Включение пациентов
Все участники предоставили письменное информированное согласие после полного ознакомления с содержанием исследования. Комитет по этике Народной больницы нового района Пудун города Шанхая рассмотрел и утвердил данный протокол исследования (№ 2024k007). Размер выборки был рассчитан с помощью G*Power: был выбран t-критерий, и статистический тест был разработан для выявления различий между двумя независимыми выборками. При величине эффекта d = 0.5, α = 0.05 и мощности 0.9 расчеты показали, что в каждую группу должно быть включено не менее 86 испытуемых. Чтобы учесть возможные непредвиденные обстоятельства в ходе исследования, в каждую группу было включено по 116 пациентов. В качестве экспериментальной группы в исследование были включены в общей сложности 116 пациентов с СРК-Д, обратившихся в Народную больницу нового района Пудун города Шанхая в период с июля 2024 по июль 2025 года. Критерии включения были следующими: (1) СРК-Д, соответствующий диагностическим критериям Рим IV; (2) данные колоноскопии, указывающие на отсутствие органических поражений слизистой оболочки. Критерии исключения: (1) пациенты с воспалительными заболеваниями кишечника (ВЗК), колоректальным раком и т. д.; (2) пациенты с сахарным диабетом; (3) пациенты с недавно перенесенными операциями на брюшной полости; и (4) пациенты с тяжелой сердечной, печеночной или почечной недостаточностью. Одновременно с этим в качестве контрольной группы были набраны 116 здоровых добровольцев, соответствующих демографическим характеристикам пациентов, таким как возраст и пол. Было подтверждено, что у здоровых controls отсутствовал анамнез хронических заболеваний желудочно-кишечного тракта или соответствующие клинические симптомы. У всех испытуемых было взято пять миллилитров периферической венозной крови. Затем супернатант был перенесен в ультранизкотемпературный холодильник при -80 °C для криоконсервации перед последующей экстракцией RNA.
Каждый участник в течение 10 дней заполнял опросник для регистрации следующих клинических проявлений: (а) оценка выраженности боли в животе по 10-балльной визуально-аналоговой шкале; (б) частота возникновения болей в животе в период исследования (количество дней с болями); (в) частота дефекации (максимальное количество стульев в сутки); (г) Бристольская шкала формы кала для оценки характеристик стула. Эмоциональное состояние испытуемых оценивали с помощью Госпитальной шкалы тревоги и депрессии (HADS).
Культивирование и моделирование клеток
Клетки Caco-2 регулярно культивировали в модифицированной среде Игла в модификации Дульбекко (DMEM), содержащей 10% фетальной бычьей сыворотки (FBS) и 1% пенициллина-стрептомицина, в инкубаторе при 37 °C и 5% CO₂. Линия клеток Caco-2 спонтанно дифференцируется в поляризованный монослой клеток с плотными контактами и микроворсинками, проявляя морфологические и функциональные характеристики, сходные с характеристиками зрелых эпителиальных клеток кишечника. LPS вызывает воспалительную реакцию и нарушает плотные контакты в эпителии кишечника, увеличивая его проницаемость — процесс, в значительной степени схожий с патологическими признаками СРК-Д. Кроме того, учитывая, что клетки Caco-2, обработанные LPS, широко использовались в предыдущих исследованиях19,20,21 для моделирования воспаления и нарушения барьерной функции, связанных с СРК, для создания модели СРК-Д in vitro в данной работе была выбрана обработка клеток Caco-2 липополисахаридом (LPS). Когда клетки достигали примерно 80% конфлюэнтности, культуральную среду заменяли на полную среду, содержащую 5 µg/ml LPS22, и стимулировали клетки в течение 24 h. В качестве контрольной группы использовали клетки, культивируемые обычным способом без добавления LPS.
Трансфекция клеток
Для исследования роли NEAT1 и miR-29b-3p в клетках Caco-2 была проведена трансфекция клеток Caco-2. Клетки разделили на шесть групп следующим образом: 1. контрольная группа (без обработки); 2. группа LPS; 3. группа LPS + si-NC; 4. группа LPS + si-NEAT1; 5. группа LPS + si-NEAT1 + ингибитор NC; и 6. группа LPS + si-NEAT1 + ингибитор miR-29b-3p. Были разработаны и синтезированы две малые интерферирующие РНК (si-NEAT1), нацеленные на NEAT1: si-NEAT1_1 (5′-GCCTTGTAGATGGAGCTTGC-3′) и si-NEAT1_2 (5′-GUGAGAAGUUGCUUAGAAAUU-3′). В качестве отрицательного контроля использовали siRNA с нецелевой случайной последовательностью (si-NC). Одновременно с этим были синтезированы ингибитор miR-29b-3p и соответствующий отрицательный контроль. Ингибитор miR-29b-3p: 5’-AACACUGAUUUCAAAUGGUGCUA-3’. Отрицательный контроль: 5’-CAGUACUUUUGUGUAGUACAA-3’.
Клетки Caco-2 высевали в 24-луночные планшеты и трансфицировали после достижения конфлюэнтности 60–70% в соответствии с протоколом производителя. Вкратце, 1,25 µL siRNA разводили в 25 µL среды с пониженным содержанием сыворотки для достижения конечной концентрации siRNA 50 nM. Для ингибирования miRNA 2 µL ингибитора miR-29b-3p или его негативного контроля разводили в 25 µL среды с пониженным содержанием сыворотки до конечной концентрации 100 nM. Отдельно 1,5 µL реагента для трансфекции смешивали с 25 µL среды с пониженным содержанием сыворотки. Затем разведенную siRNA (или ингибитор/негативный контроль) смешивали с разведенным реагентом для трансфекции для формирования трансфекционного комплекса, который добавляли к клеткам по каплям. Через шесть часов после трансфекции смесь для трансфекции заменяли свежей полной средой, и клетки инкубировали еще 48 h перед проведением последующих функциональных анализов. Эффективность нокаута или ингибирования подтверждали методом RT-qPCR перед дальнейшими экспериментами.
Количественная полимеразная цепная реакция с обратной транскрипцией в реальном времени (ОТ-кПЦР)
Общую РНК выделяли из образцов сыворотки и клеток Caco-2, подвергнутых указанным воздействиям. Кратко: каждый образец лизировали 1 mL реагента для экстракции РНК и смешивали с 200 µL хлороформа. После центрифугирования при 12,000 × g в течение 15 min при 4 °C верхнюю водную фазу переносили в новую пробирку, смешивали с 500 µL изопропанола и выдерживали при −20 °C в течение 30 min. Затем образцы центрифугировали при 12,000 × g в течение 10 min при 4 °C. Полученный осадок РНК дважды промывали 75% этанолом, высушивали на воздухе и ресуспендировали в 20 µL воды, свободной от РНКаз. Выход и чистоту РНК измеряли с помощью микроспектрофотометра; использовали только образцы со значениями A260/A280 в диапазоне 1.8–2.0. РНК подвергали обратной транскрипции в кДНК согласно протоколу производителя. Для детекции NEAT1, ZO-1, occludin, claudin-2, и GAPDH использовали 1 µg общей РНК на каждую реакцию обратной транскрипции объемом 20 µL, содержащую 1× буфер для ОТ, 0.5 mM dNTPs, 0.5 µM олиго(dT)-праймер, 200 U обратной транскриптазы и воду, свободную от РНКаз. Реакцию проводили при 37 °C в течение 15 min с последующей инактивацией фермента при 85 °C в течение 5 s.
Количественную ПЦР проводили с использованием кДНК в качестве матрицы с помощью системы ПЦР в реальном времени на основе SYBR Green. Уровни экспрессии NEAT1, miR-29b-3p, ZO-1, occludin, и claudin-2 измеряли с использованием ген-специфических праймеров. U6 служил референсным геном для miR-29b-3p, тогда как GAPDH использовали для нормализации NEAT1 и генов плотных контактов. Относительную экспрессию рассчитывали методом 2−ΔΔCt. Последовательности праймеров приведены в Таблице 1.
Анализ жизнеспособности клеток
Клетки Caco-2 в логарифмической фазе роста высевали в 96-луночные планшеты с плотностью 1 × 104 клеток на лунку. Были сформированы холостая контрольная группа (содержащая только культуральную среду), контрольная группа (необработанные клетки) и экспериментальная группа (клетки Caco-2 при различных условиях воздействия), по 5–6 дубликатных лунок в каждой группе. Клетки распределили по четырем временным точкам: 0, 24, 48 и 72 h. Для каждой временной точки готовили отдельный культуральный планшет, чтобы избежать многократного открытия инкубатора во время измерений. По истечении периода культивирования в каждую лунку, избегая образования пузырьков, добавляли 10 µL раствора CCK-8. Затем культуральный планшет помещали в инкубатор при 37 °C и 5% CO₂ и инкубировали в темноте в течение 2 h. Оптическую плотность в каждой лунке измеряли сразу после этого при 450 nm с помощью микропланшетного ридера. В конечном итоге жизнеспособность клеток выражали в процентах.
Анализ апоптоза клеток
Степень апоптоза определяли методом проточной цитометрии после окрашивания Annexin V-FITC/PI. Клетки Caco-2 из каждой группы обработки собирали и дважды промывали ледяным PBS. Центрифугирование проводили при 300 × g в течение 5 min при 4 °C. Осадок клеток ресуспендировали в 100 µL 1× связывающего буфера, после чего последовательно добавляли 5 µL Annexin V-FITC и 5 µL PI. После осторожного перемешивания образцы инкубировали в течение 15 min при комнатной температуре в темном месте. Затем добавляли 300 µL 1× связывающего буфера и аккуратно перемешивали суспензию перед переносом в пробирку для проточной цитометрии объемом 5 mL. Анализ образцов методом проточной цитометрии проводили в течение 1 h.
Трансэпителиальное электрическое сопротивление (TEER)
Проницаемость оценивали путем измерения значений TEER клеток Caco-223. Клетки Caco-2 высевали в камеры Transwell и культивировали в течение 21 дня до образования плотного монослоя. Для каждого экспериментального условия было проведено шесть независимых биологических повторностей и пять технических повторностей. До и после экспериментального воздействия значения TEER для каждой группы измеряли с помощью измерителя трансмембранного сопротивления, используя электроды, стерилизованные этанолом и уравновешенные PBS. Вкратце, длинный стержень электрода погружали в базалатеральную культуральную среду, а короткий — в апикальную культуральную среду, избегая контакта с фильтрующей мембраной. После стабилизации считывали значение сопротивления (Ω) и повторяли измерения до получения трех согласованных показателей. Сопротивление холостых фильтров Transwell (без клеток) измеряли в тех же условиях, и это значение вычитали из всех экспериментальных показаний. TEER (Ω·cm2) = (сопротивление образца – сопротивление холостой пробы) × эффективная площадь мембраны. Данные представлены как: (экспериментальная группа/контрольная группа) × 100%.
Иммуноферментный анализ (ИФА)
Супернатанты клеток Caco-2 из различных групп обработки собирали после 24 ч культивирования. Уровни провоспалительных цитокинов, включая фактор некроза опухоли-альфа (TNF-α), интерлейкин-6 (IL-6), интерлейкин-8 (IL-8) и интерлейкин-1β (IL-1β), измеряли с помощью коммерческих реагентов для ELISA в соответствии с инструкциями производителя. Анализ проводили строго согласно протоколу. Образцы и стандарты вносили в лунки, предварительно покрытые антителами, затем инкубировали и промывали. После этого добавляли биотинилированные детектирующие антитела. После повторной инкубации и промывки добавляли стрептавидин, меченный пероксидазой хрена. В завершение для проявления цвета добавляли субстрат TMB, а реакцию останавливали стоп-раствором. Оптическую плотность каждой лунки измеряли сразу после этого при 450 nm с помощью микропланшетного ридера.
Вестерн-блоттинг
Белки выделяли из клеток Caco-2 после указанных воздействий с использованием буфера RIPA, содержащего ингибиторы протеаз. Концентрацию белка определяли с помощью метода бицинкинонинной кислоты (BCA-тест). В каждую лунку наносили 30 µg белка, который разделяли в 10% SDS-PAGE гелях с последующим переносом на ПВДФ-мембраны. Мембраны блокировали в 5% растворе обезжиренного молока в течение 1 ч при комнатной температуре, затем инкубировали в течение ночи при 4 °C с антителами к ZO-1 (1:1,000), окклюдину (1:500), клаудину-2 (1:1,000) и GAPDH (1:5,000). После промывки мембраны инкубировали с конъюгированными с HRP вторичными антителами в течение 1 ч при комнатной температуре. Полосы детектировали методом усиленной хемилюминесценции (ECL), интенсивность полос анализировали с помощью ImageJ. GAPDH использовали в качестве контроля загрузки.
Двойной люциферазный репортерный анализ (DLR)
Потенциальные сайты связывания miR-29b-3p с последовательностью NEAT1 были предсказаны с помощью базы данных ENCORI (https://rnasysu.com/encori/). Впоследствии фрагменты NEAT1, содержащие сайты связывания дикого типа (WT) или мутантные (MUT) сайты, были клонированы в репортерный вектор pmirGLO. Сконструированная рекомбинантная плазмида была совместно трансфицирована в клетки с мимиками miR-29b-3p (Sense: 5’-UAGCACCAUUUGAAAUCAGUGUU-3’; Antisense: 5’-CACUGAUUUCAAAUGGUGCUAUU-3’) или ингибиторами и соответствующими отрицательными контролями (mimic NC, Sense: 5’-UUCUCCGAACGUGUCACGUTT-3’; Antisense: 5’-ACGUGACACGUUCGGAGAATT-3’). Через 48 часов после трансфекции клетки собирали и определяли активность люциферазы светлячка и люциферазы Renilla с использованием реагента для определения двойной люциферазы. Активность люциферазы Renilla использовали в качестве внутреннего эталона для стандартизации.
Анализ иммунопреципитации РНК (RIP)
Для анализа RIP клетки Caco-2 собирали, промывали PBS и инкубировали на льду в течение 15 мин в 200 µL лизирующего буфера RIP с добавлением ингибиторов протеаз и РНказ. Лизаты клеток центрифугировали при 16,000 × g в течение 10 мин при 4 °C, при этом 10 µL каждого супернатанта оставляли в качестве контрольного образца (input). Для иммунопреципитации 40 µL магнитных бусин Protein A/G перемешивали с 5 µg антител к Ago2 или нормальным IgG в 200 µL промывочного буфера RIP в течение 30 мин при комнатной температуре. После трех промывок 500 µL промывочного буфера RIP 100 µL суспензии бусин объединяли со 100 µL лизата, доводили общий объем до 1 mL промывочным буфером RIP и инкубировали в течение ночи при 4 °C с перемешиванием. Затем бусины промывали пять раз 500 µL промывочного буфера RIP и ресуспендировали в 150 µL того же буфера. Переваривание белков проводили путем добавления 15 µL протеиназы K (20 mg/mL) и 15 µL 10% SDS с последующей инкубацией при 55 °C в течение 30 мин при встряхивании. Супернатант собирали, РНК изолировали с помощью экстракционного реагента и осаждали в течение ночи. Обогащение NEAT1 и miR-29b-3p затем оценивали методом RT-qPCR.
Анализ субклеточной локализации
Клетки Caco-2 разделяли на ядерную и цитоплазматическую фракции с использованием указанного коммерчески доступного реагента для ядерно-цитоплазматического разделения в соответствии с инструкциями производителя. Из этих двух компонентов экстрагировали общую РНК, после чего распределение NEAT1 в ядре и цитоплазме определяли методом RT-qPCR. Калибровку проводили с использованием мРНК U6 (преимущественно ядерной) и GAPDH (преимущественно цитоплазматической) в качестве индикаторов эффективности разделения.
Статистический анализ
Для клинических образцов сыворотки анализ статистической мощности (t-критерий, d = 0.5, α = 0.05, мощность = 0.9) показал, что в каждой группе требуется минимум 86 субъектов. Чтобы учесть возможные непредвиденные обстоятельства в ходе исследования, в каждую группу было включено 116 пациентов для выявления клинически значимых различий. Нормальность распределения данных для непрерывных переменных оценивали с помощью критерия Шапиро-Уилка. Поскольку все непрерывные данные были распределены нормально (P > 0.05), применялся параметрический анализ. Категориальные переменные анализировали с помощью критерия хи-квадрат. Эксперименты на клеточных культурах включали шесть независимых биологических повторностей, по пять технических повторностей для каждой биологической повторности. Данные представлены как среднее значение ± SD. Сравнение двух групп непрерывных переменных проводили с использованием t-критерия Стьюдента, а сравнение нескольких групп анализировали с помощью однофакторного ANOVA с последующим апостериорным тестом Тьюки. Статистическая значимость была определена как P < 0.05.