Все экспериментальные процедуры были рассмотрены и одобрены Комитетом по этике и благополучию животных Китайско-японской больницы дружбы (одобрение No zryhyy21-23-01-09) и проводились в соответствии с принципами замены, сокращения и совершенствования с целью минимизации использования и страданий животных. Исследователи, выполнявшие сбор и анализ данных (включая эхокардиографические измерения и гистологическую оценку), были ослеплены к распределению групп.
Подготовка образца SXQY
SXQY состоит из следующих растительных компонентов: Astragalus membranaceus (Huangqi) (30 г), Codonopsis pilosula (Dangshen; 20 г), Cornus officinalis (Shanyurou; 15 г), Sparganium stoloniferum (Sanleng; 12 г), Curcuma zedoaria (Erzhu; 15 г), Cimicifuga heracleifolia (Shengma; 10 г), Bupleurum chinense (Chaihu; 10 г), Platycodon grandiflorus (Jiegeng; 10 г), Anemarrhena asphodeloides (Zhimu; 15 г), и Leonurus japonicus (Yimu; 15 г), с общей массой сырой травы 152 г на рецепт. Все травяные материалы были закуплены в Департаменте фармации Китайско-японской больницы дружбы и подтверждены главным фармацевтом по стандартным фармакогностическим методам идентификации. Клинически SXQY вводится по дозе одного рецепта (152 г) в день. При среднем весе взрослого тела 70 кг, соответствующая человеческая доза составляет 2,17 г (сырая трава)/кг. На основе нормализации площади поверхности тела между человеком и крысами, аналогичная доза крыс составляла 13,67 г (сырая трава)/кг. Для приготовления навара один рецепт SXQY замачивался в дистиллированной воде с соотношением 10 мл на грамм сырых трав (с в/в, исходя из начального объёма растворителя без корректировки после замачивания) в течение 1 часа, затем варили с помощью электрической нагревательной мантии и поддерживали при 100°C при непрерывном кипячении в течение 1 часа. Затем экстракт фильтровали через марлю (поры размером 200–300 мкм). Остаток затем извлекали ещё дважды при одинаковых условиях. Объединённые фильтраты концентрировались под пониженным давлением с помощью ротационного испарителя при 60°C до конечного объёма 111 мл, что дало концентрацию 1,37 г (сырой препарат)/мл. Концентрированный напой снова фильтровали через марлю (поровый размер 200–300 мкм) и хранили при 4°C, используя в течение 24–48 часов. Для введения раствор использовался напрямую, а объём гавирования рассчитывался на основе концентрации 1,37 г/мл, что приводило к объему примерно 10 мл/кг для достижения целевой дозы 13,67 г/кг.
Animal Model
Восемнадцать 8-недельных самцов крыс Sprague–Dawley (SD) содержались в стандартной кондиционированной среде (23°C ± 2°C, относительная влажность 50 ± 5% и 12-часовой цикл света и темноты) с свободным доступом к корму и воде. Животных случайным образом распределяли на три группы (n = 6 на группу) с использованием таблицы случайных чисел: группа, управляемая с фиктивной схемой (Sham), поперечная группа сужения аорты (TAC) и группа, обработанная SXQY (SXQY). Крысы из групп, обработанных TAC и SXQY, были анестезиированы вдыханием изофлурана (индукция 4%, поддержание 2%) и помещались в положение лежа на термостатически контролируемой грелке с поддержанием температуры 37°C. Адекватная анестезия подтверждалась отсутствием рефлекторных реакций на щипание лапы, стабильным дыханием и отсутствием спонтанных движений. На оба глаза была нанесена офтальмологическая мазь для предотвращения пересыхания роговицы. После эндотрахеальной интубации животных подключали к аппарату искусственной вентиляции легких животных с приливным объёмом 4–6 мл на 200 г массы тела, частотой дыхания 70 вдохов в минуту и соотношением дыхательных к выдоховым состояниям 1:1.
Все хирургические процедуры проводились в асептичных условиях. Хирургические инструменты стерилизовались автоклавированием, а операционная зона подготовлена путём бритья и дезинфекции повидоном-йодом, а затем 70% этанола. После подготовки места операции был сделан разрез кожи в левом отделе грудной клетки, а большая и малые мышцы грудной мышц были тупо рассечени, чтобы обнажить рёбра. Горизонтальный разрез примерно 1,0 см был создан во втором и третьем межреберном пространстве, прилегающем к левому борту грудины. Кровеносные сосуды и фасции были резко разделены, а тимус аккуратно убрался, полностью обнажая дугу аорты.
Аортальная дуга была аккуратно поднята между правой неноминационной артерией и левой общей сонной артерией с помощью стерильных изогнутых щипцов, а под ней провёл шелковый шов размером 2-0. Игла с тупым наконечником с изогнутой игной толщиной 16 калибра (внешний диаметр 1,6 мм) была вручную модифицирована путём затупления кончика и согнания до соответствующей кривизны перед использованием, после чего следовала стерилизация с помощью автоклава. Подготовленная изогнутая игла с тупым кончиком затем располагалась параллельно дуге аорты, после чего шов плотно завязывался вокруг аорты и иглы. Игла была немедленно удалена для создания стандартизированного сужения, а тимус был перестановлен. После подтверждения отсутствия активного кровотечения грудная клетка и кожа были закрыты слоями. После операции искусственная вентиляция продолжалась примерно в течение 10 минут, пока не восстановилось спонтанное дыхание, что подтверждалось стабильной и регулярной частотой дыхания, а также способностью поддерживать спонтанное дыхание без поддержки вентиляции. В этот момент эндотрахеальная трубка была удалена. Животные, оперируемые имитацией, подвергались тем же хирургическим вмешательствам, за исключением того, что дуга аорты не была перевязана.
После операции место разреза дезинфицировали, а животных помещали в чистые клетки для восстановления для снижения риска инфекции. Крыс затем возвращали в приют для животных для восстановления и регулярного содержания. Анальгезия применялась с помощью бупренорфина (0,05 мг/кг, подкожно). Крысы наблюдались каждые 12 часов в течение первых 72 часов по признакам боли, страдания или хирургических осложнений, включая снижение подвижности, пилоэрекцию, аномальную осанку, затруднённое дыхание или расслабление раны.
Через три дня после операции крысам из группы, обработанной SXQY, перорально обрабатывали 1 мл/100 г массы тела отвара SXQY в течение 9 недель. Тем временем крысы из групп с поддельным управлением и TAC получали равный объём (1 мл/100 г массы тела) дистиллированной воды по методу гавери.
Трансторакальная эхокардиография
В конце периода лечения во всех группах проводилась трансторакальная эхокардиография. Крыс анестезировали с помощью вдыхания изофлурана и помещали в лежащее положение на специальной платформе для визуализации. Передняя часть груди была аккуратно выбрита и покрыта щедрым слоем геля для ультразвука. Ультразвуковая визуализация проводилась с использованием высокоразрешающей ультразвуковой системы мелких животных, оснащённой высокочастотным преобразователем (18–40 МГц) в режимах B и M. Преобразователь был плавно расположен на гелевом участке, с глубиней 12,29 мм и усилением 22 дБ; Фокус был отрегулирован для оптимизации качества изображения. Были получены изображения и видеопетли для последующей количественной анализа. Были измерены конец диастолы левого желудочка (LVIDd) и толщина задней стенки левого желудочка в конце диастолы (LVPWd), а фракция выброса левого желудочка (LVEF) рассчитана с использованием формулы Тейхольца на основе измерений M-моды. Для каждого параметра измерения усреднялись в течение 3–5 последовательных сердечных циклов. Все эхокардиографические заборы и анализы проводились сертифицированным оператором с формальной подготовкой в эхокардиографии в соответствии со стандартизированными эхокардиографическими протоколами.
Сбор и обработка образцов
После процедуры УЗИ крыс анестезировали изофлураном. Животных помещали в положение лежа на спине, а грудная полость открывалась для открытия сердца. Сердца быстро удалялись, промывались холодным физиологическим раствором с буфером фосфатов и распределялись вдоль сагиттальной плоскости. Сердечные ткани немедленно фиксировались в 4% параформальдегиде при 4°C в течение 24 часов, после чего следовало обезвоживание с помощью серии градуированного этанола (70%, 80%, 90%, 95% и 100%) в течение 1 часа на каждом этапе, в течение которого ткани постепенно становились полупрозрачными без заметного уменьшения. Образцы очищались в ксилоле, инфильтровались расплавленным парафином при 60°C в течение 3 часов и оставляли затвердеть при комнатной температуре (RT; 20°C–25°C). Блоки сердечной ткани с парафином были обрезаны и разрезаны толщиной 4–6 мкм с помощью микротома. Секции плавали на водяной бане при температуре 45°C, устанавливались на стеклянные стеклянные горки и сушились при 37–40°C ночью. Стекли хранились в RT при условиях низкой влажности и использовались в течение недели для гистологического окрашивания.
Окрашивание гематоксилином и эозином (HE)
Срезы с парафином обработаны следующим образом. Срезы сначала депарафинизировались путём погружения в ксилол I, II и III на 5 минут каждая, затем гидратация с помощью серии безводных этанолов I и II и сортированных растворов этанола (95%, 90%, 80%, 70% и 50%) по 5 минут каждая, а затем промывались в дистиллированной воде без видимых остатков воска. Затем секции окрашивались гематоксилином Харриса в течение 5 минут и промывались под проточной водопроводной водой в течение 1–2 минут. Дифференцировка проводилась в растворе кислотного спирта примерно 1–2 секунды, при этом конечная точка определялась визуальным осмотром, когда фон выглядел бледным, а ядерное окрашивание оставалось чётко выраженным. Затем следовало засиняние в воде при 37°C–45°C и промывание дистиллированной водой. Впоследствии секции были покрыты спирторастворимым эозином в течение 40 секунд, промыты дистиллированной водой, обезвожены с помощью сортированного этанола, очищены в ксилоле и, наконец, установлены нейтральной смолой.
Массон Стейнинг
Парафинные секции последовательно депарафинизировались в ксилоле I, II и III по 5 минут каждая, затем гидратированы с помощью безводного этанола I и II, а также сортируемые растворы этанола (95%, 90%, 80%, 70% и 50%) по 5 минут каждый, а затем промывались в дистиллированной воде. Срезы погружались в уксусную кислоту 0,5% (предварительно охлаждена до 4°C) в течение 1 секунды, затем окрашивались раствором фуксина из коммерческого трихромного окрашивателя Masson в течение 10 минут, затем дифференцировали в фосфомолибдовой кислоте в течение 5 минут и контрокрашивали анилин-синим в течение 3 минут. Все реагенты входили в состав одного коммерческого комплекта и использовались согласно инструкциям производителя. После окрашивания секции трижды промывались уксусной кислотой, предварительно охлаждали до 4°C (примерно 30 с за промывку), затем обезвоживались с помощью градированного этанола, очищали в ксилоле и крепили нейтральной смолой.
Сбор образцов сыворотки для анализа метаболомики
Шесть 8-недельных самцов SD содержались в тех же условиях, что и в описанном выше эксперименте in vivo. Животные случайным образом были распределены в группу, обработанную SXQY, и в контрольную группу транспортных средств (дистиллированная вода; n = 3 на группу) с использованием компьютерного метода рандомизации. Крысам в группе SXQY перорально вводили SXQY с дозой 1 мл/100 г массы тела, тогда как контрольная группа получала одинаковый объём дистиллированной воды. После семи дней ежедневного гавирования последняя доза на седьмой день была удвоена. После последнего введения животных потерпели голодание в течение 12 часов. Крыс подвергались анестезии изофлураном, пока не подтвердилась потеря рефлектора отъезда педали как признак адекватной анестезии. Образцы крови были собраны из ретро-орбитального венозного сплетения с помощью стерильных капиллярных трубок и немедленно переведены в микроцентрифугные пробирки объемом 1,5 мл без антикоагулянта. Затем всю кровь оставили на RT в течение 1 часа и центрифугировали при 1000 × г в течение 15 минут при 4°C для получения сыворотки. Когда между верхним прозрачным слоем сыворотки и тромбом появлялось чёткое разделение, супернатантная сыворотка аккуратно аспирировалась и перемещалась в чистые микроцентрифугальные трубки. Образцы сыворотки хранили при −80°C до анализа компонентов, поступающих в кровь.
Предварительная обработка образца для анализа метаболомики
Образцы сыворотки размораживались на льду после извлечения из хранилища −80°C и кратковременно смешивались в вихрях (10 с) для обеспечения однородности. Аликвот с 100 мкл сыворотки был перемещён в микроцентрифугную трубку объёмом 1,5 мл, после чего добавлено 500 мкл экстракционного растворителя (20% ацетонитрил-метанол с 2-хлор-L-фенилаланином в качестве внутреннего стандарта при конечной концентрации 1 мкг/мл) для индуцирования осаждения белков. Смесь была интенсивно вихрена в течение 3 минут и центрифугирована при 12 000 × г в течение 10 минут при 4°C. Часть получающегося супернатанта объемом 470 мкл была перенесена в новую трубку и испарена до сухости с помощью азотного испарителя при низком контролируемом потоке азота. После восстановления в 200 мкл с 70% метанол-водой и вихря в течение 1 минуты образцы были центрифугированы при 12 000 × г в течение 10 минут при 4°C, а 180 мкл очищенного супернатанта было передано в автопробопробные флаконы для анализа жидкостной хроматографии и тандемной масс-спектрометрии (LC-MS/MS).
Аликвот объёмом 200 мкл образца SXQY затем был перемечен в заранее маркированную центрифугную трубку на 1,5 мл. Внутренний стандартный раствор для экстракции добавлялся к каждому образцу с объёмным соотношением 1:1 (v/v). Смесь была смешана в вихри в течение 15 минут и центрифугирована при 12 000 × г в течение 3 минут при 4°C. Полученный супернатант был аккуратно собран и профильтрован через микропористую мембрану диаметром 0,22 мкм, получив прозрачный фильтрат без видимых частиц. Фильтрат был перемещён в флаконы автосэмплера и хранён при 4°C перед ультраэффективным анализом LC-MS/MS (UPLC–MS/MS).
Подготовка внутренних стандартных решений
Внутренний стандартный раствор (2-хлоро-L-фенилаланин) был приготовлен путём растворения 1 мг эталонного стандарта в 1 мл метанол-воды 70% (v/v), с получением концентрации 1000 мкг/мл. Этот стандартный раствор дополнительно разбавляли тем же растворителем для получения рабочего внутреннего стандартного раствора с конечной концентрацией 1 ppm, который был свежеприготовлен, хранён при 4°C и использовался в течение 48–72 часа.
Условия UPLC–MS/MS
Хроматографическое разделение проводилось с использованием системы UPLC, связанной с тандемным масс-спектрометром. Разделение осуществлялось на колонке C18, поддерживаемой при температуре 40°C, с расходом 0,35 мл/мин и объёмом впрыска 4 мкл. Подвижная фаза состояла из сверхчистой воды, содержащей 0,1% (v/v) муравьиной кислоты (A) и ацетонитрила, содержащего 0,1% (v/v) муравьиной кислоты (B). Градиентная элюция применялась следующим образом: 5% B при 0,0 мин; линейно увеличился до 25% B через 2,0 мин, 35% B на 3,0 мин, 60% B на 5,0 минуте и 99% B на 6,0 мин; удерживали 99% B в течение 1,5 минуты; вернулся к 5% B на 7,6 минуты; и уравновешенных при 5% B до 10,0 минуты.
Масс-спектрометрическое обнаружение проводилось с помощью высокоразрешающего масс-спектрометра, оснащённого источником ионизации электроспреем, работающим в положительном и отрицательном режимах ионов. Напряжения распыления были установлены на 3500 В в положительном режиме и 3200 В в отрицательном. Оболочный газ и вспомогательный газ были установлены соответственно на 30 и 5 произвольных единиц (по приборам). Температура ионопереносной трубки и вапорайзера поддерживались на уровне 320°C и 300°C соответственно. Полные MS-сканы были получены в диапазоне 84–1250 с разрешением 35 000 с целью автоматического управления усилением (AGC) 1,0 × 106, затем следовало получение MS/MS (верхние 10) с разрешением 17 500 с целевой AGC 2,0 × 105 и окном изоляции 1,0–1,5 м/з. Применялись шаговые нормированные энергии столкновений 30, 40 и 50. Топ-10 самых интенсивных ионов-предшественников были выбраны для фрагментации с длительностью динамического исключения 3 секунды.
Обработка сырых данных
Сырые данные масс-спектрометрии были преобразованы в формат mzML с помощью ProteoWizard. Для обеспечения аналитической надёжности образцы объединённого контроля качества (QC) были подготовлены путём смешивания равных объёмов всех образцов сыворотки. Образцы QC вводились с регулярными интервалами (одна инъекция QC каждые 5–10 аналитических образцов) на протяжении всего анализа UPLC–MS/MS для мониторинга стабильности прибора, согласованности времени удержания и воспроизводимости сигнала. Воспроизводимость оценивалась на основе относительного стандартного отклонения пиковых интенсивностей в образцах QC.
Обнаружение пиков, коррекция времени удержания и выравнивание пиков выполнялись с помощью пакета XCMS. Признаки с отсутствующей частотой более 50% в любой группе были исключены из дальнейшего анализа. Коррекция дрейфа сигнала впоследствии применялась к пиковым зонам с помощью метода нормализации на основе векторной регрессии поддержки (SVR), реализованного в статистическом программном обеспечении R с использованием моделирования на основе контроля качества для коррекции дрейфа сигнала на протяжении аналитического запуска.
Идентификация метаболитов проводилась путём сопоставления скорректированных признаков с внутренней библиотекой эталонных стандартов (содержащей примерно 5 000 соединений с спектральными данными MS1 и MS2; проприетарными и недоступными публично), а также с общедоступными спектральными базами данных, включая Human Metabolome Database (HMDB), Metabolite and Tandem Mass Spectrometry Database (METLIN), MassBank и Global Natural Products Social Molecular Networking (GNPS). на основе точного сопоставления массы, выравнивания времени удержания и спектрального сходства MS/MS. Массовое сопоставление проводилось с использованием допуска ±25 ppm для ионов предшественников (MS1) и фрагментов (MS2), с допуском времени удержания ±6 с. Для поиска в библиотеке применялась толерантность ±25 ppm к ионам прекурсоров (Q1) и ±50 ppm к фрагментам MS/MS, при этом минимальный балл соответствия MS/MS составлял 0,3. Для нецелевого выявления сохранялись только метаболиты с комплексным показателем идентификации выше 0,5. Итоговый балл рассчитывался как взвешенная сумма фрагмента (0,1), вперёд (0,3) и обратной (0,6) совпадающих оценок. Данные, полученные в положительном и отрицательном режимах ионизации, объединялись на уровне соединения. Для дублированных аннотаций выбиралась запись с наибольшей достоверностью идентификации и наивысшим баллом. Окончательные аннотации были скомпилированы в файл аннотации метаболитов.
Критерии идентификации поглощаемых соединений
Поглощённые прототипные составляющие определялись как соединения, обнаруженные в экстракте SXQY и группе, обработанной SXQY, с соответствующим временем удержания в пределах допуска ±0,1 мин. Кроме того, эти соединения должны были демонстрировать пиковую зону в группе, обработанной SXQY, которая была как минимум вдвое выше, чем в контрольной группе транспортного средства, или отсутствовать в образцах управления транспортным средством.
Абсорбированные метаболиты идентифицировались по иному набору критериев. Эти соединения не были обнаружены в экстракте SXQY, но присутствовали в группе, обработанной SXQY. Их масс-спектрометрические особенности должны были быть согласованы с характерными метаболическими преобразованиями, включая гидроксилирование (Δm/z = +15,9949 Da) и деметилирование (Δm/z = −14,0157 Da). Кроме того, пиковая зона в группе, обработанной SXQY, должна была быть как минимум вдвое выше, чем в контрольной группе автомобиля на основе нормализованных пиковых зон после коррекции дрейфа сигнала, либо соответствующий сигнал должен был быть необнаруживаем в выборках управления транспортным средством.
Извлечение поглощённых генов, связанных с соединениями
Компоненты, поступающие кровь, были исследованы в базе данных и аналитической платформы фармакологии традиционных китайских медицинских систем (TCMSP; https://old.tcmsp-e.com/tcmsp.ph; доступ в январе 2026 года)20. Соединения, задокументированные в ТКМСП, были отбранены как кандидаты в качестве биоактивных компонентов на основе установленных фармакокинетических порогов пероральной биодоступности ≥ 30% и подобия препарата ≥ 0,1821. Предполагаемые мишени, соответствующие сохранившимся соединениям, были впоследствии извлечены, и все идентификаторы мишени стандартизированы к официальным символам генов с помощью базы данныхUniProt 22.
Извлечение мишеней, связанных с заболеваниями, и генов пересечения
Гены, связанные с HF, были собраны из базы данных GeneCards (https://www.genecards.org/; доступ в январе 2026 года) с использованием запроса «сердечная недостаточность», а для дальнейшего анализа были отобраны гены с показателем релевантности ≥ 10. Связанные с HF-мишени впоследствии были пересечени с соединениями, идентифицированными из TCMSP с помощью платформы Weishengxin (https://www.bioinformatics.com.cn; доступ в январе 2026 года). Перекрывающиеся гены были определены как мишени для пересечения и использовались для последующего построения сетей белок-белкового взаимодействия (ИПП) и анализа функционального обогащения.
Анализ строительства сети и функционального обогащения
Анализ PPI выявленных целей проводился с использованием базы данных STRING (http://cn.string-db.org/; доступ в январе 2026 года)23 с видом, установленным в Homo sapiens, и пороговым показателем доверия ≥0,7. Данные взаимодействия импортировались в инструмент визуализации Cytoscape для визуализации сети. Топологический анализ проводился с помощью плагина NetworkAnalyzer в инструменте визуализации, а гены хаба были идентифицированы с помощью плагина CytoHubba24,25. Анализ обогащения генной онтологии (GO) проводился на целях пересечения, включая категории биологических процессов (BP), клеточных компонентов (CC) и молекулярной функции (MF). Термины GO со значением P < 0,05 считались значимыми, и для визуализации26 были выбраны топ-10 обогащённых терминов из каждой категории. Цели пересечения дополнительно подвергались анализу путей обогащения путей Kyoto Encyclopedia of Genes and Genomes (KEGG) с использованием пакета clusterProfiler в статистическом программном обеспечении. Пути со значением P < 0,05 считались статистически значимыми, а для визуализации были выбраны 20 лучших обогащённых путей. Эти пути впоследствии использовались для построения сети взаимодействия целевой и путь27.
Статистический анализ
Данные представлены в виде среднего ± SD. Нормальность распределения данных оценивалась с помощью теста Шапиро–Уилка, а однородность дисперсии — с помощью теста Левена или теста Брауна-Форсайта перед анализом. Статистические сравнения между группами проводились с помощью одностороннего анализа дисперсии, за которым последовал пост-хок тест Тьюки с использованием GraphPad Prism. P < 0,05 считался статистически значимым.