Все экспериментальные процедуры в данном исследовании проводились в соответствии с Руководством Национальных институтов здравоохранения по уходу и использованию лабораторных животных и были одобрены Институциональным комитетом по уходу и использованию животных (номер одобрения IACUC-2023-0156).
Животные
Самки крыс линии Sprague-Dawley (n = 24, возраст 6 недель, масса тела 180–200 g) были получены из Центра лабораторных животных при профильном учреждении и содержались в контролируемых условиях окружающей среды (температура 22 ± 2°C, влажность 50 ± 10%, 12-часовой цикл свет/темнота) со свободным доступом к стандартному корму для грызунов и очищенной воде. После одного недельного периода акклиматизации животные были случайным образом разделены на три экспериментальные группы (n = 8 в группе): контрольную группу, группу модели СПКЯ и группу терапии ZeLan. Размер выборки был определен на основании предыдущих исследований изменений микробиоты кишечника в моделях СПКЯ; анализ статистической мощности показал, что 8 животных в группе обеспечат 80% мощность для обнаружения 1,5-кратного различия в индексах альфа-разнообразия при α = 0.05.
Создание модели СПКЯ и протокол лечения
Модель СПКЯ была создана с использованием хорошо валидированного протокола, включающего ежедневные подкожные инъекции дегидроэпиандростерона (DHEA; Sigma-Aldrich, USA), растворенного в кунжутном масле, в область затылка в дозе 6 mg/100 g массы тела в течение 21 дня подряд. Контрольные животные получали эквивалентные объемы кунжутного масла в качестве плацебо. Полный график эксперимента включал 7 дней акклиматизации, 21 день индукции модели и 28 дней вмешательства, с финальным отбором проб на 56-й день протокола, включая период акклиматизации (Рисунок 1). Экстракт ZeLan был приготовлен из аутентичного сырья травы Lycopus lucidus Turcz. путем водной экстракции и стандартизирован по содержанию общих флавоноидов на уровне не менее 2,5% методом высокоэффективной жидкостной хроматографии, которая служила критерием химического контроля качества ботанического экстракта. После завершения этапа создания модели с помощью DHEA крысы в группе ZeLan получали экстракт ZeLan путем перорального зондирования в дозе 200 mg/kg массы тела ежедневно в течение 28 дней подряд, в то время как группы Контроля и Модели получали эквивалентные объемы дистиллированной воды. Доза 200 mg/kg была выбрана в качестве исследовательской фармакологической дозы на основе предыдущего опыта работы с ботаническими экстрактами на животных и предварительных соображений переносимости; формальная оценка зависимости «доза-эффект» не входила в план данного исследования. Масса тела регистрировалась еженедельно на протяжении всего экспериментального периода. В данном дизайне эксперимента успешность создания модели СПКЯ оценивалась с помощью протокола индукции DHEA в сочетании с конечными эндокринными и метаболическими фенотипами, включая массу тела, уровень тестостерона в сыворотке крови, соотношение LH/FSH и уровень инсулина натощак. Гистопатологическое исследование яичников, подсчет фолликулов, количественное определение желтых тел и серийный мониторинг эстрального цикла не включались в качестве конечных точек подтверждения модели, и, следовательно, интерпретация дисфункции яичников основывалась на эндокринных и метаболических показателях, а не на прямой оценке на тканевом уровне.
Сбор и обработка образцов
Образцы (сыворотка крови и фекалии) были собраны у всех трех групп (n = 8 в группе) для последующего биохимического анализа, анализа микробиоты и метаболомного анализа. Финальный сбор образцов проводили утром после ночного голодания для снижения вариабельности, связанной с циркадными ритмами и кормлением. Образцы крови собирали из брюшной аорты под воздействием анестезии и центрифугировали при 3,000 × g в течение 15 минут при 4°C для получения сыворотки, которую затем разделяли на аликвоты и хранили при -80°C до проведения гормонального и метаболомного анализов. Свежие образцы фекалий собирали непосредственно из слепой кишки в стерильные криопробирки в асептических условиях; образцы транспортировали на сухом льду, подвергали мгновенной заморозке в жидком азоте в течение 10 минут после сбора и хранили при -80°C до проведения секвенирования гена 16S рРНК.
Измерение уровней гормонов в сыворотке крови
Концентрации тестостерона, лютеинизирующего гормона (LH), фолликулостимулирующего гормона (FSH) и инсулина в сыворотке крови определяли с помощью имеющихся в продаже наборов для иммуноферментного анализа (ELISA) (Cusabio Biotech, Ухань, Китай) в соответствии с инструкциями производителя. Отношение LH/FSH рассчитывали как комплексный показатель дисбаланса гонадотропинов, характерного для СПКЯ. Все образцы анализировали в дублетах; измерения с коэффициентом вариации дублетов более 15% повторяли. Коэффициенты вариации внутри серии и между сериями анализов должны были оставаться ниже 10% и 15% соответственно. Потенциальные выбросы проверяли по исходным записям и данным о работе анализа; ни одно значение не было исключено только на статистических основаниях без документально подтвержденной технической причины.
Секвенирование гена 16S рРНК и биоинформатический анализ
Общая бактериальная геномная ДНК была экстрагирована из содержимого слепой кишки с использованием набора QIAamp DNA Stool Mini Kit (Qiagen, Германия) в соответствии с протоколом производителя. Качество и количество ДНК оценивали с помощью спектрофотометрии NanoDrop и электрофореза в агарозном геле; экстракты ДНК хранились при -80°C до момента конструирования библиотек. Гипервариабельные участки V3-V4 гена 16S рРНК амплифицировали с использованием универсальных праймеров 338F (5'-ACTCCTACGGGAGGCAGCA-3') и 806R (5'-GGACTACHVGGGTWTCTAAT-3') с адаптерными последовательностями Illumina. Библиотеки ампликонов конструировали, очищали, количественно определяли, объединяли в эквимолярных концентрациях и секвенировали на платформе Illumina NovaSeq 6000 (Novogene, Пекин, Китай) с использованием парноконцевых чтений по 250 bp.
Необработанные данные секвенирования обрабатывали с помощью конвейера QIIME2 (версия 2022.2). Парно-концевые чтения подвергали демультиплексированию, объединению и фильтрации по качеству с пороговым значением показателя Phred не менее 20, после чего обрабатывали с помощью DADA2 для удаления химерных последовательностей и генерации вариантов последовательностей ампликонов (ASV). Таксономическую классификацию проводили по эталонной базе данных SILVA 138 с использованием наивного байесовского классификатора. Для оценки разнообразия и богатства внутри образцов рассчитывали показатели альфа-разнообразия, включая индекс Шеннона, индекс Симпсона и оценку Chao1. Данные о глубине секвенирования, включая сводные данные по чтениям, таблицы обилия ASV, покрытие Гуда и файлы кривых разрежения, рассматривали как часть набора данных микробиома, описанного в разделе «Доступность данных». Линейный дискриминантный анализ размера эффекта (LEfSe) использовали для выявления таксонов, ассоциированных с заболеванием, при сравнении групп Control и Model с пороговым значением LDA > 2.0 и P < 0.05; обращение эффекта под действием ZeLan оценивали путем сравнения направления сдвигов обилия таксонов в группе ZeLan относительно группы Model.
Нетаргетный метаболомный анализ
Метаболомный профиль сыворотки крови был получен с помощью ультравысокоэффективной жидкостной хроматографии в сочетании с квадрупольной времяпролетной масс-спектрометрией (UHPLC-Q-TOF-MS; Agilent 1290 Infinity II/6550, США). Образцы сыворотки (100 μL) смешивали с 400 μL холодного метанола:ацетонитрила (1:1, v/v), содержащего внутренние стандарты, перемешивали на вортексе и инкубировали при -20°C в течение 1 часа для осаждения белков. После центрифугирования при 14,000 × g в течение 15 минут супернатанты высушивали в потоке азота и восстанавливали в 100 μL ацетонитрила:воды (1:1, v/v) для последующего анализа. Хроматографическое разделение проводили на колонке ACQUITY UPLC HSS T3 (2.1 × 100 mm, 1.8 μm) при температуре 40°C, используя в качестве подвижной фазы A воду, содержащую 0.1% муравьиной кислоты, и в качестве подвижной фазы B ацетонитрил, содержащий 0.1% муравьиной кислоты, при скорости потока 0.30 mL/min. Для разделения метаболитов использовали программу градиента с увеличением доли органической фазы от 5% до 95% с последующей промывкой и реэквилибрацией колонки. Данные масс-спектрометрии регистрировали как в режиме положительной, так и в режиме отрицательной ионизации электрораспылением в диапазоне m/z 50–1200; параметры источника включали: напряжение на капилляре 3.5 kV, поток осушающего газа 10 L/min, температура осушающего газа 325°C, давление распылителя 35 psi и напряжение фрагментатора 120 V.
Файлы с необработанными данными были конвертированы в формат mzXML и обработаны с использованием пакета XCMS в среде R для детектирования пиков, выравнивания времени удерживания и интегрирования площади пиков. Для мониторинга стабильности прибора в аналитическую последовательность на разных этапах были включены образцы контроля качества, приготовленные путем объединения равных аликвот всех экстрактов сыворотки. Признаки с избыточным количеством пропущенных значений или нестабильной воспроизводимостью в контрольных образцах были удалены перед статистическим моделированием. Идентификация метаболитов проводилась путем сопоставления точной массы, времени удерживания и паттернов MS/MS-фрагментации с данными Human Metabolome Database (HMDB), METLIN и внутренними спектральными библиотеками. Многомерный статистический анализ выполняли с помощью MetaboAnalyst 5.0. Признаки метаболитов, отобранные для последующего представления, приоритизировались на основе комбинированного критерия, включающего вклад в многомерную дискриминацию, направление изменения кратности (fold-change) и статистическую значимость; значения P были скорректированы с использованием метода Бенджамини-Хохберга для учета множественного тестирования. Полная аннотированная таблица результатов, содержащая 52 признака метаболитов, представлена в Supplementary Table 1. Анализ обогащения метаболических путей проводили с использованием базы данных Kyoto Encyclopedia of Genes and Genomes (KEGG).
Статистический анализ
Весь статистический анализ был выполнен с использованием программы SPSS версии 26.0 (IBM Corporation, Armonk, NY, USA) и программного обеспечения R (версия 4.2.1). Непрерывные данные были представлены как среднее значение ± стандартное отклонение (SD); перед проведением инференциального анализа нормальность распределения данных оценивали с помощью теста Шапиро-Уилка. Для данных с нормальным распределением для сравнения нескольких групп использовали однофакторный дисперсионный анализ (ANOVA) с последующим апостериорным тестом Тьюки; для данных без нормального распределения применяли критерий Краскела-Уоллиса с последующим апостериорным тестом Данна. Корреляции между таксонами кишечных микробов и метаболитами сыворотки оценивали с помощью коэффициента ранговой корреляции Спирмена и визуализировали в виде иерархически кластеризованных тепловых карт. P-значения корреляций корректировали для множественного тестирования с помощью метода контроля ложных открытий Бенджамини-Хохберга; интерпретировались только те корреляции, которые были согласованны по направлению и статистически значимы. Двустороннее P-значение < 0.05 считалось статистически значимым, если не был указан скорректированный порог P-значения.