Все эксперименты на животных проводились в строгом соответствии с этическими нормами, установленными Комитетом по этике исследований животных Первой аффилированной больницы Синьцзянского медицинского университета (номер одобрения: IACUC-20231121-13) и в соответствии с руководством Национальных институтов здравоохранения (NIH) по уходу и использованию лабораторных животных (издание 2011 года). Кроме того, это исследование было проведено в соответствии с рекомендациями ARRIVE. Все материалы (реагенты, расходники, оборудование и программное обеспечение) и соответствующая информация о производителях и каталожные номера приведены в Таблице материалов для облегчения воспроизводимости.
1. Бактериальная культура
Эталонные штаммы Porphyromonas gingivalis и Fusobacterium nucleatum (идентификаторы штамма, указанные в Таблице материалов) обрабатывались в анаэробных условиях. Первичные культуры были установлены на пластинах крови Колумбии до восстановления Колумбии и инкубировали анаэробным способом (85% N₂, 10% H₂ и 5% CO₂) при 37 °C в течение 48 часов. Для экспериментальных препаратов одна хорошо изолированная колония была инъекциирована в 40-мл инфузионный бульон мозгового сердца и инкубировалась в одинаковых анаэробных условиях до средней логической фазы роста (OD660 = 0,6–0,8). Для минимизации воздействия кислорода внутри анаэробной рабочей станции проводились этапы инокуляции и переноса с использованием предварительно восстановленных сред и инструментов. Концентрации бактерий были стандартизированы до 1 × 108 CFU/mL для воздействия на животных с использованием количественной оценки на основе OD660 с специфической для штама стандартной кривой OD–CFU, полученной при тех же условиях культуры; Кривая калибровки была установлена последовательно разбавленной и колонионным учётом анаэробных агарных пластин с как минимум тремя независимыми калибровками. Для исследований трофобластной инфекции бактериальные суспензии количественно оценивались с помощью валидированного метода перечисления и разбавлялись в среде без антибиотиков полной культуры для достижения заданной множественности инфекции (MOI) непосредственно перед совместной культурой.
2. Содержание и группировка животных
Специфические мыши C57BL/6J без патогенов (n = 90; 60 самок, 30 самцов) в возрасте 6–7 недель содержались в контролируемых условиях (22 °C ± 2 °C, 60% ± влажности 10%, 12 часов светового цикла) с иммиграционным доступом к пище и воде. После 1 недели акклиматизации мышей случайным образом разделили на шесть экспериментальных групп (n = 15/группа): нормальная контрольная (NC), CAP с P. gingivalis (AP), CAP с F. nucleatum (AF), обычная инъекция в солевую вену хвоста (VN), инъекция в хвостовую вену P. gingivalis (VP) и инъекция в хвостовую вену F. nucleatum (VF). Рандомизация и распределение клеток были зафиксированы для минимизации смещения распределения и возможных эффектов клеток.
3. Создание модели CAP
Все хирургические процедуры проводились в асептичных условиях. Анестезия была индуцирована внутрибрюшным введением пентобарбитала натрия (1,62 мг/30 г массы тела) в сочетании с сульфатом атропина (12,5 мкг/30 г массы тела), а адекватная глубина анестезии подтверждалась отсутствием рефлекса отмены педалей. Мышей располагали на спине на согревающей подушечке для поддержания температуры тела, а рот аккуратно открывали для стабильного визуализации двусторонних первых верхнечелюстных коренных зубов. При увеличении пульпаные камеры первых верхнечелюстных зубов открывались стерильным круглым зарезом, после чего коронная целпельповата была удалена стерильными микроинструментами. Отверстия для корневых каналов были выявлены с помощью небольшого эндодонтического напильника (размер 06–10), а каналы аккуратно обрабатывались для достижения проходности при избегании чрезмерного усилия, чтобы минимизировать риск перфорации. Камера была промыта стерильным физиологическим раствором (стерильным PBS) и высушена стерильными бумажными наконечниками перед инокуляцией.
Бактериальная инокуляция проводилась с использованием стандартизированной суспензии при 1 × 108 CFU/mL. Для воспроизводимости дозировки объем подачи был оперативно фиксирован на уровне 2 мкл на зуб (примерно 2 × 105 КМО на зуб), доставляемый с помощью калиброванного кончика микропипетки, расположенного у входа в камеру. Стерильная поглощающая бумажная точка, предварительно пропитанная той же суспензией, затем помещалась в целлюлозную камеру для поддержания локального воздействия. Успешные роды подтверждались видимым смачиванием точки бумаги и отсутствием протечки в ротовую полость. После инокуляции камеру сушили на воздухе до отсутствия видимой жидкости, затем герметизировали светозатвердевшим стоматологическим клеем (20 с), после чего реставрировали с использованием композита из смолы с легкой затвердеющей текующей смолой (20 с). Целостность пломбы подтверждалась визуальным осмотром и аккуратным исследованием; реставрации, показывающие пробелы или ранние потери, немедленно запечатывались. Постпроцедурная анальгезия и мониторинг обеспечивались в соответствии с институциональными рекомендациями по уходу за животными.
Две недели спустя были получены периапикальные рентгенограммы для подтверждения установления CAP. Успешное установление определялось чёткой периапикальной радиолюзностью с окружающими изменениями костей, соответствующими хроническому периапикальному воспалению и разрушению костей. Спаривание началось через две недели после установления инфекции и модели.
4. Создание модели инъекции в хвостовую вену
Бактериальные суспензии были приготовлены в концентрации 1 × 108 CFU/mL в стерильном физиологическом растворе. Мышей фиксировали, а хвост нагревали на 1–2 минуты для расширения боковых вен. Инъекции проводились с использованием иглы тонкой калибровки (обычно 29–30 G), вставляемой скошенным вверх в боковую хвостовую вену под малым углом (примерно 10–15°). Правильное внутривенное введение подтверждалось вспышкой крови в втулке и плавной инфузией с низким сопротивлением; Неудачное размещение было отмечено повышением сопротивления и/или образованием подкожного блебля, при этом инфузия прекращалась и повторялась в более проксимальной зоне после кратковременного прогрева. Мыши получали ежедневные инъекции в течение трёх последовательных дней (по 100 мкл на мышь каждый раз). Через три дня женщин поселили вместе с самцами, а на следующее утро проверили вагинальные пробки. После подтверждения вагинальных пробок (GD 0,5) инъекции вводились каждые три дня (по 100 мкл на мышь каждый раз) до 15-го дня беременности.
5. Создание модели беременной мыши
Самки и самцы мышей содержались в соотношении 2:1 (самка к самец) на ночь, начиная с 20:00 каждый день. Наличие вагинальной пробки или сперматозоидного мазка в 08:00 следующего утра было обозначено как гестационный день (GD) 0,5. Для каждой мыши фиксировались исходная масса тела, вес до родов, после родов, гестационная длина, вес при рождении новорождённых, размер помёта и количество мертворорожденных. Согласно предыдущимисследованиям 29,30, роды, произошедшие до GD 18.5, оперативно определялись как преждевременные рождения у мышей. Поскольку гестационное сокращение может происходить в пределах срока, исходы беременности интерпретировались с учетом различия между истинными преждевременными родами и фенотипами гестационного сокращения.
6. Сбор и обработка образцов
На 15-й день беременности случайным образом выбирали по три беременных мыши в каждой группе для отбора образцов плаценты и сосудистых (NC/AP/AF и VN/VP/VF). После анестезии, индуцированной внутрибрюшной инъекцией пентобарбитала натрия (1,62 мг на 30 г массы тела) и сульфата атропина (12,5 мкг на 30 г массы тела), были взяты образцы крови через ретро-орбитальное кровотечение. Мышей эвтаназировали в камере с углекислым газом до подтверждения смерти при отсутствии дыхания, сердцебиения и роговицы; Доставка углекислого газа следовала постепенному заполнению, что соответствует институциональным рекомендациям по благополучию животных. Ткани разбиения сонной артерии и плаценты были быстро собраны с помощью стерильных инструментов для снижения перекрёстного загрязнения. Ткань плаценты делилась на две части: одна часть хранилась при −80 °C, а другая фиксировалась в 10% нейтральном буферном формалине на 24 часа, после чего следовала градуированная дегидраация этанола и внедрение парафина. Оставшихся мышей наблюдали за суточной массой тела, продолжительностью беременности, размером помёта и весом при рождении новорождённых.
7. Культивирование и обработка клеток
Человеческая трофобластная клеточная линия HTR-8/SVneo была культивирована в среде RPMI 1640 с добавлением 10% тепловой инактивированной сыворотки плода при 37 °C с 5% CO₂. Для экспериментов с инфекцией клетки HTR-8/SVneo (1 × 106 клеток) в логарифмической фазе роста были засеяны в пластины с 6 лунками и оставлялись прилипать на ночь. До появления бактериального вызова среда заменялась на полноценную среду без антибиотиков, чтобы избежать антибактериального эффекта во время совместной культуры. Бактериальные суспензии P. gingivalis или F. nucleatum добавлялись при MOI = 50, и каждая яма корректировалась до итогового объёма 2,5 мл с использованием полной культурной среды. Тарелки инкубировали в течение 24 часов. Супернатанты собирались через 24 часа и очищались кратковременной центрифугой для удаления мусора перед измерением цитокином. Адгерирующие клетки дважды промывались стерильным PBS для удаления неадгетирующих бактерий, а затем немедленно обработаны для экстракции РНК или белка согласно описанным ниже рабочим процессам.
8. Гистологический анализ плаценты мыши
Ткани плаценты фиксировались в 10% нейтральном буферном формалине в течение 24 часа, встраивались в парафин и секцировались толщиной 4,5 мкм. Для изучения морфологии плаценты проводилось рутинное окрашивание гематоксилином и эозином (H&E). Для иммуногистохимического окрашивания локализация антигена визуализировалась с помощью хромогенного пероксидазного субстрата, образующего коричневые отложения в положительных местах, после чего следовало контрокрашивание гематоксилином. Отрицательные контрольные тесты проводились путём замены первичных антител на неиммунные сыворотки.
Для повышения воспроизводимости и прозрачности иммуногистохимическая оценка использовала заранее определённый полуколичественный подход к оценке. Интенсивность окрашивания оценивалась как 0 (отсутствует), 1 (слабая), 2 (умеренная) или 3 (сильная), а процент положительных клеток оценивался как 0 (<5%), 1 (5–25%), 2 (26–50%), 3 (51–75%) или 4 (>75%). Балл иммунореактивности рассчитывался путём умножения интенсивности и процентных показателей для каждой области. Для каждой плаценты оценивалось как минимум пять неперекрывающихся полей высокой мощности из сопоставимых анатомических областей. Оценка оценивалась независимо двумя наблюдателями, не обращая внимания на распределение групп, а разногласия решались совместным обзором.
9. Количественное обнаружение ПЦР-сигналов бактериальной ДНК в бифуркации сонной артерии мыши и плаценте
ДНК ткани была извлечена с помощью процесса экстракции ткани на основе кремнезёмных столбцов. Тканевые лизаты очищались центрифугированием при 12 000 × г в течение 5 минут при 20–25 °C, а супернатанты наносили на кремнеземные колонки для связывания ДНК центрифугой при 12 000 × г в течение 1 минуты при 20–25 °C. Этапы промывания выполнялись в соответствии с рабочим процессом: за каждой промывкой следовала центрифугирование при 12 000 × г в течение 1 минуты при 20–25 °C. Последний сухой спин был проведён при 12 000 × г в течение 2 минут при 20–25 °C для удаления остаточного этанола. ДНК элюировалась в буфере элюции 50 мкл после 2-минутной инкубации при 20–25 °C и собиралась центрифугированием при 12 000 × г в течение 1 минуты при 20–25 °C. Бактериальная геномная ДНК была извлечена с помощью процесса экстракции бактериальной ДНК на основе кремнеземных столбов с использованием тех же параметров связывания/мойки/сухого спинирования/центрифуга, если не требуется иное в рабочем процессе.
Концентрация и чистота ДНК измерялись с помощью микрообъёмного квантора нуклеиновых кислот, а целостность оценивалась с помощью агарозного гелевого электрофореза. Квалифицированные образцы ДНК хранили при -20 °C для последующего анализа. Целевые бактериальные гены были амплифицированы и клонированы с помощью праймеров, перечисленных в Дополнительной таблице 1, при этом условия ПЦР подробно описаны в Дополнительной таблице 2 и Дополнительной таблице 3. Усиленные целевые полосы были очищены, клонированы согласно спецификациям Дополнительной таблицы 4 и преобразованы в компетентные клетки Escherichia coli DH5α. Были проверены штаммы, содержащие рекомбинантные плазмиды, для обеспечения правильности вставных последовательностей, а плазмидная ДНК была извлечена для стандартной подготовки. Стандартные кривые были получены путём проведения qPCR на последовательно разбавленных плазмидных стандартах, содержащих фрагменты гена-целей бактерий. Сигналы бактериальной ДНК P. gingivalis 16S и F. nucleatum 16S в образцах бифуркации сонной артерии и плаценты были количественно обнаружены с помощью ПЦР в реальном времени, при этом количество копий ДНК рассчитывалось по значениям CT с использованием стандартной кривой. Системы и программы реакций подробно описаны в Дополнительной таблице 5 и Дополнительной таблице 6 соответственно. Поскольку qPCR указывает на сигналы бактериальной ДНК, а не на жизнеспособность или клеточную локализацию, интерпретации присутствия микроорганизмов на границе матери и плода остаются осторожными.
10. Обнаружение воспалительных факторов по ИФА в образцах сыворотки мыши и супернатантах клеточной культуры
Все реагенты и образцы были уравновешены до комнатной температуры перед тестированием. Уровни TNF-α и IL-1β в сыворотке измерялись с помощью рабочих процессов ELISA у мышей, а уровни TNF-α и IL-1β в супернатантах клеточной культуры определялись с помощью рабочих процессов ELISA человека, следуя процедурам комплекта. Стандарты и образцы измерялись в дублирующих скважинах, а для каждой пластины формировались стандартные кривые. Технические дубликаты усреднялись для получения одного значения на биологическую реплику.
11. Другие анализы молекулярной биологии
Для qRT-PCR полная РНК извлекалась из культивированных клеток с помощью процесса экстракции РНК на основе фенол-хлороформа. После разделения фазы водная фаза очищалась центрифугированием при 12 000 × г в течение 10 минут при 4 °C, после чего РНК осаждали, промывались и вновь суспензировали в соответствии с рабочим процессом. Концентрация РНК измерялась с помощью анализатора нуклеиновых кислот, а целостность РНК оценивалась с помощью электрофореза агарозного геля. Для получения кДНК была проведена обратная транскрипция, а для количественного измерения уровней мРНК TNF-α и IL-1β использовалось количественное ПЦР в реальном времени. Последовательности праймеров приведены в Дополнительной таблице 7, реакционные смеси — в Дополнительной таблице 8, а программы реакций — в Дополнительной таблице 9.
При западном блоттинге белковые лизаты из плацентарных тканей мышей или трофобластных клеток очищались методом центрифугирования при 12 000 × г в течение 15 минут при 4 °C, количественно измерялись и подвергались обработке SDS-PAGE с последующим переносом мембраны и антитела с помощью флуоресцентного процесса визуализации. Равная загрузка белка была установлена на уровне 30 мкг на полосу. Оригинальные, не обрезанные изображения мембраны, включая молекулярные маркеры, были сохранены для всех пятен, представленных на рисунках, и доступны по данным DOI: 10.57760/sciencedb.28254. Если не указано иное, «n» относится к биологическим репликам (отдельным животным или независимым клеточным культурам), а технические повторы используются для контроля качества и не заменяют биологическую репликацию.
12. Статистический анализ
Статистический анализ проводился с помощью программного обеспечения для статистического анализа, а цифры — с помощью программного обеспечения для графиков (перечислено в Таблице материалов). Нормально распределённые непрерывные данные представлялись как среднее ± стандартное отклонение и анализировались с помощью одностороннего ANOVA с соответствующими пост-хок тестами, тогда как ненормально распределенные данные выражались как медиана (межквартильный диапазон) и анализировались с помощью теста Крускаля–Уоллиса с соответствующими парными сравнениями. Порог статистической значимости был установлен на уровне P < 0,05, P < 0,01 и P < 0,001. Если не указано иное, «n» обозначает биологические реплики, а технические репликаты (например, дублирующиеся скважины ИФС) усреднялись для получения одного значения на биологическую реплику.