Методическая статья

Исследование сетевых механизмов глубокой стимуляции паллидального мозга с использованием микроэлектродных массив высокой плотности

215 просмотров

⸱

DOI:

10.3791/70507

⸱

16 июня 2026 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Oscar Langendorff Institute of Physiology, University Medical Center Rostock, 2Institute of General Electrical Engineering, University of Rostock, 3Institute for Pharmacology, Pharmacy and Toxicology, University of Leipzig, 4Institute of Applied Microelectronics and Computer Engineering, University of Rostock

В этой статье

Краткое содержание

Здесь мы описываем протокол для ex vivo записи микроэлектродов высокой плотности из острых мозжечковых срезов мозга модели дистонического хомяка, которые получили in vivo непрерывную паллидальную глубокую стимуляцию мозга в течение 11 дней.

Аннотация

Дистония — это неврологическое двигательное расстройство, характеризующееся нарушением контроля мышц, влияющим на произвольные движения и устойчивые осанки. Хотя дистония связана с дисфункцией базальных ганглиев, всё больше данных свидетельствует о том, что мозжечок участвует в его патофизиологии. Этот протокол представляет in vivo паллидальную глубокую стимуляцию мозга (DBS) в модели дистонического хомяка (dtsz хомяка) в сочетании с ex vivo записями высокоплотного микроэлектродного массива (HD-MEA) для изучения активности мозжечка. Протокол включает (1) операцию DBS для имплантации электродов и стимуляторов, (2) острое приготовление срезов мозжечка, (3) высокоразрешающие электрофизиологические записи и (4) анализ данных. Репрезентативные результаты показывают, что 11 дней паллидального DBS восстановило спайковую активность к нормальным уровням в молекулярном, пуркиньевом и гранулярном слоях, что соответствует взаимодействию мозжечковой сети при дистонии. Этот протокол позволяет проводить детальный анализ активности мозжечка и её модуляции с помощью DBS, предоставляя платформу для изучения сетевых механизмов, лежащих в основе нейромодуляционных терапий.

Введение

Дистония — третье по распространённостидвигательное расстройство 1, характеризующееся чёткими клиническими признакамии симптомами 2,3, хотя иногда её могут путать с другими моторнымирасстройствами 4,5,6. Наиболее заметные клинические признаки включают непроизвольные сокращения мышц, повторяющиеся движения и аномальную и/или скручённуюосанку 7. Эти признаки могут сопровождаться такими симптомами, как боль, ухудшение моторной работы и усталость, которая может усугубляться в периоды стресса, тревоги или физическогоистощения 8,9,10,11. Патофизиология дистонии до сих пор не полностьюизучена 12,13. Хотя исследования традиционно были сосредоточены на базальных ганглиях, всё больше данных подтверждает сетевую концепцию заболевания, охватывающую несколько областей мозга, включая мозжечок 14,15,16,17. Этот протокол направлен на изучение активности внеклеточной сети в различных слоях коры мозжечка с целью выяснения их роли в патофизиологии дистонии и понимания сетевых механизмов глубокой стимуляции мозга (ДБС).

Глубокая стимуляция мозга (ДБС), направленная на внутреннее бледное шаро (GPi) или субталамическое ядро (СТН), часто используется для лечения некоторых формдистонии 18,19, особенно тех, которые устойчивы к лекарственным средствам. Кроме того, результат лечения неоднороден и непредсказуем, поскольку пациенты с похожими клиническими проявлениями могут по-разному реагировать на один и тот же терапевтическийподход 20. Более полное понимание нейронной сети, лежащей в основе дистонии, может улучшить результатылечения 21. Поэтому необходимы масштабные и экспериментальные подходы, которые возможны только через доклинические исследования на животных моделях. Сочетание экспериментов in vivo DBS с записями высокоплотного микроэлектродного массива (HD-MEA) ex vivo позволяет проводить высокоразрешающий мониторинг (почти) физиологической активности нейронных сетей для лучшего понимания патофизиологии дистонии и механизмов DBS.

Базальные ганглии и мозжечок частично влияют на моторный контроль через связь с первичной моторной корой (M1)22. Анатомическое исследование с полосатым поражением и хирургическим удалением мозжечка подтверждаетэту идею 23. В нашем исследовании мы используем животную модель дистоническогоdt sz хомяка 24,25, у которого наблюдаются мозжечковые аномалии, связанные сдистонией 26. Используя микроэлектродные массивы высокой плотности (HD-MEAs), мы исследовали активность корковой сети мозжечка у дистонических и здоровых хомяков. Однако обычные электрофизиологические подходы не обладают пространственным разрешением для отражания специфической динамики сети, специфичной для слоя, тогда как этот метод решает это ограничение. С другой стороны, мы исследовали влияние глубокой стимуляции мозга в шаре паллидуса внутреннего на кортикальные сети мозжечка.

Система HD-MEA предлагает преимущество детальных параллельных электрофизиологических записей, позволяя анализировать слои коры мозжечка (гранулярные, пуркинье-и молекулярные слои), при этом каждый слой играет важную роль в обработке последовательностейдвижений 27. Гранулярный слой, плотно наполненный гранулярными клетками, принимает и передаёт сенсорную и моторную информацию от покрытых мхом волокон, позволяя первичную интеграцию сигнала перед дальнейшейобработкой 27. Слой Пуркинье, содержащий клетки Пуркинье, передаёт тормозные сигналы к глубоким ядром мозжечка, где гранулярные и молекулярные слои модулируют исходящий сигнал. Молекулярный слой, богатый дендритами и интернейронами, поддерживает сложную модуляцию через синаптические взаимодействия с клетками Пуркинье, тонко настраивая моторныйвыход 28. HD-MEA, в отличие от других методов записи, не ограничен пространственным разрешением или площадью дискретизации, что позволяет запечатлеть уникальный вклад каждого слоя в изменённой нейронной динамике, наблюдаемой придистонии 15. Такой подход обеспечивает более высокое пространственное разрешение и возможности параллельной записи по сравнению с одноэлектродными или низкоплотными методами записи. Существуют HD-MEA системы на основе технологии комплементарного металл-оксид-полупроводника (CMOS)29,30, в сочетании с концепцией Active Pixel Sensor (APS), которые обеспечивают функциональную визуализацию электрической активности больших популяций нейронов на протяжениивремени 31,32. С помощью этой техники можно отслеживать динамику каждого слоя коры мозжечка, а специфические синаптические процессы передачи — путём промывания различными веществами. Этот метод особенно подходит для исследований сложной активности нейронных сетей и уровнево-специфичных изменений в моделях неврологических заболеваний.

В данной работе рассматриваются технические задачи, связанные с инкапсуляцией системы стимуляции, а также подготовка тканей, сбор данных и анализ большого электрофизиологического набора данных. В этой работе мы предлагаем возможность in vitro исследования высокосложной нейронной обработки, что, с одной стороны, способствует более дифференцированному пониманию патофизиологической динамики в дистонических нейронных сетях, а с другой — предоставляет знания о терапевтическом механизме действия DBS.

Протокол

Используйте хомяков с дистоническимдт sz и контролируйте сирийских золотистых хомяков дляэкспериментов 26. Всего в настоящем исследовании были изучены четыре экспериментальные группы: (1) недистонические контрольные хомяки (дикий тип, WT), (2) местные необработанныеdt sz хомяки, (3) dtsz-Sham (имплантированы, но без активной стимуляции) и (4) dtsz-DBS (с непрерывным DBS in vivo в течение 11 дней перед приготовлением ломтиков). Все эксперименты на животных проводились в соответствии с Директивой ЕС 2010/63/ЕС и федеральными законами о защите животных по лицензии 7221.3-1-029/20.

1. Животные

  1. Содержать животных в стандартных условиях GVSolas 33 при цикле света 14 часов / 10 часов темноты, с свободным доступом к воде и корму (стандартный хомяк Altromin).
  2. Проводите скрининг у мутантных хомяковDT sz на наличие дистонических симптомов с помощью техники тройной стимуляции26 лет, в возрасте 20 ± 1 и 27 лет ± 4 дней
    ПРИМЕЧАНИЕ: Эта стандартизированная процедура лёгкого стресса включает извлечение хомяка из домашней клетки и переноску его в новую пустую клетку, затем внутрибрюшинное или подкожное введение физиологического раствора и кратковременное недосыпание. Эта последовательность лёгких стимулов, вызывающих тревогу, надёжно вызывает дистонические приступы с воспроизводимой латентностью и поэтому используется для фенотипического скрининга перед включением в экспериментальные группы. Хомяки с недистоническим контролем проходят ту же процедуру для обеспечения сопоставимых экспериментальных условий между группами.
  3. При анальгезии лечите животных группdt sz-Sham иdt sz-DBS метамизолом 100 мг·кг-1 перорального (p.o.) вещества. Имплантируйте обе группы согласно описанной ниже хирургической процедуре.

2. Инкапсуляция системы стимуляции STELLA

  1. Системы стимуляции STELLA инкапсулированы с использованием биосовместимого подхода для защиты устройств от проникновения жидкости во время хронической имплантации. Электроника размещена в индивидуальной 3D-печатной капсуле PETG.
    1. Запечатайте между крышкой и капсулой силиконом.
    2. Кроме того, герметизируйте корпус силиконом на выходе из кабеля.
    3. Если после сушки видны щели в силиконе, повторите шаги 1 и 2.
    4. После полного затвердевания силикона подготовьте эпоксидную смолу в соотношении смешивания (вес) 100:35.
    5. Удалите пузырьки воздуха из смолы под вакуумом (Vevor RS-1.5).
    6. Перед сборкой формы нанесите тонкий слой вазелина на поверхность сцепления индивидуального силиконового формы, чтобы улучшить герметизацию и облегчить демолинг после эпоксидного отверждения. Поместите капсулу стимулятора в силиконовую форму и медленно заполните её эпоксидной смолой, пока соединения стимулятора и кабеля не будут полностью покрыты. Избегайте воздушных пузырьков во время наполнения.
    7. После затвердевания смолы вынимите капсулу из формы и разглаживайте эпоксидную поверхность с помощью тонкой пилки или полировочного инструмента, чтобы устранить острые края.
    8. Нанесите последний тонкий силиконовый слой поверх затвердевшей эпоксидной капсулы, погрузив капсулу в жидкий силикон. Используйте пластиковую пипетку, чтобы нанести дополнительный силикон вокруг троса возле зоны соединения. Избыток силикона следует удалить палкой перед затвердеванием, чтобы избежать толщины покрытия.
    9. Наконец, проведите постинкапсуляционный тест функциональности для проверки правильного выхода стимуляции перед имплантацией или экспериментальным использованием. Поместите систему стимуляции STELLA в раствор Рингера и активируйте магнитную функцию BIST. Подтвердите правильный узор мигания светодиода (2 × 2), указывающий на правильный выход стимуляции и отсутствие коротких замыканий, размытых цепей или низкойбатареи 34.

3. Хирургическая процедура по имплантации системы стимуляции

  1. Подготовьте хирургические инструменты (рисунок 1) и систему стимуляции STELLA (программно-определяемая имплантируемая модульная платформа) 34.
    1. Стерилизуйте металлические инструменты из рисунка 1 примерно 5 минут при 200 °C, например, с помощью FST Sterilizer 250. Обратите внимание, что при снятии приборов горячие.
    2. Продезинфицируйте систему стимуляции STELLA двумя электродами DBS с 70 % этанолом. Поместите высушенную систему стимуляции в коническую трубку Falcon (50 мл), наполненную раствором Рингера на ночь.
  2. Подготовьте животное (в возрасте от 25 до 32 дней)
    1. Поместите анестезиологическую камеру (самодельную) в клетку для хомяка. Хомяк добровольно войдёт в трубку через короткое время (рисунок 2A).
    2. Когда хомяк находится в трубке, закройте трубку в конце и подключите трубку к леткому изофлурану на 1-2 минуты (индукция анестезии с 4% изофлураном) (рисунок 2B).
    3. Аккуратно вынимите животное из цилиндра. Положите животное на терморегулятор
      поверхность (примерно 38 °C) и оснащена дыхательной маской (GM-4; поддержание анестезии с 3% изофлураном; глубина анестезии с межпальцевым рефлексом).
    4. Сбрийте операционную область на голове подходящим машинкой для стрижки (рисунок 2C). Очистите участок влажным мазком и введите 500 мкл 0,25 % бупивакаина подкожно (s.c.) в кожу головы для дополнительной локальной анестезии надостряния. Подождите минимум 5 минут, прежде чем открывать кожу головы.
    5. Аккуратно переместите животное в стереотаксичную раму и закрепите его ушными планками так, чтобы брегма и лямбда были на одной высоте (уменьшите дозу изофлурана до 1,5–2,5 % для поддержания анестезии).
    6. Защитите глаза заменителем слёз (TVM Ocry-Gel).

4. Имплантировать систему стимуляции STELLA

  1. Сделайте разрез на коже длиной 2 см медиально на коже головы. Ретрактор (рисунок 1, No 14 и рисунок 2D) снимает кожу. Подготовьте череп, локально удаляя надственность лезвием, почесывая. Остановить возможное кровотечение мазками.
  2. Нанесите 3 %H 2O2 с аппликатором на ватном наконечнике для грубой обработки.
  3. Возьмите систему стимуляции из раствора Рингера и защитите электроды DBS парапленкой.
  4. Вставьте тупые ножницы через только что сделанный кожный разрез на голове и создайте кожный карман диаметром 5 см в сторону шеи и бока.
  5. Вставьте стимулятор, который был снят с Falcon и пропитан дермальной дезинфекцией.
  6. Нанесите примерно 500 мкл антибиотика (10 мг·г-1 фузидиновой кислоты) в кожный карман с помощью апликатора на ватном кончике.
  7. Просверлите два отверстия диаметром 7 мм (с FST#19007-07) в черепе для электродов DBS на AP: −0,6 мм и ML: ± 2,2 мм по bregma.
  8. Просверлите ещё два отверстия (9 мм; FST#19007-09) латерально на каждом отверстии электрода. Вкрутите четыре винта (DIN 84 A2 M1x2) в подготовленные отверстия (рисунок 2D).
  9. Имплантируйте два электрода DBS (SNEX-100) с DV: 6,0 мм по bregma. Обратите внимание, что держатель электрода вашей конкретной стереотаксической системы определяет, с какой стороны имплантируется электрод первой (расстояние между электродами составляет 4,4 мм).
  10. Закрепите электрод с помощью УФ-отверждённого соединения (Heliobond) к двум винтам. После имплантации обоих электродов между ними наносится последний слой с фиксирующей УФ-световой связью. В завершение электроды цементируются с помощью потока Compoglass (рисунок 2E).
  11. Активируйте стимулятор группы DBS магнитным способом после как минимум трёх дней восстановления в течение непрерывного 11 дней DBS. В этом исследовании мы использовали параметры стимуляции, аналогичные используемым в клиниках (130 Гц, 50 мкА и 60 мкс).
  12. Проверяйте световой рисунок стимулятора, ежедневно проводя магнитом по боку хомяка (рисунок 2F).

5. Приготовление острых срезов мозжечка

  1. Подготовьте 1 л искусственной спинномозговой жидкости (ACSF) и 0,5 л сахарозы для каждого животного (см. таблицу 1 и таблицу 2 для подробностей).
  2. Используйте сахарозный раствор при температуре примерно 4 °C во время удаления и нарезки мозга с непрерывной карбогенацией. Кроме того, приготовьте ледяную слякотную сахарозу для поддержания низкой температуры тканей во время быстрого вскрытия.
  3. Подготовьте рабочее место с помощью инструментов для вскрытия, раствора сахарозы, чашек Петри и установки вибратома (см. рисунок 3A).
  4. Жертвоприношение животных должно происходить примерно через 15 минут после выхода из DBS, и экстракция мозжечка должна начаться сразу после этого. Обезглавить животное под глубокой анестезией, вызванной летучим изофлураном. Поместите голову в более высокую чашку Петри, наполненную ледяной сахарозой.
  5. Вскрытие мозга, избегая медиальных разрезов в спинномозговом канале, чтобы защитить ткань мозжечка от повреждений.
  6. Переместите мозг в новую чашку Петри, наполненную ледяной сахарозой, с фильтрующей бумагой внизу, чтобы мозжечок не соскользнул при сечении.
  7. Сначала удалите мозжечок через корональный разрез через мост лезвием (рисунок 3B). Затем удалять мозжечковые полушария через парасагиттальные разрезы лезвием (рисунок 3C).
  8. Подготовьте вибратомную пластину с каплей суперклея. Аккуратно удалите мозжечковый вермис из чашки Петри. Перед склеиванием этой стороны нанесите плоскость парасагиттального сечения на фильтрующую бумагу, чтобы она высохла.
  9. Поставьте пластину с вибратомом в лоток и наполните её достаточным количеством сахарозы (наполовину слушной, наполовину раствором), чтобы полностью погрузить вермис. Не забывайте газировать с карбогеном (CB).
  10. Разрезать парасагиттальные мозжечковые срезы толщиной 200 мкм при постоянной скорости 0,08 мм·с-1 (рисунок 3E). Храните ломтики в ACSF в стакане, постоянно насыщенном CB при комнатной температуре (рисунок 3F).
  11. Дайте срезам восстановиться в газированном ACSF при комнатной температуре примерно 40 минут, прежде чем перенести их в HD-MEA, который служит периодом прогрева и стабилизации перед записью. В этот период поддерживайте ACSF при комнатной температуре.

6. ПодготовкаCorePlate TM Single-Well системы BioCAM DupleX MEA для записи

  1. Включите систему записи BioCAM DupleX с программным обеспечением Brainwave 5 (BW5) минимум за 30 минут до начала экспериментов.
  2. Перед тем, как разместить слой ткани наCorePlate TM Single-Well для записи, оцените уровень фонового шума, вставив одиночную ячейку в систему записи. Оптимальный уровень шума для качественной записи должен составлять 9-20 мкВ.
  3. Очистите позолоченные прокладки 100 % этанолом (рисунок 4A-1), решетку электродов — 70 % этанолом и мягкой щёткой (рисунок 4A-2). Наконец, прополосните электродный массив водой MilliQ.
  4. Подключите HD-MEA/CorePlate TM Single-Well к системе записи (рисунок 4D-1).
  5. Пипетта примерно 2 мл ACSF в скважину. Убедитесь, что на электродах или земле нет воздушных пузырьков (рисунок 4D-2).
  6. Начинайте живую запись и записывайте не менее 30 секунд с помощью BW5.

7. Анализ амплитуды от пика до пика

  1. Для анализа интерфейса шума откройте записанный файл *.bxr, который содержит 30 секунд внутренней записи шума (генерируемой резистивными компонентами электродов и схем усилителя).
  2. Выберите «Карту активности» и в разделе «Метрика» выберите Амплитуда от пика до пика. Шкала установлена на 500 мкВ, что позволяет визуализировать вариабельность сигнала по всему электродному массиву (рисунок 5A).
  3. В окне «Карта активности» разместите указатель мыши над записанным электродом, чтобы отображить значение амплитуды «Well Wide Average».
  4. В качестве альтернативы можно определить среднее значение амплитуды, создав файл Excel (*.xlsx) в разделе «Экспорт графика». Затем откройте этот файл Excel и вычислите среднее значение амплитуды [=Average(Number1; Номер 2;...)].

8. Анализ базового шума (отклонение стандарта сигнала)

  1. Проанализируйте базовый шум, нажав «Воспроизведение», чтобы сгенерировать файл *.brw. Затем выберите «Карта активности» и в разделе «Метрика» выберите «Стандартное отклонение». Шкала автоматически устанавливается на 30 мкВ, что позволяет визуализировать вариабельность сигнала по всему электродному массиву (рисунок 5B).
  2. В окне «Карта активности» наведите курсор мыши на записанный электрод, чтобы отобразить стандартное отклонение «Well Wide Average».
  3. В качестве альтернативы можно определить среднее стандартное отклонение с помощью «Экспорта диаграммы» и создать файл Excel *.xlsx. Затем откройте файл Excel и вычислите среднее стандартное отклонение [=Average(Number1; Номер 2;...)].

9. Для оценки качества сигнала:

  1. Вычислить отношение сигнал/шум (SNR)
    figure-protocol-1
    SNR ≥ 5: Хорошее качество
    SNR от 2 до 5: среднее качество
    SNR < 2: Низкое качество

10. Позиционирование срезов в одноколодической яме CorePlate для сбора данных

  1. С помощью пипетки Пастера разместите срез у решетки электродов так, чтобы область интереса была покрыта записывающими электродами (рисунок 4, B-1). Вынимите раствор из скважины (рисунок 4 B-2). Сделайте фото вертикальным микроскопом.
  2. Фиксируйте ткань с помощью якоря для срезов (рисунок 4C).
  3. Используя пипетку Pasteur объемом 3 мл, добавьте одну каплю ACSF в ломтик.
  4. Удалите жидкость с помощью пипетки Pasteur с меньшим объёмом. Удалите оставшуюся жидкость кусочком скрученной бумаги (повторите это 7-10 раз) (рисунок 4C-2).
  5. Для перфузии во время записи используйте ACSF при комнатной температуре и установите скорость на 2 мл·мин-1. Положение притока находится выше среза ткани, а отток — у стенки колодца (рисунок 4D).
  6. Рекомендуется дополнительное заземление входного и выхода для минимизации шума, вызванного перфузией, который можно достичь, подключив их к системе записи проводом (рисунок 4D-1).
  7. Чтобы уменьшить помехи, выключите микроскоп и свет в комнате.

11. Запись сетевой активности сCorePlate TM Single-Well

  1. Установите параметры записи на частоту дискретизации 20 000 Гц с фильтром высоких частот 100 Гц.
    1. В программном обеспечении BrainWave 5 перейдите в раздел «Файл» и откройте новую сессию записи.
    2. Нажмите на «Source».
    3. Откройте: чип пилот и выберите следующие настройки:
      Запись спонтанной нейронной активности на частоте дискретизации: 20 000 Гц/электрод.
      Аппаратное отсечение высокочастотного фильтра: 100 Гц.
      Скорость компенсации света: короткая (прямая световая стимуляция).
  2. Выбрать канал калибровки чипа и тип исходной трассировки.
    1. Открытие: управляющий сигнал и выберите: при внутренней калибровке чипа выберите выходной канал: 1.1.
    2. Нажмите на «+» и «Charting».
    3. Открытие: установка графика.
    4. Выберите необработанные трассы: raw и spike.

12. Вставьте и выровняйте изображение микроскопа на карте активности

  1. Нажмите на «+».
  2. «Наложения и аннотации» для вставки изображения микроскопа в карту активности на BW5:
  3. Переходите к слоям скважин:
    1. Выберите управление слоями и изображение мозжечка.
    2. Выровняйте выбранный слой изображения: нажмите на старт.
    3. Кликните на четыре угла изображения, следуя числовой последовательности, и примените.

13. Настройка сжатия данных перед записью

  1. Чтобы сжать данные, перейдите на первую страницу RECORDER:
    1. Режим кабины: продвинутый
    2. Сохранение сырого сжатия: сжатие вейвлетов + события: спайки.
    3. Поиграйте 10 минут перед началом записи.
  2. После завершения записи очистите позолоченные колодки 100 % этанолом. Затем наполните колодец чистой водой и чистите его 30 секунд.
  3. Затем заполните скважину 70 % этанолом и аккуратно проследите решеткой электродов примерно 30 секунд. Наконец, наполните колодец чистой водой и аккуратно почистите его в течение 30 секунд (повторите этот шаг 2 или 3 раза).
  4. ДержитеCorePlate TM Single-Well сухим в соответствующем контейнере.

14. Офлайн-анализ записанных данных

  1. Откройте нужный файл с помощью BW5.
  2. Разделите мозжечковую кору на три группы, выбирая электроды в соответствии с анатомическим слоем (молекулярный слой, клеточный слой Пуркинье, слой гранулированных клеток).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Количество электродов в интересующих областях (ROI) на слой зависело от спонтанной активности, обнаруженной в каждом слое, и, следовательно, варьировалось в зависимости от записи. Обычно анализировалось 25–250 электродов на ROI с одного среза. Электроды, расположенные в областях, охватывающих два анатомических слоя, были исключены, чтобы избежать неоднозначности в распределении слоев. Для дальнейшей оценки были включены только электроды, явно связанные с одним конкретным слоем мозжечка.
    1. Отбор и группировка: Переходите в группы подразделений.
    2. В разделе «Управление группами юнитов» нажмите «+», чтобы сформировать одну группу и назвать её.
    3. Чтобы включить больше электродов в группу, выберите электроды и нажмите «добавить или удалить выбранные устройства».
  3. Анализировать необработанные следы с помощью метода обнаружения спайков, известного как точное тайминговое обнаружение спайков (ПТСР). Он сосредоточен на обнаружении относительных максимумов и минимумов с амплитудами от пика к пику, превышающими заранее заданный порог, обеспечивая точную и точную идентификацию всплесков.
    1. Обработка данных: перейдите в режим обнаружения спайков и установите режим на продвинутый режим.
    2. Используйте данные из: Raw.
    3. Алгоритм: ПТСР (Точное обнаружение тайминговых всплесков).
    4. Стандартный коэффициент отклонения: 8,0.
    5. Пиковый период жизни: 2,0 мс.
    6. Период огнеупорности: 1,0 мс.
    7. Распределение спайка: отрицательный пик.
    8. Длительность волны до пика: 1,0 мс.
    9. Длительность волны после пика: 1,5 мс.
  4. Зайдите в сортировку Spike и установите режим на продвинутый режим. Отрегулируйте следующий параметр:
    1. Длительность взятия волны до пика: 0,5 мс.
    2. Длительность после пика: 1,0 мс.
    3. Алгоритм извлечения признаков: моменты Лежанда.
    4. Количество функций: 3.
    5. Алгоритм кластеризации: K-средние и силуэт.
    6. Минимальное количество всплесков на кластер: 20.
    7. Максимальное количество кластеров: 3.
    8. Порог плана: 2.
  5. Экспорт данных в Excel.
    1. Нажмите на «Charting».
    2. Перейдите в Chart Export.
    3. Выберите таблицу и экспортируйте.

Результаты

Паллидальный ДБС увеличил количество всплесков до нормального уровня в корковых слоях между группами.

Мы проанализировали общее количество шипов в трёх слоях коры мозжечка — молекулярном слое (ML), клеточном слое Пуркинье (PL) и гранулированном клеточном слое (GL) — в четырёх экспериментальных группах: дикого типа (WT, N = 8), dtsz (N = 8), dtsz-Sham (N = 7) и dtsz-DBS (N = 7), с анализом на срезах, полученных у этих животных.

В то время как дистоническая ткань (dtsz) вызывала значительно меньше всплесканий, паллидальная DBS увеличила количество скачков до уровней, сопоставимых с показателями здоровых контролей (Таблица 3). Тест Kruskal-Wallis H дополнительно подтвердил это, показав статистически значимое увеличение числа всплесков в ML для группыdt sz DBS по сравнению с группами dtsz и dtsz-Sham (χ2(3) = 20,728, p = 0,001; Рисунок 6A). Группаdt sz-DBS также показала аналогичное увеличение скачков PL (χ2(3) = 16,855, p = 0,001; Рисунок 6B) и GL (χ2(3) = 13,164, p. = 0,004; Рисунок 6C), достигая значений, сопоставимых с значениями группы WT (Таблица 3).

figure-results-1
Рисунок 1. Обзор хирургических инструментов. На изображении изображён установленный лоток с набором хирургических и микрохирургических инструментов, специально предназначенных для процедур, связанных с имплантацией глубоких электродов и стимуляторов. Инструменты организованы в последовательном порядке использования, что повышает процедурную эффективность. Их кладут на ткани для поддержания чистоты и обеспечения лёгкого доступа во время процедуры. Эта схема ориентирована на точность, стерильность и готовность к сложным хирургическим рабочим процессам. (1) Ножницы тупые/тупые, (2) ножницы для шва, (3) ножницы острые/острые, (4) держатель для иглы, (5) щипцы для завязывания швов, (6) щипцы с защитой/изогнутым, (7) щипцы с зубчатыми зубами, (8) щипцы стандартно короткие, (9) щипцы стандартные, длинные, (10) микролопатка, (11) повторно использованный электрод, (12) винты, (13) аксессуары для сверления, (14) наконечник/зажим ретрактора, (15) Стеклянный блок, заполняемый 0,9 % NaCl и ксилокаином. Для получения дополнительной информации ознакомьтесь с списком материалов. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этой фигуры.

figure-results-2
Рисунок 2. Экспериментальная установка для анестезии и размещения животного в стереотаксическом аппарате для имплантации электродов DBS и стимулятора. (A) Животное аккуратно помещают в специально изготовленную индукционную камеру для начала анестезии. (B) Индукционная камера соединена с дыхательной маской, обеспечивая правильное введение анестезии (индукция с изофлураном 4%) при сохранении безопасности при обращении. (C) После анестезии животное перемещают на нагревательную пластину с подключённой дыхательной маской (поддерживается изофлураном на уровне 3%) для предотвращения гипотермии и обеспечения постоянного анестезии во время бритья. (D) Животное аккуратно расположено в стереотаксичной системе. Делается продольный разрез, а для втягивания кожи используются зажимы. Четыре точки указывают на расположение винтов. В отмеченные области вставляются винты, а для установки электродов отмечаются две дополнительные точки. (E) Электрод вводится в GPi и закрепляется клеем перед удалением стереотаксичного держателя. Для лучшей фиксации вокруг электродов наносят цемент. Для закрытия хирургического места используются прерванные продольные швы, а (F) стимулятор размещается в подкожной области бока животного. Животное остаётся живым после операции, а стрелка указывает местоположение стимулятора. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этой фигуры.

figure-results-3
Рисунок 3. Иллюстрация сечения и слайсинга мозга. (A) хирургические инструменты для процедуры вскрытия. (1*) Домашняя чашка Агар-Петри, (2*) чашка Агар-Петри, (3*) зажим для фиксации карбогеновой трубки, (4*) бумажный фильтр, (5*) лезвие, (6*) суперклей, (7*) вибратомная пластина/держатель, (8*) изогнутые щипцы, (9*) ножницы, острые/тупые. (B) Подготовка образца мозга: после вскрытия мозг разрезают, и пунктирные линии указывают ориентацию корональной плоскости. (C) Парасагиттальное сечение: мозг разрезается по заданной парасагиттальной плоскости. (D) Фиксация тканей: Полученная ткань мозга прикрепляется к пластине/держателю клеем для точного сечения. (E) Секционирование вибратомы: пластина с прикреплённой тканью переносится в вибратом, где получаются ультратонкие срезы (200 мкм). (F) Финальные срезы: Получаются точные парасагиттальные мозжечковые срезы, готовые к электрофизиологическойзаписи 35. Для получения дополнительной информации ознакомьтесь с списком материалов. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этой фигуры.

figure-results-4
Рисунок 4. Пример шагов к получению хорошей активности клетки. (A) Очистка: Этот этап включает подготовку HD-MEA путём очистки его поверхности, чтобы убедиться, что грязь не мешает креплению (контактная площадка, A-1) или процессу записи (плоская площадь, A-2). (B) Положение среза: Срез ткани аккуратно размещается на HD-MEA (B-1), обеспечивая правильное выравнивание для эффективного контакта с электродом (B-2). Тонкий кончик пипетки (стрела) используется для удаления оставшегося ACSF, что позволяет вставить анкер. (C) Крепление среза: срез надёжно закрепляется на HD-MEA с помощью якоря. На этом этапе крайне важно капнуть каплю ACSF, а затем аккуратно удалить лишнюю жидкость с помощью пипетки (C-1; стрелка) и скрученной бумаги для точной салфетки (C-2). Это обеспечивает стабильность среза и хорошее соединение с электродами для точной записи. (D) Перфузия: Наконец, подключается и запускается система перфузии для поддержания жизнеспособности срезка ткани во время эксперимента, когда приток должен находиться сверху среза, а отток — близко к стенке (D-2). Также важно удалить все пузырьки с земли, чтобы минимизировать шум во время записи (указано стрелкой). Дополнительное заземление подключено как к входящей, так и к выходной трубе (D-1). Красные полосы чешуи имеют длину 1,5 мм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этой фигуры.

figure-results-5
Рисунок 5. Метрики амплитуды и стандартного отклонения в записях HD-MEA с использованием программного обеспечения Brain Wave 5 (BW5) для оценки качества сигнала. (A) Метрика амплитуды от пика до пика, выбранная для извлечения внутренних значений амплитуды электрода (масштаб: 500 мкВ). (B) Стандартная метрика отклонения, выбранная для количественной оценки базового шума между электродами (масштаб: 30 мкВ). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этой фигуры.

figure-results-6
Рисунок 6: Влияние паллидального DBS на активность спайков в мозжечковых корковых слоях: (A) молекулярный слой (ML), (B) клеточный слой Пуркинье (PL) и (C) гранулярный слой (GL). Графики Box-Whisker показывают среднее и медиано с поперечной и горизонтальной линией соответственно, а также 25-й и 75-й перцентили. Соответствующие группы — дикий тип (WT, n = 22 среза), dtsz без хирургии (n = 20 срезов), dtsz DBS неактивный (Sham, n = 20 срезов) и dtsz-DBS активный (n = 20 срезов). Статистическая значимость была определена с помощью теста Крускаля-Уоллиса, за которым последовали парные сравнения Данна (*p .< 0,05). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этой фигуры.

НазваниеМолекулярная масса [г/ моль]Итоговая концентрация [моль/л]
NaCl58.440.124
KCl74.550.003
Глюкоза180.160.01
CaCl2 (без воды)110.980.0025
NaHCO384,0070.026
2PO4119.980.00125
pH7.35–7.40 (регулируется с помощью HCl)
Осмоляльность [мосмол/кг]290–300

Таблица 1: Раствор искусственной спинномозговой жидкости (ACSF): Состав и конечные молярные концентрации компонентов, используемых для подготовки ACSF для экспериментов с срезами мозжечка. pH был скорректирован до 7,35–7,40 с HCl, а осмолальность поддерживалась в диапазоне 290–300 мОсм·кг-1.

НазваниеМолекулярная масса [г/моль]Итоговая концентрация [моль/л]
Сачарозе342.300.075
KCl74.550.0025
NaCl58.440.087
CaCl2 (без воды)110.980.0005
MgCl295.210.007
Глюкоза180.160.01
NaHCO384.010.025
2PO4119.980.00125
pH7.35–7.40 (регулируется с помощью HCl)
Осмоляльность [мосмол/кг]320–330

Таблица 2: раствор сахарозы. Состав и конечные моляры раствора сахарозы, используемого при приготовлении мозжечкового срезка. pH был скорректирован до 7,35–7,40, а осмолальность поддерживалась в диапазоне 320–330 мОсм·кг-1.

Группы:WTDTSZ dtsz-Shamdtsz-DBS
n22202020
Коэффициент дисперсии
ML0.530.550.60.35
PL0.570.570.520.46
GL0.480.660.610.51
Количество шипов
ML287240±32605163434±19998234209±31284345915±27113
PL413223±50171194277±24786304568±35692412707±42509
GL390817±40139211274±31193325533±44318373208±42220

Таблица 3: Сводка метрик спайков на слоях мозжечка и экспериментальных группах. WT – дикий тип, недистонические контролирующие хомяки; DTSZ — коренные хомякиDT SZ; DTSZ-DBS —DT SZ хомяков непрерывно стимулировали в течение 11 дней; dtsz-Sham — dtsz хомяки, проходящие операцию, однако без активного DBS; ML – молекулярный слой; PL – клеточный слой Пуркинье; GL. – гранулированный клеточный слой.

Обсуждение

Мы описали методологический подход для изучения механизмов глубокой стимуляции мозга (DBS) в патофизиологической дистонической нейронной сети у хомякаDT sz . Критически важные этапы включают точную имплантацию электродов, быструю подготовку срезов мозжечка и стабильные условия записи HD-MEA для обеспечения надёжного сбора данных. Мы демонстрируем процедуру хирургии, подготовку срезов мозжечка, техники записи и анализа, чтобы изучить экс виво активность мозжечка и её модуляцию с помощью DBS. Электрофизиологические измерения с использованием HD-MEA обеспечили в реальном времени запись спонтанной активности мозжечка с высоким временным и пространственнымразрешением 36, что мы считаем необходимым для изучения механизмов глубокой стимуляции мозга в полном мозге при лечении дистонии.

В настоящее время дистония известна как сетевое расстройство, характеризующееся аномальными моторными выходами, возникающими из-за дисфункциональных взаимодействий между базальными ганглиями, мозжечком и корковымицепями 37,38. Показано, что мозжечковые аномалии играют значительную роль при дистонии, что подтверждается как клиническими, так и экспериментальнымиисследованиями 15,22,39. Кроме того, анатомическое исследование, связанное с введением ретроградного вируса бешенства (RV) в мозжечковую кору обезьян рода Cebus, показывает, что субталамическое ядро базальных ганглиев имеет значительную проекцию в корумозжечка 40. Эти результаты подчёркивают важность изучения мозжечковых цепей наряду с базальными ганглиевыми сетями при изучении терапевтических механизмовDBS 40,41,42. Этот метод особенно подходит для исследований нейронных взаимодействий и нейромодуляционных эффектов при двигательных расстройствах.

Что касается сетевых механизмов паллидального DBS, исследования показали, что DBS внутреннего сегмента бледного шара (GPi) вызывает масштабные изменения активности мозга не только внутри базальных ганглиев, но и в взаимосвязанных областях, таких как кортико-стриатальнаясеть 43,таламус 44 имозжечок 15. Эти наблюдения подтверждают гипотезу о том, что паллидальная DBS может модулировать активность по всей базальной ганглийно-мозжечковой сети, что способствует их терапевтической эффективности при дистонии. Это демонстрирует необходимость проведения доклинических исследований для изучения механизмов DBS и преимущество записей HD-MEA для фиксации электрофизиологических изменений в сети. Кроме того, исследование Kotyra и др. (2025) подтверждает наличие длительного нейропластичного ремоделирования, вызванного долгосрочным GPi-DBS в дистонической моторнойсети 45. Результаты in vivo показали, что паллидальная стимуляция постепенно снижает тяжесть дистонии у хомяков сdt sz , а положительный эффект сохраняется после прекращения стимуляции, что говорит о том, что эффекты, вызванные DBS, не ограничиваются только остройстимуляцией 45. Кроме того, недавние электрофизиологические исследования продемонстрировали сетевую модуляцию синаптической пластичности и спайковых паттернов после длительной DBS, включая повышение активностимозжечка 15, усиленный возбуждающий вход в моторные таламические нейроны и более кластерный возбуждающий вход в кортикальный M146.

Репрезентативные результаты указывают на сетевое влияние глубокой стимуляции мозга (DBS), что подтверждается нормализацией спайковой активности в молекулярных, пуркинье-клеточных и гранулярных клеточных слоях коры мозжечка у дистонических хомяков (см. рисунок 6). Повышенная активность спайков, наблюдаемая в группеdt sz DBS, достигла уровней, сопоставимых с дикими контрольными группами. Эта нормализация активности спайков поддерживает терапевтический потенциал DBS для лечения дистонии. Примечательно, что группаdt sz-Sham показала промежуточные значения скачка по сравнению с группой WT по всем слоям мозжечка, что говорит о том, что только имплантация электрода может влиять на активность сети мозжечка. Это толкование соответствует клинически описанному эффекту микропоражения при дистонии, когда имплантация электрода может временно улучшать симптомы до началастимуляции 47. Хотя хомякDT sz воспроизводит ключевые признаки пароксизмальной генерализованной дистонии, он не полностью отражает клиническую гетерогенность, наблюдаемую при синдромах дистонии человека. Поэтому следует проявлять осторожность при переносе этих результатов на человеческую дистонию.

В данной работе рассматриваются технические задачи, связанные с инкапсуляцией стимулятора, операцией на DBS, подготовкой срезов и масштабным электрофизиологическим анализом данных. Сочетание технологии HD-MEA на основе CMOS предоставляет надёжную платформу для in vitro исследований высокосложных нейронныхвзаимодействий 48. Наши результаты способствуют более тонкому пониманию патофизиологической динамики, лежащей в основе дистонии, предоставляя ценные сведения о сетевых механизмах терапии ДБС. Облегчение детального функционального анализа отдельных областей мозга и их взаимодействий способствует более дифференцированному пониманию патофизиологической динамики в дистонических нейронных сетях и, с другой стороны, даёт представление о терапевтическом механизме действия ДБС.

В данном исследовании технические проблемы привели к увеличению фонового шума и нарушали стабильное приём сигнала во время записи HD-MEA. Распространённые шаги по устранению неполадок включают устранение источников шума, обеспечение правильного заземления и поддержание стабильного контакта ткани с электродом. В случаях высокого уровня шума или нестабильных измерений сначала следует проверить заземление, кабельные соединения и расположение близлежащих электрических устройств. Пузырьки воздуха на решетке электродов также могут нарушать контакт и стабильность записи ткани и электрода, поэтому их необходимо аккуратно удалять (рисунок 4). Кроме того, необходимо обеспечить стабильную передачу данных от усилителя к компьютеру через высококачественный кабель USB-C-to-USB-C. Электроды с постоянным шумом следует исключить из дальнейшего анализа. Хотя запись внеклеточных сигналов с помощью HD-MEA обеспечивает высокое пространственное разрешение сетевой активности и, вместе с наложенным микроскопическим изображением, назначение отдельным слоям коры мозжечка, нельзя исключать, что обнаруженная внеклеточная активность возникла путём пересечения аксонов из слоя, отличного от назначенного. Кроме того, статистический анализ проводился на уровне срезов, так как каждый срез представлял собой независимую электрофизиологическую запись в стандартизированных экспериментальных условиях, хотя некоторые срезы происходили от одного и того же животного.

Во время DBS могут возникнуть дополнительные проблемы из-за ослабления электрода или технического дефекта стимулятора. Чтобы минимизировать эти проблемы, обеспечьте правильную фиксацию электродов и поддержание стерильных условий обращения на протяжении всей процедуры. Это произошло в 5% всех исследований настоящего исследования. Чтобы минимизировать ослабление электрода, поверхность черепа необходимо высушить перед закреплением электрода клеем или зубным цементом, чтобы улучшить сцепление и предотвратить скальжение. Для обеспечения стерильности и предотвращения механического загрязнения стимулятор, наконечник электрода и монофиламентная резьба должны обрабатываться только щипцами или гемостазными щипцами. Кроме того, перчатки следует дезинфицировать этанолом и сушить перед контактом с животным, чтобы минимизировать риск инфекции. Быстрая подготовка мозжечковых срезов мозга необходима для высококачественных электрофизиологических записей. Однако это означало, что позиция имплантированных электродов DBS не могла быть подтверждена постфактически. В другом исследовании, изучавшем влияние различных параметров стимуляции на тяжесть дистонии уdt sz-Hamster, использовались те же электроды стимуляции и хирургические методы. Здесь нам удалось подтвердить правильное положение электрода в 94 % из37 исследований.

В заключение, этот протокол предоставляет мощную платформу для изучения электрофизиологических механизмов DBS и вносит ценные сведения о механизме его действия. Хомяк DTsz уникально позволяет доклиническим исследованиям эффекта паллидального DBS на дистонический фенотип, а также проводить ex vivo высокоразрешающую запись активности нейронных сетей. Наши результаты поддерживают концепцию участия мозжечка при дистонии и подчеркивают важность сетевого анализа для понимания и оптимизации нейромодуляционных терапий.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Это исследование поддерживается Немецким исследовательским фондом (DFG) в рамках Совместного исследовательского центра (SFB 1270/1,2 ELAINE 299150580).

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
3% H2O2Caelo15301730
50 ml conical tubeGreiner Bio-OneFalcon-type conical tube
Agar Petri dishHandmade 
Anaesthesia UnitBioMedical InstrumentsUniventor 1200
BioCam DupleX3BrainBioCAM DupleXCMOS-HD-MEA platform
Blade (5*)Apollo Herkenrath09-025-056
Brainwave Software 53BrainVersion 5CMOS-HD-MEA platform
Breathing maskNarishigeGM-4
Bulk Fill Flowable: Compula RefillDentsply Sirona267-0195For cement
Capsule Dispenser Gun Dentsply Sirona296-0003For cement
CarbogenAir LiquideAir Liqiuide (House system)
Cavity Block GlassAIMAIM40 mm x 40 mm
Clamp (3*)DIEFFENBACH12-1003-04stainless steel 4cm
ComputerDellPrecission 3431
CorePlateTM 1W 38/603BrainAccura HD-MEACMOS-HD-MEA chip
Drill accessory (13)FST19007-07Tip: 7mm
Drill accessory (13)FST19007-09Tip: 9mm
Eco wipes - wipe dispenserDr Schumacher00-915SE001 (1x1) 
Eco wipes - wipe rollsDr Schumacher00-915SE001 (6x1)
ELASTOSILWackerRT 601 A/B
ElectrodeMicroprobesSNEX-100
EthanolCarl Roth GmbH + Co. KGArt-Nr. T913.3
Excavator (10)HLW Dental-Instruments GermanyS-10.28-6
Forceps (5)FST18025-10Stainless Steel 10cm
Forceps (6)AesculapBD311R9cm
Forceps (7)FST91100-12Stainless Steel 12cm
Forceps (8)FST11231-20Stainless Steel 11cm
Forceps (8*) Karl Hammacher9.160 160Wironit 10,5cm
Forceps (9)FST11200-33Dumoxel 13,5cm
Forceps (9)FST11200-33Dumoxel 13,5cm
Heated surgical table+integrated gas exhaustBioMedical InstrumentsBioMedical Instruments
heliobondIvoclar Vivadent42040
Ice MachineScotsmanAF 80 AS / WS
Inflow and outflow needlesBD Microlance 1,25 x70mm
Isathal 10mg/gDechraZul.-Nr. 400216.00.00Fucidin
IsofluraneSedana medicalN001254
Mili-Q Water FilterElgaPURELAB flex 3
Needle Holder (4)FST12501-13Tungsten Carbide 13cm
OcteniseptSchülke & MayrAntiseptic solution 
Paper Filter (4*)Carl Roth GmbH + Co. KGAP75.1
ParafilmSigma AldrichHS234526C
Platinum anchor3Brain3Brain
Retractor Tip (14)FST18200-102.5mm
Reused Electrode (11)MicroprobesSNEX-100For Coordinates
RingerB. Braun3570030
Scissor (1)FST14078-10Stainless Steel 10cm
Scissor (2)AesculapBC144R
Scissor (3)FST14058-09Stainless Steel 9cm
Scissor (9*)FST91401-12Stainless Steel 12cm
Screw (12)Online-Schrauben.deDIN 84 A2 M 1x2
ShaverExactaGT415
STELLA (software defined implantable modular platform) stimulation systemnon-commercial; developement of the University of Rostockopen source (https://github.com/SFB-ELAINE/STELLA)battery-driven DBS stimulator
Sterelizer 250FST18000-45
StereotaxicNarishigeModel SR-AR
Super glueUHU64212
Tear cream (Panthenol Nose Cream)Jenapharm5541249
Vibratome LaicaVT12005
Xylocain Gel 2%Aspen Pharma1138060
Weigh BoatCarl Roth GmbH + Co. KGHYT9.1
WeigherVoltcraftTS-5000/1
Compounds used for solutions preparation
Calcium chloride (CaCl2)Sigma-Aldrich10043-52-4
D-Glucose(C6H12O6)Sigma-Aldrich50-99-7
Magnesium Chloride (MgCl2)Sigma-Aldrich7786-30-3
Potassium Chloride(KCl)Sigma-Aldrich7447-40-7
Sodium Bicarbonate (NaHCO3)Sigma-Aldrich144-55-8
Sodium Chloride (NaCl)Sigma-Aldrich7647-14-5
Sodium phosphate monobasic (NaH2PO4)Sigma-Aldrich7558-80-7
SucroseSigma-Aldrich57-50-1

Ссылки

  1. Beylergil, S. B., et al. Tremor in cervical dystonia. Dystonia. , (2024).
  2. Stephen, C. D., et al. Dystonias: Clinical recognition and the role of additional diagnostic testing. Semin Neurol. , (2023).
  3. Fung, V. S. C., Jinnah, H. A., Bhatia, K., Vidailhet, M. Assessment of the patient with isolated or combined dystonia: An update on dystonia syndromes. Mov Disord. , (2013).
  4. Klepitskaya, O., Neuwelt, A. J., Nguyen, T., Leehey, M. Primary dystonia misinterpreted as Parkinson disease. Neurol Clin Pract. , (2013).
  5. Drivenes, B., et al. A child with myoclonus-dystonia (DYT11) misdiagnosed as atypical opsoclonus myoclonus syndrome. Eur J Paediatr Neurol. , (2015).
  6. Valeriani, D., Simonyan, K. A. Microstructural neural network biomarker for dystonia diagnosis identified by a DystoniaNet deep learning platform. Proc Natl Acad Sci U S A, , (2020).
  7. Albanese, A., et al. Definition and classification of dystonia. Mov Disord. , (2025).
  8. Balint, B., et al. Dystonia. Nat Rev Dis Primers. , (2018).
  9. Bohne, P., et al. Cerebellar α1D-adrenergic receptors mediate stress-induced dystonia in totteringtg/tg mice. Cell Mol Life Sci. , (2025).
  10. Gwinn-Hardy, K. A., et al. Effect of hormone variations and other factors on symptom severity in women with dystonia. Mayo Clin Proc, , (2000).
  11. Kim, J. E., et al. Cerebellar 5HT-2A receptor mediates stress-induced onset of dystonia. Sci Adv. , (2021).
  12. Vitek, J. L. Pathophysiology of dystonia: A neuronal model. Mov Disord. , (2002).
  13. Rissardo, J. P., et al. Neurobiology of dystonia: Review of genetics, animal models, and neuroimaging. Brain Sci. , (2025).
  14. Bologna, M., Berardelli, A. The cerebellum and dystonia. Handb Clin Neurol. , (2018).
  15. Kragelund, F. S., et al. Network-wide effects of pallidal deep brain stimulation normalised abnormal cerebellar cortical activity in the dystonic animal model. Neurobiol Dis. , (2025).
  16. Löscher, W., Hörstermann, D. Abnormalities in amino acid neurotransmitters in discrete brain regions of genetically dystonic hamsters. J Neurochem. , (1992).
  17. Lüttig, A., et al. Short-term stimulations of the entopeduncular nucleus induce cerebellar changes of c-Fos expression in an animal model of paroxysmal dystonia. Brain Res. , (2024).
  18. Yousef, O., et al. Subthalamic nucleus versus globus pallidus internus deep brain stimulation in the treatment of dystonia: A systematic review and meta-analysis of safety and efficacy. J Clin Neurosci. , (2025).
  19. Lin, S., et al. Globus pallidus internus versus subthalamic nucleus deep brain stimulation for isolated dystonia: A 3-year follow-up. Eur J Neurol. , (2023).
  20. Liker, M. A., et al. Stereotactic awake basal ganglia electrophysiological recording and stimulation (SABERS): A novel staged procedure for personalized targeting of deep brain stimulation in pediatric movement and neuropsychiatric disorders. J Child Neurol. , (2024).
  21. Hock, A. N., et al. A randomised double-blind controlled study of deep brain stimulation for dystonia in STN or GPi: A long-term follow-up after up to 15 years. Parkinsonism Relat Disord. , (2022).
  22. Shakkottai, V. G., et al. Current opinions and areas of consensus on the role of the cerebellum in dystonia. Cerebellum. , (2017).
  23. Neychev, V. K., et al. The basal ganglia and cerebellum interact in the expression of dystonic movement. Brain. , (2008).
  24. Fredow, G., Löscher, W. Effects of pharmacological manipulation of GABAergic neurotransmission in a new mutant hamster model of paroxysmal dystonia. Eur J Pharmacol. , (1991).
  25. Löscher, W., et al. The sz mutant hamster: A genetic model of epilepsy or of paroxysmal dystonia? Mov Disord. , (1989).
  26. Richter, A., Löscher, W. Pathophysiology of idiopathic dystonia: Findings from genetic animal models. Prog Neurobiol. , (1998).
  27. Hull, C., Regehr, W. G. The cerebellar cortex. Annu Rev Neurosci. , (2022).
  28. van der Heijden, M. E., Sillitoe, R. V. Interactions between Purkinje cells and granule cells coordinate the development of functional cerebellar circuits. Neuroscience. , (2021).
  29. Emery, B. A., et al. High-resolution CMOS-based biosensor for assessing hippocampal circuit dynamics in experience-dependent plasticity. Biosens Bioelectron. , (2023).
  30. Viswam, V., et al. Impedance spectroscopy and electrophysiological imaging of cells with a high-density CMOS microelectrode array system. IEEE Trans Biomed Circuits Syst. , (2018).
  31. Imfeld, K., et al. Large-scale, high-resolution data acquisition system for extracellular recording of electrophysiological activity. IEEE Trans Biomed Eng. , (2008).
  32. Berdondini, L., et al. Extracellular recordings from locally dense microelectrode arrays coupled to dissociated cortical cultures. J Neurosci Methods. , (2009).
  33. Busch, M., et al. Species-appropriate housing of laboratory rats. , GV-SOLAS Committee for Laboratory Animal Husbandry. (2019).
  34. Plocksties, F., et al. The software defined implantable modular platform (STELLA) for preclinical deep brain stimulation research in rodents. J Neural Eng. , (2021).
  35. Kragelund, F. S. Illustration of brain sectioning and slicing. , BioRender. (2026).
  36. Schröter, M., et al. Advances in large-scale electrophysiology with high-density microelectrode arrays. Lab Chip. , (2025).
  37. Paap, M., et al. Deep brain stimulation by optimized stimulators in a phenotypic model of dystonia: Effects of different frequencies. Neurobiol Dis. , (2021).
  38. Takada, M., et al. Two separate neuronal populations of the rat subthalamic nucleus project to the basal ganglia and pedunculopontine tegmental region. Brain Res. , (1988).
  39. Filip, P., Lungu, O. V., Bareš, M. Dystonia and the cerebellum: A new field of interest in movement disorders? Clin Neurophysiol. , (2013).
  40. Bostan, A. C., Strick, P. L. The basal ganglia and the cerebellum: Nodes in an integrated network. Nat Rev Neurosci. , (2018).
  41. Bostan, A. C., Dum, R. P., Strick, P. L. The basal ganglia communicate with the cerebellum. Proc Natl Acad Sci U S A, , (2010).
  42. Middleton, F. A., Strick, P. L. Basal ganglia and cerebellar loops: Motor and cognitive circuits. Brain Res Rev. , (2000).
  43. Heerdegen, M., et al. Mechanisms of pallidal deep brain stimulation: Alteration of cortico-striatal synaptic communication in a dystonia animal model. Neurobiol Dis. , (2021).
  44. Pralong, E., et al. Effect of deep brain stimulation of GPI on neuronal activity of the thalamic nucleus ventralis oralis in a dystonic patient. Neurophysiol Clin. , (2003).
  45. Kotyra, M., et al. Effects of longer-term pallidal stimulation on the severity of dystonia in a phenotypic animal model. Exp Neurol. , (2026).
  46. Franz, D., et al. Network-wide modulation of synaptic plasticity and spike patterns in motor circuits after pallidal deep brain stimulation in a dystonia model. Neurobiol Dis. , (2025).
  47. Cersosimo, M. G., et al. Micro lesion effect of the globus pallidus internus and outcome with deep brain stimulation in patients with Parkinson disease and dystonia. Mov Disord. , (2009).
  48. Blotter, M. L., et al. High-quality seizure-like activity from acute brain slices using a complementary metal-oxide-semiconductor high-density microelectrode array system. J Vis Exp. (211), e67065(2024).

Перепечатки и разрешения

Теги

DBS
Видео скоро будет доступно
Свяжитесь с нами
Рекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

Авторские права © 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.