Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Модель хирургической раны кожи крыс: подход к исследованиям заживления ран и оценке биоматериалов

392 просмотров

⸱

DOI:

10.3791/71306

⸱

21 июля 2026 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biological Sciences, State University of Santa Cruz, 2Department of Agricultural and Environmental Sciences, State University of Santa Cruz, 3Division of Infectious Diseases and Geographic Medicine, Department of Medicine, Stanford University School of Medicine

В этой статье

Краткое содержание

Описывается модель раны на коже крысы, позволяющая оценивать различные терапевтические препараты при физиологических или патологических состояниях на различных стадиях процесса заживления. Кроме того, подробно описан протокол проведения ручной планометрии для контроля скорости сокращения раны во время восстановления тканей.

Аннотация

Заживление ран на коже — это сложный биологический процесс, включающий скоординированные фазы воспаления, пролиферации и ремоделирования. Учитывая необходимость лучшего понимания основополагающих механизмов заживления ран, для углубления знаний об этом процессе и содействия разработке новых терапевтических подходов широко используются на животных. В таких моделях часто применяется индукция кожных ран с помощью биопсии пуншом, так как это приводит к стандартизированным поражениям. Однако эта техника ограничивает поражение круглой формой, что может быть неподходящее для некоторых экспериментальных целей. В этом контексте представлен простой, воспроизводимый хирургический протокол для индуцирования полнотолщинных эксцизионных кожных ран у крыс с использованием стандартизированной квадратной модели на фланге. Эта методология позволяет создавать поражения различных размеров и геометрий, обеспечивая большую экспериментальную гибкость, адаптированную к конкретным целям каждого исследования, и обеспечивая мониторинг процесса заживления в физиологических или патологических условиях. Кроме того, описан метод мониторинга скорости сокращения раны с помощью ручной планиметрии. Хотя выполнение этого протокола требует внимания к деталям и технической компетентности, продвинутые хирургические навыки не требуются.

Введение

Заживление кожных ран — это сложный и скоординированный биологический процесс, включающий несколько скоординированных событий, направленных на восстановление целостности тканей. Это явление развивается через различные, но перекрывающиеся фазы, которые включают гемостаз и воспаление, пролиферацию иремоделирование 1. Воспалительная фаза начинается через несколько минут после образования раны, достигает пика в период от 24 до 48 часов после травмы и включает набор иммунных клеток и высвобождение воспалительных медиаторов. Пролиферативная фаза характеризуется повторной эпителизацией и формированием грануляционной ткани, начиная через 4–5 дней после травмы и потенциально продолжаясь неделями. Наконец, рана входит в фазу ремоделирования, которая начинается на третьей неделе после травмы и может длиться месяцами или годами, характеризующаяся реорганизациейтканей 2. Когда заживление не проходит нормально, это может привести к хронической ране, которая создаёт значительную нагрузку как для пациента, так и для системыздравоохранения 3, что подчёркивает необходимость разработки новых терапевтических подходов.

Создание эксцизионной раны путём хирургического удаления всех слоёв кожи (эпидермиса, дермы и подкожной ткани) у животного позволяет исследовать воспаление, формирование грануляционной ткани, реэпителизацию, ангиогенез и процессремоделирования 4. За последние десятилетия внедрение моделей заживления ран позволило совершить множество открытий, расширяя знания и понимание молекулярных и клеточных событий, способствующих этомупроцессу 5. Модели in vivo остаются самыми предсказывающими инструментами для изучения восстановления ран у человека, поскольку они более точно отражают полную микросреду заживления благодаря наличию нескольких типов клеток, сигналам окружающей среды и паракриннымвзаимодействиям 6. В этом контексте крысы и мыши широко используются благодаря их простоте обращения иухода.

В этих моделях для индуцирования хирургических ран часто применяются биопсии, поскольку они обеспечивают стандартизированные удаления. Следовательно, большинство экспериментальных моделей, описанных в литературе, основаны на установлении круговыхпоражений 7—12. Хотя этот подход широко признан, использование альтернативных геометрий может разнообразить методологические подходы для исследований заживления ран. В этом отношении создание ран с помощью скальпеля позволяет создавать поражения разного размера и определённых форм, выходящих за рамки стандартного кругового рисунка, используемого в биопсиях13, 14, 15, 16, 17, 18. Кроме того, сравнительные исследования на животных моделях показали, что разрезы скальпелем наносят меньшее первоначальное повреждение тканей по сравнению с другимиметодами 19.

Этот протокол описывает альтернативную хирургическую методику для индуцирования полнотолщинных эксцизионных кожных ран у крыс с использованием модели квадратного поражения на фланге. Представленный подход способствует стандартизации области поражения и мониторингу процесса восстановления тканей. Кроме того, он применим к исследованиям, направленным на оценку влияния различных терапевтических стратегий и биоматериалов на различных стадиях заживления кожи при физиологических или патологических условиях.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все экспериментальные процедуры были одобрены Этическим комитетом по использованию животных (CEUA) Государственного университета Санта-Крус (UESC). Крысы вистар (Rattus norvegicus) были получены в Лаборатории разведения, содержания и экспериментов животных (LaBIO)/Animal Facility при UESC в соответствии с протоколом CEUA/UESC No 010/25. Все процедуры на животных проводились в соответствии с Руководством NIH по уходу и использованию лабораторных животных и соответствовали институциональным рекомендациям по благополучию животных и этическому использованию. Общий дизайн экспериментального протокола показан на рисунке 1, а материалы и оборудование, используемые в этом протоколе, подробно описаны в Таблице материалов, доступных как дополнительный материал.

figure-protocol-1
Рисунок 1: Экспериментальная разработка протокола индукции кожной раны в моделях крыс. (A) После седации на животных — бритье экспериментальную область; (B) индуцировать анестезию в камере с изофлюраном и, при потере рефлексов, поддерживать адекватную анестезию с помощью маски для лица; (C) провести антисептику на выбритой области, определить размеры поражения с помощью суппорта и создать хирургическую рану стерильным скальпелем; (D) защитить поражение прозрачной плёнкой и выполнить ручную планиметрию с помощью клеевой подложки; (E) вводить послеоперационную анальгезию трамадолгидрохлоридом каждые 12 часов в течение 3 дней; (F) применять экспериментальное лечение через 24 часа после индукции раны; (G) провести эвтаназию в ранее установленный экспериментальный момент и приступить к сбору образцов и планиметрическому отслеживанию для последующих анализов. Эта фигура была создана авторами с помощью BioRender. Гальван, М. (2026) https://BioRender.com/jsiygmf. К ней прилагается лицензия на публикацию. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этой фигуры.

1. Животные и обращение

  1. Используйте взрослых самцов крыс Wistar возрастом от 2 до 3 месяцев.
  2. За день до операции убедитесь, что клетки для животных чисты и дезинфицированы, а также маркируйте их в соответствии с экспериментальными группами.
  3. В день операции взвесьте каждое животное с помощью цифровых весов и запишите значения.
  4. Случайным образом распределяйте животных по ранее продезинфицированным и подписанным клеткам, учитывая вместимость жилья для обеспечения благополучия животных.
  5. С помощью тонкого перманентного маркера определите каждое животное на хвосте по его экспериментальной группе и номеру, обеспечивая прослеживаемость на протяжении всего эксперимента.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В этом протоколе также могут использоваться самки, в зависимости от наличия животных в учреждении и конкретных целей исследования. Рекомендуется буквенно-цифровая идентификация животных, при этом буква указывает экспериментальную группу, а число — животное. например, A1 относится к группе A, животному 1.

2. Предоперационная процедура

  1. Седация
    1. Заранее подготовьте: хлопок, 70% этанола, один шприц объёмом 1 мл с иглой на каждого животного, сульфат морфина (10 мг/мл) и подготовьте камеру CO₂.
    2. Проведите антисепсис в области живота животного с применением 70% этанола и хлопка. В качестве преданестезиологического препарата вводите сульфат морфина в дозе 5 мг/кг (10 мг/мл) внутрибрюшно в нижний правый квадрант живота.
    3. Через десять минут после применения до анестезии поместите животное в камеру CO₂.
      ВНИМАНИЕ: Сульфат морфина, иглы, системы воздействия CO₂ и 70% этанола должны обрабатываться исключительно обученным персоналом с использованием соответствующих средств индивидуальной защиты (СИЗ), включая перчатки, лабораторный халат и защитные очки. Иглы и шприцы должны быть выбрасываны в утверждённые контейнеры для острых предметов, а химические и биологические отходы — в соответствии с институциональными нормами по биобезопасности и опасным отходам.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Во время 10-минутного ожидания проведите анестезию в камере CO₂ и подготовьте область раны.
  2. Процедура анестезии
    1. Подготовьтесь заранее: ингаляционный анестетик изофлураном 4 V% (объёмный процент), камера CO₂ и 1 термический одеяло.
    2. Индуцировать анестезию изофлураном при концентрации 4 V% в камере CO₂.
    3. После потери рефлексов переносите его из камеры CO₂ в маску лица.
    4. Поддерживайте анестезию изофлурана при 2 V% или концентрации, необходимой для поддержания хирургической анестезии, с потоком свежего газа 50 мл/мин.
    5. Во время процедуры поддерживайте температуру тела животного с помощью термопледа.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Адекватная хирургическая анестезия считается достигнутой, когда у животного нет рефлекторных реакций, включая отсутствие отмены на межцифровую механическую стимуляцию, а также регулярные дыхательные движения и отсутствие произвольных движений тела на протяжении всей процедуры.
      ВНИМАНИЕ: Изофлуран — это летучий анестетик, который несёт риск ингаляционного воздействия. Поэтому настоятельно рекомендуется проводить её с помощью анестезиологической системы с достаточной вентиляционной вентиляцией. Кроме того, операторы должны носить средства индивидуальной защиты, включая халаты, перчатки, маски и кепки. Постоянный мониторинг плоскости анестезии и температуры тела на протяжении всей процедуры необходим. Остаточные анестетические материалы и загрязнённые одноразовые материалы должны быть утилизованы в соответствии с институциональными нормативами по химическим и биологическим отходам.
  3. Подготовка места ранения
    1. Подготовьте заранее: марлевые губки, лезвие из нержавеющей стали, 70% этанола и 10% повидон-йода или 0,2% водного хлоргексидана.
    2. Нанесите марлевую губку и мыло на левый бок животного.
    3. На хирургическом столе разместите животное в правый боковой декубитус.
    4. Сбрийте левый бок лезвием из нержавеющей стали или электрической бритвой.
    5. Проведите предоперационный антисепсис на выбритой области с помощью марлевой губки и 70% этанола (три раза), затем марлевой губкой и 10% повидон-йода или 0,2% водного хлоргексидина (трижды).
      ВНИМАНИЕ: Острые предметы следует обращаться с осторожностью и после использования утилизировать в подходящие жёсткие контейнеры. Кроме того, описанные химикаты следует использовать рекомендованные средства индивидуальной защиты и избегать контакта с глазами и слизистыми оболочками. Использованные лезвия должны быть выброшены в утверждённые контейнеры для острых предметов, а загрязнённые марли, остатки антисептика и биологические материалы должны утилизироваться в соответствии с институциональными нормами по биобезопасности и опасным отходам.

3. Индукция кожной раны

  1. Заранее подготовьтесь: 1 суппорт, 1 тонкий перманентный маркер, марля и стерильные хирургические инструменты (лезвие скальпеля No23, ножницы Mayo и анатомические щипцы)
  2. Используя суппорт и перманентный маркер, обозначьте четыре равноудаленных точки на коже, обведя квадрат размером 1 x 1 см.
  3. Создайте хирургическую рану, полностью удаляя кожу в определённой области с помощью стерильного лезвия скальпеля No23, ножниц Mayo и стерильных анатомических щипцов, обнажая подкожную ткань и подлежащие мышцы.
  4. Добиться гемостаза в месте с помощью стерильной марли, мягко давить непосредственно на рану, пока кровотечение не прекратится.
    ВНИМАНИЕ: Кровь и ткани должны считаться потенциально инфекционными биологическими отходами. Следуя процедуре, обеспечьте правильную утилизацию в соответствии с институциональными стандартами биобезопасности.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что на протяжении всей процедуры индукции раны применяются соответствующие асептические методы. Для персонала обязательны средства индивидуальной защиты (СИЗ), включая сетку для волос, перчатки, маску и лабораторный халат, а также использование стерильных хирургических инструментов.

4. Ручная планиметрия области раны

  1. Подготовьте заранее: прозрачная плёнка, лист белой бумаги (8,5 × 11 дюймов), тонкий перманентный маркер и прозрачная клейкая лента.
  2. Вырежьте прямоугольники прозрачной пленочной повязки размером 5 x 3,5 см и закройте всю рану.
  3. На белом листе укажите группу (например, группа A), животное (например, A1, A2, A3, A4) и день сбора планиметрии раны. Присвоим D0 планиметрии, полученной в день индукции раны, а DX — планиметриям, собранным в соответствующий день эвтаназии (например, D3, D7, D14, D21).
  4. Используйте прозрачную плёнку, чтобы записать область раны и перенести её на бумагу для письма. Для этого разместите плёнку поверх раны и, используя тонкий перманентный маркер, выполните ручную планиметрию, обведя весь контур раны.
  5. Используя прозрачную клейкую ленту, прикрепите полученную планиметрию к буквенной бумаге в соответствии с её идентификацией (группа/животное/день). Планиметрии будут использоваться для мониторинга области раны и определения скорости сокращения на протяжении всего эксперимента.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Рекомендуется использовать повязки для предотвращения драк между животными, чрезмерного облизывания повреждённой области и каннибализма, который может усугубить раны или помешать заживлению. D0 соответствует дню индукции раны (базовый уровень). Временные точки D3, D7, D14 и D21 указывают на дни после индукции (3-й, 7-й, 14-й и 21-й), в которые проводятся эвтаназия и сбор планиметрии животных, что позволяет контролировать фазы заживления в период воспалительного и пролиферативного и ремоделирующего периодов.

5. Немедленная послеоперационная помощь

  1. Заранее подготовьте трамадол-гидрохлорид и выделите один стерильный шприц объёмом 1 мл с иглой для каждого животного, обеспечивая строгие асептические условия. Также подготовьте креповые бинты и медицинскую ленту для защиты ран.
  2. Начинайте обезболивание с 5 мг/кг трамадола гидрохлорида (50 мг/мл) подкожно каждые 12 часов и поддерживайте в течение 3 дней.
  3. Обмотайте область хирургической раны креповым бинтом и закрепите её медицинской лентой для защиты раны.
  4. Поместите крысу в отдельную клетку и контролируйте её, чтобы обеспечить восстановление после анестезии и операции.
  5. После восстановления верните животное в соответствующую клетку.

6. Лечение

  1. После 24 часов индукции раны начните необходимые экспериментальные процедуры, меняя повязки ежедневно.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Продолжительность лечения зависит от каждого конкретного экспериментального протокола.

7. Эвтаназия

  1. Провести эвтаназию на выделенном образце каждой группы в соответствии с протоколом, утверждённым комитетом по этике животных.
  2. После подтверждения смерти выполните ручную планиметрию раны, как описано в шаге 4.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В этом исследовании эвтаназия была вызвана обезглавливанием с помощью гильотины, подходящего для грызунов, выполняемого обученным персоналом в строгом соответствии с институциональными этическими и добробытными рекомендациями. Смерть была подтверждена отсутствием дыхательных движений, сердцебиения и рефлекторных реакций после процедуры.

8. Измерение области поражения

  1. Для оценки области поражения требуется программное обеспечение для анализа изображений. Кроме того, для измерения и мониторинга раны необходимы ручная планиметрия раны и миллиметровая линейка.
  2. Скачайте выбранное программное обеспечение для анализа изображений и, при необходимости, создайте аккаунт для доступа к платформе.
  3. Перед началом анализа выберите две неподвижные точки (например, A и B) на планиметрическом изображении с помощью миллиметровой линейки измерьте расстояние между этими точками и отдельно запишите полученное значение (Рисунок 2, шаг A).
  4. Сфотографируйте ранее ограниченные планиметрии с вышеупомянутыми точками. Сохраняйте файлы с соответствующими идентификациями экспериментальных групп (рисунок 2, шаг B).
  5. Откройте платформу для анализа изображений и начните обследование области раны.
  6. Когда изображение открыто в программном обеспечении, используйте курсор или сенсорный экран смартфона, чтобы отметить новые точки, накладывая их поверх ранее созданных, идентифицируя области A и B (рисунок 2, шаг B).
  7. Программа автоматически установит линию между точками A и B и запросит измерение в миллиметрах или сантиметрах, полученное линейкой. Введите это измерение в программу, затем нажмите «измерить».
  8. Программа автоматически обнаружит область раны и предоставит данные о длине, ширине, периметре, площади и глубине раны. В планиметрии информация о «глубине» будет недоступна (рисунок 2, шаг C).
  9. Сохраняйте изображения вместе с сгенерированными анализами и экспортируйте их в нужное место.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Оценка области раны, описанная в этом протоколе, была проведена с использованием коммерчески доступного программного обеспечения для анализа изображений, указанного в Таблице материалов. Однако аналогичные платформы анализа изображений, способные измерять рану и цифровую планиметрию, также могут использоваться в зависимости от предпочтений пользователя и доступности учреждения. Если программное обеспечение не обнаруживает автоматически изображение планиметрии или если контур отличается от визуального наблюдения в планиметрии, рекомендуется укрепить контур для облегчения распознавания области. Это можно достичь с помощью контрастного цвета (например, красного) и нанесения текстуры на внешнюю область примерно 4см 2. Фотографии планиметрических трассировок можно загружать непосредственно из галереи устройства или снимать с помощью камеры для последующего анализа программного обеспечения.

figure-protocol-2
Рисунок 2: Измерение области поражения с помощью ImitoWound. (A) На ручной планиметрии отметьте две точки (A и B) и измерьте расстояние (x) между ними с помощью миллиметровой линейки; (B) загрузить изображение поражения в программное обеспечение и обозначить те же ранее определённые точки (A и B), наложив их на оригиналы; вводить ранее собранное измерение (x) для калибровки масштабов; (C) дать программному обеспечению приступить к измерению площади поражения; Ждите, пока значение площади будет автоматически вычислено и предоставлено системой. Эта фигура была создана авторами с помощью BioRender. Лесса да Силва, М. (2026) https://BioRender.com/dzko62t. К ней прилагается лицензия на публикацию. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этой фигуры.

9. Определение скорости сокращения раны 

  1. После определения площади раны в оценённых временных точках используйте эти данные, чтобы рассчитать скорость сокращенияраны 20 с помощью следующего уравнения:
    FF (%) = [(A0 - A x) ÷ A0 ] × 100 (1)
    где A₀ = область раны на день 0 ; A x = область раны в день эвтаназии; FF = доля закрытия раны

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

В этом эксперименте в качестве эталонного метода использовался сульфадиазин серебра. Средство наносили на ложо раны через 24 часа после индукции поражения. Выбор серебряного сульфадиазина основывался на его хорошо зарекомендовавшем клиническом применении в качестве антимикробного средства и в лечении кожных ран. Данные представлены как медианный и межквартильный диапазоны, при этом n = 5 животных на экспериментальную точку времени. Рисунок 3A иллюстрирует ма...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Хотя знания о заживлении ран человека значительно продвинулись, внутренние трудности и ограничения делают использование экспериментальных моделей необходимым для исследований в этойобласти 4. В этом контексте настоящая программа протокола была направлена на описание модели высечения раны всей толщины, вызванной скальпелем на боку крыс, как альтернативной методологией традиционным методам. Дорсальная область, связанная с использованием круговых пуншированных биопси...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы не заявляют о конкурирующих интересах.

Благодарности

Мы с благодарностью выражаем признательность Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado da Bahia (FAPESB) и Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES) за поддержку стипендии; Pró-Reitoria de Pesquisa e Pós-Graduação (PROPP/UESC), аспирантуру по биологии и биотехнологии микроорганизмов (PPGBBM/UESC), за финансовую поддержку. Мы также благодарим Ветеринарную больницу (HVET/UESC) за предоставление операционной и оборудования.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Спирт (этанол 70%)DinâmicaP.01.0024.006.06.81Антисептика
Анатомические щипцыSigma-AldrichF3892Нержавеющая сталь
БинтЛюбойНе применимоЗащита ран
ШтангенциркульMitutoyo530-104Ограничение ран
0,2% водный антисептический раствор хлоргексидинаRiohexНе применимоАнтисептика
Коробка CO2BontherD149F1LYSZИндукция анестезии 
Креповая повязка Cremer81876515 см x 1,25 м
Одноразовые латексные перчаткиDescarpake0530101Нестерильные
Марлевая повязка Cremer8193427,5 x 7,5 см
Гиподермическая шприцевая иглушкаDercarpack e03242011 мл с иглой
ImageJImage Jhttps://imagej.net/ij/Планиметрическое измерение
ImitoWound ImitoWoundhttps://imito.io/pt/imitowoundПланиметрическое измерение
Сложенный пополам полотенцевальный пакет Scott Smart48260Общая уборка
Изофлуран Cristália7.89668E+12Ингаляционный анестетик
Латексные перчатки для процедурЛатексные перчатки для процедур Латексные перчатки для процедурИндивидуальные средства защиты
Жидкое мылоЛюбойНе применимоЧистка области ран
Прямые майо-ножницы, острые/острыеFine Science Tools14001-12Нержавеющая сталь
Миллиметровая линейкаЛюбойНе применимо
Сульфат морфина Sigma-AldrichM8777Инъекционный раствор 1 мг/мл
Лист бумаги ЛюбойНе применимо
Перманентный маркерЛюбойНе применимоРазметка на коже
Повидон-йодRioquimicaZK48BN72EАнтисептик
Лемма скальпеля № 23Descarpak740801Нержавеющая сталь
Ручка скальпеля № 4Sigma-AldrichНе применимоНержавеющая сталь
Лезвие бритвы из нержавеющей сталиWilkinsonN/AУдаление волос
Стерильная хирургичесная перчаткаDescarpake0212101Стерильные
Хирургические маскиЛюбойНе применимоНестерильные
Гидрохлорид трамадолаUniãoQuímica7.89601E+12Solução injetável 50 мг/мл
Прозрачный плёночный повязочный материалVital derme 150315 см x 10 м
Прозрачный полипропиленовый лейкопластырьПрозрачный полипропиленовый лейкопластырь Прозрачный полипропиленовый лейкопластырьЗащита ран
Ветеринарный термодек тёплой ковриком с ПВХ-покрытиемPrevtechMSO2VT001Поддержание температуры тела 
Водонепроницаемый лейкопластырьCremer81911310 см x 4,5 м

Ссылки

  1. Lin X, Lai Y. Skin scarring: mechanisms and therapies. Int J Mol Sci. 2024;25(3):1458.
  2. Desjardins-Park HE, Mascharak S, Longaker MT, Wan DC. Endogenous mechanisms of craniomaxillofacial repair: toward novel regenerative therapies. Front Oral Health. 2021;2:676258.
  3. Han G, Ceilley R. Chronic wound healing: a review of current management and treatments. Adv Ther. 2017;34(3):599-610.
  4. Benito-Martínez S, Pérez-Köhler B, Rodríguez M, Izco JM, Recalde JI, Pascual G. Wound healing modulation through the local application of powder collagen-derived treatments in an excisional cutaneous murine model. Biomedicines. 2022;10(5):960.
  5. Elliott S, Wikramanayake TC, Jozic I, Tomic-Canic M. A modeling conundrum: murine models for cutaneous wound healing. J Invest Dermatol. 2018;138(4):736-740.
  6. Chen JS, Longaker MT, Gurtner GC. Murine models of human wound healing. Methods Mol Biol. 2013;1037:265-274.
  7. Rowland MB, Moore PE, Bui C, Correll RN. Assessing wound closure in mice using skin punch biopsy. STAR Protoc. 2023;4(1):101989.
  8. De Moura Estevão LR, et al. Morphological evaluation of wound healing events in the excisional wound healing model in rats. Bio-protocol. 2019;9(13):e3285.
  9. Ansell DM, Campbell L, Thomason HA, Brass A, Hardman MJ. A statistical analysis of murine incisional and excisional acute wound models. Wound Repair Regen. 2014;22(2):281-287.
  10. Masson-Meyers DS, Andrade TAM, Caetano GF, Guimaraes FR, Leite MN, Leite SN, et al. Experimental models and methods for cutaneous wound healing assessment. Int J Exp Pathol. 2020;101(1-2):21-37.
  11. Chen Y, Chen X, Zhou Q. Different effects of a perioperative single dose of dexamethasone on wound healing in mice with or without sepsis. Front Surg. 2023;10:927168.
  12. Zhao J, Zhang S, Gong Z, Mao W, Bao W, Li Q, et al. NLRP3: a key regulator of skin wound healing and macrophage-fibroblast interactions in mice. Cell Commun Signal. 2025;23:55.
  13. Liu T, Qiu C, Ben C, Li H, Zhu S. One-step approach for full-thickness skin defect reconstruction in rats using minced split-thickness skin grafts with Pelnac overlay. Burns Trauma. 2019;7:19.
  14. Nayak BS, Maiya A, Kumar P. Influence of Helium-Neon laser photostimulation on excision wound healing in Wistar rats. Online J Biol Sci. 2007;7:89-92.
  15. Adhirajan N, Shanmugasundaram N, Shanmuganathan S, Babu M. Collagen-based wound dressing for doxycycline delivery: in vivo. evaluation in an infected excisional wound model in rats. J Pharm Pharmacol. 2009;61(12):1617-1623.
  16. Goorani S, Zangeneh MM, Koohi MK, Seydi N, Zangeneh A, Souri N, Hosseini MS. Assessment of antioxidant and cutaneous wound healing effects of Falcaria vulgaris aqueous extract in Wistar male rats. Comp Clin Pathol. 2019;28(2):435-445.
  17. Yassine KA et al. A topical ointment formulation containing powder of Lawsonia inermis leaves accelerates excision wound healing in Wistar rats. Vet World. 2020;13(7):1280-1287.
  18. Kuma DN, et al. Wound healing properties and antimicrobial effects of parkia clappertoniana keay fruit husk extract in a rat excisional wound Model. Biomed Res Int. 2022;2022:9709365.
  19. Wu AY, et al. Comparison of skin incision healing in swine made with a cold steel scalpel, a standard electrosurgical blade, and a novel tissue dissector. Med Res Innov. 2017;1(5):1000124.
  20. Ahmadi H, et al. Photobiomodulation-preconditioned diabetic stem cell transplantation accelerates ischemic wound healing in diabetic rats. Stem Cell Res Ther. 2020;11(1):494.
  21. Zhou Q, et al. Porous sodium carboxymethylamide microspheres for hemostasis and skin wound healing. ACS Appl Bio Mater. 2025;8(4):3076-3085.
  22. Corrêa JMX, et al. Treatment of surgical wounds in rats with copaiba oil-resin (Copaifera reticulata). Rev Bras Ciênc Vet. 2021;28(4):184-189.
  23. Huang L, et al. Topical administration of acyl homoserine lactone improves epithelialization of cutaneous wounds in hyperglycemic rats. PLoS One. 2016;11(7):e0158647.
  24. Dunn L, Prosser HC, Tan JT, Vanags LZ, Ng MK, Bursill CA. Murine model of wound healing. J Vis Exp. 2013;(75):e50265.
  25. Davidson JM, Yu F, Opalenik SR. Immobilization strategies to overcome wound contraction in experimental animal models. Adv Wound Care. 2013;2(4):142-148.
  26. Zhang Y, et al. Establishment and translational evaluation of animal models for skin wound healing: a systematic review. Front Physiol. 2026;17:1800001.
  27. Rizzo AE, Beckett LA, Baier BS, Isseroff RR. The linear excisional wound: an improved model for human ex vivo wound epithelialization studies. Skin Res Technol. 2012;18(1):125-132.
  28. Can H, et al. Clinical, histopathological, and immunohistochemical investigations of the effects of Aloe vera (Aloe barbadensis Miller) on open wound healing in rats. Pak Vet J. 2025;45(3):1135-1145.
  29. Shehasina KA, et al. Comparison of manual and digital planimetry techniques in full-thickness cutaneous wounds in dogs. Int J Vet Sci Anim Husb. 2024;9(2):603-607.
  30. Gill R, Poojar B, Bairy LK, Praveen KSE. Comparative evaluation of wound healing potential of Manuka and Acacia honey in diabetic and non-diabetic rats. J Pharm Bioallied Sci. 2019;11(2):116-126.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Биологиявыпуск 233выпуск 233пустое значениевыпускраны и травмыожогиреэпителизациятрансплантациявосстановление тканеймодели заболеванийкрысыWistar
Модель хирургической раны кожи крыс: подход к исследованиям заживления ран и оценке биоматериалов
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.