$$\rightleftharpoonup{xx}$$
$$\longleftharp{xx}$$,
$$\longrightharp{xx}$$,
В этом исследовании использовались только общедоступные, деидентифицированные наборы данных из базы данных Gene Expression Omnibus (GEO). Поскольку работа включала вторичный анализ существующих публичных данных и не включала прямой контакт участников, вмешательство или доступ к идентифицируемой личной информации, дополнительное одобрение этического комитета и информированное согласие не требовались.
Источники данных и предварительная обработка
Вся экспрессия генов и одноклеточный набор данных были получены из базы данныхGEO 24. Для большого депрессивного расстройства использовался набор данных GSE98793, включающий образцы периферической крови 128 пациентов и 64 здоровых контрольных групп. Для дерматомиозита наборы данных отбирались на основе заранее определённых критериев, включая профилирование экспрессии Homo sapiens, чётко определяемые группы заболеваний и контрольных групп, доступную аннотацию платформы для картирования зонда в ген, а также пригодность для анализа обнаружения или валидации. Когда в серии GEO было несколько подтипов воспалительной миопатии, для настоящего исследования были извлечены только дерматомиозит и нормальные контрольные образцы. GSE1551, GSE46239 и GSE128470 использовались в качестве наборов данных для обнаружения и обучения, тогда как GSE5370, GSE39454 и GSE11971 — как независимые наборы валидации. Анализированные в этом исследовании данные дерматомиозита были получены преимущественно из поражённых мышц или кожных тканей, а не из периферической крови. Одноклеточные данные по дерматомиозиту были получены из набора данных GSE190510.
Исходные матрицы выражения скачивались из базы данных GEO вместе с соответствующими файлами аннотации платформы. Идентификаторы зонда были сопоставлены с официальными символами генов согласно аннотации GPL, предоставленной производителем. Зонды, которые нельзя было однозначно сопоставить с одним официальным символом гена, были удалены. Когда несколько зондов отображались в один ген, они схлопывались на уровне гена с использованием среднего значения экспрессии, реализованного функцией 'avereps' в лимма-пакете, создавая таким образом матрицу экспрессии по образцу.
Для снижения смещения, зависящего от интенсивности, и стабилизации дисперсии, при необходимости применялось преобразование log2 в зависимости от распределения значений выражения. Нормализация между массивами затем выполнялась с помощью функции 'normalizeBetweenArrays' в лимма-пакете. Отсутствующие значения, при наличии, вставлялись с помощью импутации ближайших соседей K. Для интегрированных наборов данных по обучению дерматомиозиту пакетная коррекция выполнялась с использованием функции 'ComBat' в пакете sva, при этом набор данных/происхождение платформы рассматривалось как пакетная переменная и группа выборки (дерматомиозит против здорового контроля), включённые в матрицу проектирования для сохранения интересующих биологических вариаций при пакетной корректировке.
Все анализы проводились в R с использованием интегрированной среды разработки для R на настольной операционной системе. Пакет лиммы использовался для суммирования и нормализации зондов. Пакет sva использовался для пакетной коррекции в ComBat. Недостающие значения были введены с помощью импутации ближайших соседей K, при этом k = 10.
Взвешенный анализ коэкспрессии генов
Взвешенный анализ коэкспрессии генов (WGCNA) был проведён отдельно для наборов данных по большому депрессивному расстройству и дерматомиозиту с использованием пакета WGCNAR 25,26. Выборки были иерархически кластеризованы с помощью flashClust для выявления выбросов; Были исключены образцы, превышающие высоту дендрограммы 100, и гены из нижних 25% дисперсии. Для каждой сети с помощью pickSoftThreshold выбиралась степень мягкого порога (β) для достижения приблизительной топологии без масштаба (R2 > 0,8). Матрица смежности была преобразована в топологическую матрицу перекрытия (TOM), а модули идентифицировались с помощью динамического вырезания дерева с минимальным размером модуля 60 и высотой слияния 0,2527. Пакет WGCNA R использовался вместе с flashClust для иерархической кластеризации. Случайное семя было установлено в 12345 для воспроизводимости. Собственные генгены модулей коррелировали со статусом болезни с помощью корреляции Пирсона, при этом P-значения корректировались методом Бенджамини–Хохберга. Для каждого заболевания в качестве ключевого модуля, показывающего наиболее сильную и значимую связь со статусом болезни, сохранялся в качестве ключевого модуля. Пересечение ключевых модулей генов из основного набора данных по депрессивным расстройствам и генами из набора дерматомиозита было определено как кандидат-общий набор генов для дальнейших анализов. Дифференциальный анализ экспрессии интегрированной когорты дерматомиозита был проведён отдельно для характеристики транскрипционных изменений, связанных с дерматомиозитом.
Анализ функционального обогащения
Анализ обогащения генной онтологии (GO) проводился с использованием R. Символы генов были преобразованы в идентификаторы Entrez с помощью org. Hs.eg.db и значительно обогащённые термины GO (p < 0,05) были выявлены с помощью enrichGO в clusterProfiler. Для многомерной визуализации результатов с помощью пакета enrichplot создавались барообразные и пузырьковые графики, а круговой график был построен с помощью пакета circlize для отображения категорий GO, количества генов и коэффициентов обогащения. Легенды были добавлены с пакетом ComplexHeatmap. Анализ обогащения путей дифференциально экспрессированных генов в Киотской энциклопедии генов и геномов (KEGG) также проводился в R. Символы генов были конвертированы в идентификаторы Entrez на основе организации. Hs.eg.db базе данных и значительно обогащённые пути (FDR < 0.05) были идентифицированы с помощью функции enrichKEGG из пакетаclusterProfiler 28,29,30,31. Результаты обогащения визуализировались с помощью графиков баров и пузырьков.
Анализ функциональных ассоциаций на основе GeneMANIA
На основе ранее выявленных общих генов была построена функциональная ассоциация на базе GeneMANIA для изучения контекста взаимодействия между этими генами и их родственными партнёрами. Список генов был отправлен в GeneMANIA с использованием Homo sapiens в качестве эталонного вида. GeneMANIA интегрирует несколько типов доказательств, включая коэкспрессию, физические взаимодействия, пути, ко-локализацию, генетические взаимодействия и общие белковые домены. Получившаяся сеть экспортировалась и импортировалась в платформу визуализации сети для визуализации и анализа. Затем был проведён топологический анализ сети на платформе визуализации сети для визуализации и анализа с целью выявления высокосвязанных кандидатов-узлов32, 33, 34.
Построение диагностической модели на основе машинного обучения
Для диагностической классификации использовались несколько алгоритмов машинного обучения, включая Random Forest (RF), Support Vector Machine (SVM), Linear Discriminant Analysis (LDA), Naive Bayes, Gradient Boosting Machine (GBM), XGBoost, glmBoost, Elastic Net (Enet), Ridge, Least Absolute Rinkage and Selection Operator (LASSO), Stepwise Generalized Linear Model (Stepglm) и Partial Least Squares Regression Generalized Linear Model (plsRglm)35. Для генерации 113 кандидатных комбинаций моделей была применена двухэтапная модельная структура. На первом этапе начальный алгоритм использовался для скрининга переменных в обучающей когорте; На втором этапе сохранённые переменные использовались для соответствия диагностической модели классификации. Модели с ≤5 выбранными переменными были исключены из дальнейшего сравнения. Объединённые наборы данных по дерматомиозиту служили когортой для обучения, с метками, определяемыми как дерматомиозит и здоровые контрольные группы, тогда как независимые валидационные когорты использовались для внешней оценки эффективности. Внутреннее пересэмплирование и настройка были специфичны для алгоритма: модели на основе glmnet (LASSO, Ridge и Elastic Net) использовали 10-кратную кросс-валидацию для выбора lambda.min; GBM использовал 10-кратную внутреннюю кросс-валидацию для определения оптимального количества деревьев; XGBoost использовал пятикратное передискретирование для выбора финального ускоряющего раунда с минимальными лог-потерями в тесте; glmBoost использовал внутреннюю кросс-валидацию на основе cvrisk для определения остановки итерации; а LDA был включён в рамки перекрёстной валидации Caret. Для алгоритмов без явных шагов настройки в данной реализации использовались фиксированные или стандартные настройки пакета. Для снижения утечки информации выбор признаков, подгонка модели и внутренняя настройка выполнялись только с использованием учебной когорты, тогда как валидационные когорты использовались исключительно для независимого прогнозирования и оценки эффективности на основе AUC. Пакет caret использовался для управления рабочими процессами машинного обучения, с glmnet, randomForest, e1071, gbm, xgboost, mboost, plsRglm и MASS для отдельных алгоритмов. Анализ SHAP проводился с использованием пакета shapviz . Случайный сид устанавливался на 12345 перед каждой посадкой модели. Модели с менее чем 5 выбранными функциями были исключены. Интерпретируемость моделей и вклад на уровне генов дополнительно оценивались с помощью SHapley Additive exPlanations (SHAP), а наиболее информативные гены были приоритизированы как кандидаты, выбранные моделью для биологической интерпретации.
Оценка диагностической эффективности
Кривые операционных характеристик приёмника (ROC) были сгенерированы с помощью пакета R "pROC" для оценки диагностической эффективности кандидатов на биомаркеры. Уровни экспрессии и предсказательная точность кандидат-маркеров были подтверждены в независимых наборах данных (GSE5370, GSE11971 и GSE39454). Производительность модели дополнительно оценивалась с помощью матриц путаницы. Дифференциальная экспрессия ключевых модульных генов визуализировала с помощью вулканических и бокс-графиков, а также были построены ROC-кривые для оценки диагностической ценности отдельных генов.
Анализ обогащения множеств генов
Для изучения координированных функциональных изменений, связанных с общими транскриптомными сигналами кандидата, был проведён анализ обогащения множества генов (GSEA) с использованием clusterProfiler36,37. Данные экспрессии генов из дерматомиозита и контрольных образцов ранжировались по дифференциальной экспрессии. Заранее определённые наборы генов, соответствующие путям KEGG (c2.cp.kegg.Hs.symbols.gmt), использовались для оценки того, проявляют ли гены в каждом пути скоординированную тенденцию к повышению или снижению. Статистическая значимость была определена как P < 0,05.
Анализ инфильтрации иммунных клеток
Для иммунной деконволюции использовалась нормализованная, лог2-трансформированная и пакетно корректированная матрица дерматомиозита. Алгоритм CIBERSORT был применён для оценки относительной численности подтипов иммунных клеток с использованием референсной матрицыLM22 38. Образцы с деконволюцией P < 0,05 были сохранены для дальнейшего анализа. Различия в предполагаемых пропорциях иммунных клеток между группами визуализировались с помощью коробочных графиков, а также был проведён анализ корреляции Спирмана для оценки ассоциаций между подмножествами иммунных клеток и кандидатами с общими генами.
Анализ секвенирования РНК для клеточного контекстуализации
Анализы РНК-секвенции отдельных клеток проводились в R с использованием Seurat. Harmony использовался для пакетной коррекции, DoubletFinder — для обнаружения дублетов, celda/decontX — для оценки окружающей РНК, Monocle — для анализа траектории псевдовремени, CellChat — для анализа коммуникации между клетками, AUCell — для оценки активности генетических наборов, а GSVA — для оценки ssGSEA. Исходные матрицы счёта импортировались в объекты Seurat с параметрами min.cells = 5 и min.features = 300. Для каждой клетки были рассчитаны показатели контроля качества, включая пропорции генов митохондриальной, рибосомной и гемоглобина. Клетки сохранялись только при условии, что они соответствовали всем следующим критериям: nFeature_RNA > 500, nCount_RNA < 5 000, percent_mito < 25, percent_ribo > 3 и percent_hb < 1. Гены, обнаруженные менее чем в 3 клетках, были исключены. Кроме того, гены MALAT1 и митохондрий были удалены перед следующим анализом. После начальной фильтрации дублеты были выявлены в каждой выборке с помощью DoubletFinder: PC = 1:30, pN = 0,25; Ожидаемые частоты дублетов устанавливались в зависимости от количества клеток, специфичных для выборки (<4 000 клеток: 2,5%; 4 000–8 000 клеток: 5%; >8 000 клеток: 6,5%). Остались только синглеты. Дополнительное оценение загрязнения окружающей среды РНК было дополнительно оценено с помощью decontX, и клетки с баллами загрязнения < 0,2 сохранялись.
Отфильтрованные данные нормализовались с помощью метода LogNormalize с коэффициентом масштабирования 10 000, после чего следовали идентификация переменных генов, масштабирование данных и анализ основных компонентов. Пакетные эффекты между выборками корректировались с помощью Harmony с orig.ident в качестве пакетной переменной. Первые 15 измерений Harmony использовались для визуализации UMAP и построения графов соседей. Кластеризация проводилась с помощью FindNeighbors и FindClusters, а итоговый результат кластеризации был определён с разрешением 0,05. Типы клеток были аннотированы вручную согласно каноническим маркерным генам вместе с результатамиFindAllMarkers 39.
Для дальнейшей функциональной контекстуализации активность кандидат-генов оценивалась на уровне одной клетки, а соответствующая подгруппа иммунных клеток подвергалась анализу траектории и межклеточной коммуникации. Анализ псевдовремени проводился с использованием Monocle с уменьшением размерности на основе DDRTree и последующим порядком ячеек. Анализ коммуникации между клетками проводился с помощью CellChat с базой данных человеческих лиганд-рецепторов, ограниченной категорией секретируемых сигналов, а коммуникации с участием менее 10 клеток фильтровались.
Для каждой клетки активность кандидат-генов количественно оценивалась с помощью трёх комплементарных подходов: AUCell, ssGSEA и AddModuleScore. Баллы AUCell рассчитывались на основе матриц ранжирования генов, а баллы ssGSEA — с использованием фреймворка GSVA. AddModuleScore вычислялся с помощью встроенной функции Seurat. Полученные значения AUCell, ssGSEA и AddModuleScore затем объединялись в одну матрицу оценок. Каждый тип баллов сначала стандартизировался с помощью Z-баллового преобразования, а затем перемасштабирован до диапазона 0–1 с помощью нормализации min–max. Итоговый составный балл («Scoring») для каждой ячейки определялся как сумма трёх нормализованных оценок:
Оценка = нормализованный AUCell + нормализованный ssGSEA + нормализованный AddModuleScore.
Для анализов подгрупп ниже по цепочке была извлечена подгруппа CD8⁺ Т-клеток, и клетки дихотомизированы по медианному значению Scoring внутри этого подмножества. Клетки с оценочными значениями выше медианы были отнесены к High_Hub_genes группе, тогда как оставшиеся клетки — в Low_Hub_genes-группу.