считывания были отфильтрованы по качеству, удалены с помощью адаптера и объединены с помощью Trimmomatic и FLASH. Высококачественные последовательности впоследствии были сгруппированы в операционные таксономические единицы (OTU) с порогом сходства 97% с использованием UPARSE, а потенциальные химерные последовательности были выявлены и удалены с помощью UCHIME. Таксономическое присваивание представительных последовательностей проводилось с использованием классификатора RDP по базе данных SILVA с порогом доверия 70%. Для оценки альфа-разнообразия внутри микробных сообществ были рассчитаны оценщик богатства Chao1 и индекс разнообразия Шеннона с помощью программного пакета Mothur (v.1.30.2). Для анализа бета-разнообразия проводился анализ главных координат для визуализации различий в составе между группами. Была построена диаграмма Венна для иллюстрации распределения уникальных и общих OTU в различных экспериментальных условиях. Идентификация дифференциально многочисленных таксонов между когортами проводилась с помощью линейного дискриминантного анализа размера эффекта. Наконец, предиктивное профилирование функций микробного сообщества проводилось с помощью PICRUSt2, который выводил функциональный потенциал из ортологических аннотаций KEGG.
Статистика
Все статистические анализы проводились с использованием SPSS 23.0 и GraphPad Prism 8.0. Данные представлены в виде среднего ± стандартного отклонения (SD). Нормальность распределения данных оценивалась с помощью теста Шапиро–Вилка. Для сравнения двух групп для нормально распределенных данных использовался t-тест Стьюдента с независимыми выборками, а для ненормально распределённых данных — тест Манна–Уитни U. Для сравнений с участием трёх и более групп для нормально распределенных данных применялся односторонний анализ дисперсии (ANOVA), за которым следовал пост-хок тест Тьюки, тогда как для ненормально распределённых данных применялся тест Крускаля–Уоллиса, а затем пост-хок тест Данна. Для анализа микробиома были выявлены дифференциально многочисленные таксоны с помощью линейного дискриминантного анализа (LEfSe) с порогом по умолчанию (балл LDA > 2.0), а также применялась коррекция множественных тестов с использованием метода ложного открытия Бенджамини–Хохберга (FDR). Статистический анализ микробиома проводился с использованием Mothur (v.1.30.2), LEfSe (онлайн-инструмент, лаборатория Хюттенхауэра) и PICRUSt2 (v.2.5.0). p-значение менее 0,05 считалось статистически значимым.