Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Метод среза внутри камеры для количественного определения летучих веществ, выделяющихся при повреждении листьев, и газообмена в режиме реального времени

96 просмотров

⸱

11 сентября 2026 г.

 ,  ,  , 
1Institute of Agricultural and Environmental Sciences, Estonian University of Life Sciences, 2Estonian Academy of Sciences

В этой статье

Краткое содержание

Данный протокол представляет собой стандартизированный метод разреза внутри камеры для определения момента начала, времени достижения пика и кинетики эмиссии летучих веществ, индуцированной повреждением, в сочетании с одновременным измерением газообмена.

Аннотация

Летучие органические соединения (ЛОС), выделяемые листьями растений, играют ключевую роль в передаче сигналов о стрессе, взаимодействиях растений с атмосферой и защитных механизмах растений. Среди них ЛОС, индуцируемые повреждением (wVOCs), эмитируются в течение нескольких секунд после механического повреждения, поедания насекомыми или воздействия факторов окружающей среды. Динамика их эмиссии сильно зависит от времени, степени тяжести и способа повреждения тканей. Тем не менее, точный количественный анализ остается сложной задачей из-за механических артефактов, переменных условий экспозиции и задержек между моментом повреждения и измерением. В данной работе представлен стандартизированный протокол иссечения листа внутри камеры для мониторинга wVOCs и газообмена в режиме реального времени. Хирургический резак был интегрирован в портативную камеру газообмена для обеспечения чистых контролируемых разрезов внутри герметичной камеры при стабильном освещении, влажности, уровне CO2 и температуре. Масс-спектрометр с временным пролетом и реакцией с переносом протона (PTR-TOF-MS) непрерывно измерял эмиссию летучих веществ на выходе из камеры, что минимизировало задержку и искажение сигнала. Данная установка позволяет с высокой временной точностью определять момент начала эмиссии, время достижения пика, максимальную скорость нарастания и общий объем выброса. Применение метода к Quercus rubra, Acer platanoides и Gossypium hirsutum продемонстрировало его способность выявлять различные паттерны эмиссии, индуцированной повреждением, у разных типов листьев. Устраняя задержки, характерные для традиционного отбора проб, этот метод позволяет восстановить полную кинетическую траекторию эмиссии, вызванной повреждением, и преодолеть основные ограничения предыдущих подходов. Он представляет собой надежную основу для изучения быстрых стрессовых реакций в физиологии растений, экологической биохимии и взаимодействиях растений с атмосферой.

Введение

Растения реагируют на повреждения путем быстрого выброса химического сигнала, однако точная регистрация этого сигнала остается технически сложной задачей. В течение нескольких секунд после поедания насекомыми, повреждения ветром или механического воздействия растения выделяют кратковременный всплеск летучих органических соединений (ЛОС), которые активируют внутренние механизмы защиты и подготавливают соседние растения1,2,3,4. Эти индуцированные ранением ЛОС (wVOCs) включают летучие вещества «зеленого листа» (GLVs), метанол, короткоцепочечные спирты и альдегиды, терпеноиды и производные оксилипинов. Они образуются либо в результате синтеза de novo в клетках мезофилла, либо при разрыве структур хранения, таких как смоляные ходы и трихомы. Будучи непосредственными сигналами стресса, wVOCs координируют физиологическую защиту, опосредуют взаимодействие между растениями и влияют на химические процессы в атмосфере1,5,6,7.

Поскольку естественное поедание растительноядными сочетает механическое повреждение с воздействием элиситоров слюны и микроорганизмов, в экспериментальных исследованиях используют имитацию повреждения, чтобы изолировать ответы только на физическую травму8. Однако кратковременный характер wVOC делает их захват крайне затруднительным. Традиционные методы, такие как статический отбор проб из надголовного пространства в сочетании с газовой хромато-масс-спектрометрией (GC-MS), часто упускают начальный всплеск эмиссии и искажают ее кинетический профиль9,10. Задержки уравновешивания, повышенные температуры инкубации и удлиненные линии отбора проб увеличивают время пребывания и искажают регистрируемый сигнал, особенно для реакционноспособных соединений, таких как сесквитерпены9,11,12. В совокупности эти артефакты снижают амплитуду сигнала и маскируют временную динамику эмиссии летучих веществ, индуцированной повреждением, что затрудняет интерпретацию реакций растений на стресс.

Во многих исследованиях процесс измерения прерывают, чтобы нанести повреждения листьям вне камеры. Такое прерывание дестабилизирует поток газа, изменяет время нанесения раны и снижает контроль над точностью разреза13,14,15. В результате первые минуты после повреждения часто теряются или искажаются13, именно тогда, когда скорость эмиссии достигает пика и проявляются характерные кинетические паттерны3,6,16,17. В некоторых подходах эксцизию листьев переносили внутрь камер большого объема, используя тефлоновые лезвия или механические пробойники12,18,19. Однако такие установки часто приводили к нестабильности герметизации, несоответствию длины срезов и неравномерности разрезов из-за смещения резака или различий в жесткости листьев. Большой объем камеры дополнительно замедлял обновление воздуха и расширял сигнал летучих веществ16. В совокупности эти экспериментальные ограничения препятствуют точной характеристике временной динамики эмиссий, вызванных повреждением, в стабильных физиологических условиях.

Для преодоления этих трудностей в данном исследовании представлен протокол нанесения повреждений непосредственно внутри камеры в режиме реального времени, в котором резак хирургического класса интегрирован в систему газообмена, соединенную с масс-спектрометрией времяпролетного типа с реакцией переноса протона (PTR-TOF-MS). Данный протокол обеспечивает синхронное повреждение листа и детектирование летучих веществ в контролируемых условиях окружающей среды с одновременным измерением потоков летучих соединений и газообмена с высоким временным разрешением. Выполнение иссечения листа внутри измерительной камеры минимизирует задержки при отборе проб, характерные для традиционных подходов, сохраняет временную динамику быстро выделяющихся индуцированных повреждением летучих веществ и демонстрирует стандартизированную процедуру резки для листьев с различными механическими свойствами. Такое временное разрешение позволяет напрямую охарактеризовать начало, время достижения пика и видоспецифическую кинетику эмиссии летучих веществ, индуцированных повреждением.

Протокол был оценен на трех видах с контрастными анатомическими и физиологическими характеристиками (Quercus rubra, Acer platanoides и Gossypium hirsutum), чтобы продемонстрировать его применимость к различным типам листьев. Применение идентичных условий измерения для всех видов показывает, что данный протокол позволяет разрешить динамику ЛОС, индуцированных повреждением, в широком диапазоне паттернов эмиссии при минимизации экспериментальной вариабельности. Этот подход широко применим в исследованиях, требующих измерений ЛОС, индуцированных повреждением, с высоким временным разрешением в контролируемых условиях окружающей среды. В совокупности эти особенности обеспечивают стандартизированную основу для изучения быстрых стрессовых реакций растений и облегчают применение протокола для различных видов и экспериментальных систем.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все растения выращивали в камерах роста в условиях контролируемой среды. Используемые реагенты и оборудование перечислены в Таблице материалов.

1. Изготовление и установка внутреннего резака для листьев

  1. Изготовьте вращающийся резак для листьев, рассчитанный на внутренние размеры (4 cm × 2 cm) стандартной измерительной головки.
  2. Прикрепите лезвие бритвы к стержню из нержавеющей стали (диаметром 1 mm) с помощью серебряного припоя для обеспечения механической стабильности.
    ПРЕДОСТЕРЕЖЕНИЕ: Лезвия бритв очень острые. При работе используйте перчатки, устойчивые к порезам. После использования утилизируйте лезвия бритв в соответствии с правилами техники безопасности лаборатории по обращению с острыми предметами. Выполняйте пайку серебром в условиях надлежащей вентиляции и используйте защитные очки.
  3. Вставьте стержень с лезвием в иглу шприца из нержавеющей стали (внешний диаметр 1.6 mm) для обеспечения свободного осевого вращения.
  4. Герметизируйте оба конца иглы с помощью политетрафторэтиленовых (PTFE) пробок с низким уровнем эмиссии для поддержания герметичности при сохранении возможности вращения.
  5. Установите ручку для вращения на проксимальном конце стержня для управления поворотом внутреннего резака.
  6. Прикрепите к внешней поверхности иглы две гибкие опоры из пружинной латуни (толщиной 0.2 mm), чтобы зафиксировать резак в нижней половине камеры.
  7. Сделайте треугольный надрез в прокладке нижней камеры, чтобы обеспечить введение лезвия без контакта с поверхностью листа.
  8. Загерметизируйте место ввода с помощью герметизирующей мастики с низким уровнем эмиссии для предотвращения утечки газа.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Перед продолжением убедитесь, что установка резака не нарушила герметичность камеры. Подтвердите, что камера закрывается полностью, термопара остается в контакте с поверхностью листа, а система газообмена указывает на стабильный поток воздуха без признаков утечки. Приступайте к работе только после подтверждения стабильных условий в камере. Выберите длину лезвия таким образом, чтобы срез составлял примерно 10 mm. Встроенный механизм резания и его расположение внутри камеры для листьев показаны на Рисунке 1B.

Схема отбора проб для газовой хроматографии-масс-спектрометрии (ГХ-МС) для химического анализа; порт PTR-TOF-MS.
Рисунок 1Модифицированная система газообмена с интегрированным внутрикамерным резаком для листьев и линиями отбора проб летучих веществ.  (A) Обзор модифицированной системы газообмена, на котором показаны порт отбора проб PTR-TOF-MS и линия отбора проб GC–MS, расположенные рядом с выходом из камеры для сбора летучих веществ. (B) Вид крупным планом открытой камеры, демонстрирующий встроенный режущий механизм и область, в которой располагается лист во время нанесения повреждений. Резак герметично интегрирован в камеру, что позволяет наносить повреждения листу без открытия корпуса во время измерений. Такая конфигурация обеспечивает мониторинг эмиссии летучих веществ и газообмена в режиме реального времени при контролируемых условиях окружающей среды. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

2. Конфигурация путей отбора проб летучих веществ

  1. Установите тефлоновый Т-образный переходник (внутренний диаметр 1/16″ или 1/8″) рядом с выходом из камеры (Рисунок 1A), чтобы минимизировать длину трубки между камерой и анализатором летучих соединений.
  2. Подсоедините выход к системе сбора ЛОС с помощью инертной трубки (например, из FEP или PTFE; внутренний диаметр 1,6 mm). Установите Т-образный переходник непосредственно рядом с выходом из камеры, чтобы максимально сократить длину трубки между камерой и анализатором летучих соединений, тем самым минимизировав внутренний объем, время удерживания и потери за счет адсорбции.
  3. Поддерживайте поток воздуха в камере на уровне 750 µmol s-1.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Короткие инертные трубки снижают адсорбцию и время удерживания реакционноспособных соединений.

3. Подготовка растительного материала

  1. Выращивайте Quercus rubra, Acer platanoides и Gossypium hirsutum в камере с контролируемыми условиями среды при температуре 25 °C днем / 20 °C ночью, относительной влажности 60%, интенсивности освещения 10 µmol m-2 s-1 и фотопериоде 16 ч / 8 ч в течение 4 месяцев.
  2. На протяжении всего эксперимента поддерживайте растения при атмосферной концентрации CO2 (~430 ppm).
  3. Поливайте все растения каждые два дня до достижения почвой полевой влагоемкости.
  4. Для проведения экспериментов выбирайте полностью развернутые несенисцентные листья сопоставимой стадии развития.

4. Эксперименты по повреждению листьев и сбору ЛОС

  1. Поместите лист в герметичную оболочку и установите условия окружающей среды
    1. Поместите полностью развернутый прикрепленный лист в кювету, оснащенную внутренним резаком.
    2. Установите температуру блока на 25 °C, относительную влажность воздуха до 60%, интенсивность актинического света до 1000 µmol м-2 s-1 (90% красного, 10% синего), а поток воздуха в 750 µmol s-1.
    3. Дайте листу адаптироваться к выбранным условиям окружающей среды до достижения стационарных значений чистой CO22 показатели ассимиляции, устьичной проводимости и базового уровня сигналов ЛОС достигаются, как правило, в течение 20–30 мин после помещения листа в камеру.
  2. Выполнение газообмена, мониторинга флуоресценции и летучих органических соединений (ЛОС)
    1. Начните одновременные измерения газообмена и ЛОС с разрешением 1 Гц.
    2. После завершения измерений газообмена зафиксируйте выход стационарной флуоресценции (Fs) а затем применить насыщающий импульс (8000 µmol м-2 s-1, 0,6 с) посредством камерный флуориметр (305-FL) для определения максимального выхода флуоресценции (Fм′) в листьях, адаптированных к свету.
    3. Выключите актинический свет и подвергните лист темновой адаптации в течение 20 мин.
    4. Зарегистрируйте темновой respiration листьев.
    5. Измерьте исходную флуоресценцию (F₀) с использованием слабого модулированного измерительного света (0.03 µmol м-2 s-1), после чего подается насыщающий импульс для получения максимальной флуоресценции в темновой адаптации листьев (Fм).
    6. Снова включите актинический свет.
    7. Продолжайте измерения летучих органических соединений (ЛОС) и газообмена при тех же условиях окружающей среды до тех пор, пока базовый уровень показателей до нанесения повреждений не стабилизируется.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Перед нанесением повреждений убедитесь, что выбранные условия окружающей среды остаются стабильными, а показатели чистой ассимиляции CO₂, транспирации и базовые сигналы ЛОС достигли стационарных значений. Приступайте к работе только после того, как данные условия будут поддерживаться при выбранных настройках измерения.
  3. Механическое повреждение листьев и сбор ЛОС
    1. Установите первый картридж для сбора летучих органических соединений (ЛОС) в выходную линию и подключите его к портативному насосу для отбора проб воздуха с постоянным расходом. Прокачайте воздух из камеры через картридж с постоянной скоростью потока 20 мл/мин.-1Используйте многослойный адсорбционный картридж из нержавеющей стали (длина 10,5 см, внутренний диаметр 3 мм), подходящий для улавливания летучих соединений C3–C17, заполненный сорбентами Carbotrap C 20/40 mesh (0,2 г), Carbopack B 40/60 mesh (0,1 г) и Carbotrap X 20/40 mesh (0,1 г), расположенными в направлении отбора пробы в порядке возрастания адсорбционной способности.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Перед отбором проб проведите кондиционирование картриджей, пропуская через них гелий высокой чистоты со скоростью 20 мл/мин.-1 в течение 3 ч при 250 °CОтбор проб с помощью картриджа позволяет в дальнейшем провести офлайн-анализ методом ГХ-МС для идентификации соединений, если этого требуют цели эксперимента. Несмотря на то что сбор проб в картриджи является частью описанного здесь рабочего процесса, репрезентативные результаты, представленные в данном исследовании, получены на основе непрерывных измерений методом PTR-TOF-MS. Выбор адсорбента должен соответствовать диапазону летучести и полярности целевых ЛОС, а также условиям отбора проб.
    2. Соберите ЛОС до нанесения повреждений в течение 15 мин при скорости потока 20 мл/мин-1.
    3. Замените картридж и проводите сбор ЛОС в течение 2 мин.
    4. Поверните внутренний резак 360° для иссечения листа без открытия камеры и возвращения лезвия в исходное положение.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Расположите лист в камере таким образом, чтобы разрез был сделан в пределах замкнутой листовой пластинки при сохранении полной герметичности камеры. Если размер и морфология листа позволяют, избегайте повреждения главной жилки и максимально единообразно располагайте место разреза во всех образцах. Поскольку повреждение крупных жилок может существенно увеличить эмиссию летучих веществ, индуцированную ранением, единообразие расположения раны повышает воспроизводимость эксперимента.5.
      ПРЕДОСТЕРЕЖЕНИЕ: Перед разрезанием убедитесь, что камера полностью герметизирована.
    5. Продолжайте сбор ЛОС с использованием того же картриджа в течение 13 мин.
    6. Вставьте третий картридж и проводите сбор ЛОС в течение 15 мин.
    7. Обеспечьте непрерывную работу PTR-TOF-MS на протяжении всех периодов для детектирования в режиме реального времени.
      ПРИМЕЧАНИЕ: До и после каждого измерения показателей растения необходимо собрать фоновую пробу при пустой камере в тех же условиях окружающей среды. Используйте эти фоновые измерения для коррекции базовой линии данных по эмиссии ЛОС в процессе анализа данных.

5. Детекция летучих соединений и работа с прибором

  1. Установите следующие параметры PTR-TOF-MS: температуру впуска и дрейфовой трубки — 80 °C, поток на впуске — 10 mL min-1, поток водяного пара — 4.0 mL min-1, ионный ток — 4.0 mA, давление в дрейфовой камере — 2.1 mbar, отношение плотности поля дрейфовой трубки — 15 Td, и давление в модуле TOF-MS — 1.2 × 10-7 mbar.
  2. Регистрируйте сигналы летучих соединений с временным разрешением 1 Hz и интервалом выборки 40 ps.
  3. Перед каждым экспериментом проводите калибровку PTR-TOF-MS, используя сертифицированную стандартную газовую смесь, содержащую репрезентативные ЛОС основных классов растительных летучих веществ. Обработайте калибровочные данные и рассчитайте концентрации ЛОС с помощью программного обеспечения PTR-MS Viewer согласно описанным процедурам13,16.

6. Офлайн-анализ образцов из картриджа методом ГХ-МС

ПРИМЕЧАНИЕ: В следующем разделе описан метод автономного анализа проб из картриджей, отобранных в ходе вышеуказанного рабочего процесса. Анализ ГХ-МС обеспечивает дополнительную идентификацию соединений, в то время как репрезентативные результаты, представленные в данном исследовании, основаны на данных непрерывных измерений PTR-TOF-MS.

  1. Проведите термическую десорбцию картриджей с использованием автоматического блока термической десорбции, соединенного с системой ГХ-МС, согласно процедуре, описанной Kännaste et al.20.
  2. Идентифицируйте соединения путем сравнения с аутентичными стандартами и масс-спектральной библиотекой NIST. Выполните масс-спектрометрическое детектирование с использованием ионизации электронным ударом (70 eV) и подтвердите идентичность соединений путем сопоставления времени удерживания и масс-спектров с аутентичными стандартами (при их наличии).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Отбор проб из картриджей проводится по модифицированному протоколу Kännaste et al.20 для захвата летучих соединений C3–C17.

7. Анализ данных

  1. Перед началом анализа вычтите фоновые значения пустой камеры из всех кривых эмиссии. Определите базовую линию до повреждения для каждой отслеживаемой массы как средний сигнал за фиксированный интервал непосредственно перед срезанием.
  2. Используйте время срезания в качестве общей точки отсчета для всех отслеживаемых масс. Определите начало эмиссии как первое обнаруживаемое увеличение сигнала ЛОС с поправкой на базовую линию после срезания листа.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Начало эмиссии определялось как первое последовательное увеличение сигнала выше базовой линии до повреждения, которое продолжалось в фазе нарастания всплеска эмиссии; таким образом исключались единичные колебания, вызванные инструментальным шумом.
  3. Рассчитайте время достижения пика как интервал между моментом срезания и максимальным сигналом эмиссии. Рассчитайте максимальный наклон всплеска эмиссии по первой производной сигнала с поправкой на базовую линию, используя среднее значение прямого и обратного наклонов между соседними точками данных13. Определите амплитуду пика как максимальное наблюдаемое значение эмиссии во время всплеска.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Чтобы оценить, влияет ли положение пробоотбора летучих веществ на детектирование сигнала, мы сравнили две конфигурации, используя контролируемые инъекции газа в камеру для листьев. В одном варианте пробоотбор летучих веществ осуществлялся непосредственно на выходе из модифицированной камеры газообмена (Рисунок 1). В другом же варианте воздух проходил через трубки анализатора газообмена перед попаданием в детектор. Одновременная запись обоих сигналов позволила напрямую сравнить их временную д...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Представленный здесь протокол позволяет проводить анализ эмиссии летучих веществ, индуцированной повреждением, с высоким временным разрешением в контролируемых экспериментах. Благодаря интеграции процесса нанесения разреза непосредственно в камеру для листа и непрерывному мониторингу сигналов летучих веществ (Рисунок 1), система фиксирует ответную эмиссию без искажений, вызванных задержкой отбора проб, открытием камеры или манипуляциями с листом вне измерительной установки. Такие возмущения ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Благодарности

Мы выражаем благодарность за финансовую поддержку Эстонскому исследовательскому совету (PRG2207) и Министерству образования и науки Эстонии (Центр передового опыта Agro-CropFuture, «Агроэкология и новые культуры в климате будущего», TK200U1).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Система ГХ-МС с термическим десорбером TD-20ShimadzuGCMS-QP2010 Plus; TD-20Система ГХ-МС с термическим десорбером TD-20. www.shimadzu.com
Система газообмена GFS-3000Walz GmbHGFS-3000Измерения газообмена в листьях. www.walz.com
Гелий высокой чистоты (99.999%)Местный поставщикN/AИспользуется для кондиционирования адсорбционных картриджей и термической десорбции в ГХ-МС. www.airliquide.com (или эквивалентный поставщик).
Калибровочный стандарт изопренаSigma-Aldrich Chemie GmbHCustomСпециальный калибровочный стандарт изопрена (3.43 ppm). www.sigmaaldrich.com
Герметизирующая шпаклевка с низким уровнем эмиссииМестный поставщикN/AИспользуется для герметизации места ввода резака в камеру.
Многослойный адсорбционный картридж из нержавеющей сталиSupelcoCustomДлина 10.5 cm × вн. диам. 3 mm; заполнен Carbotrap C (0.2 g, 20–40 mesh), Carbopack B (0.1 g, 40–60 mesh) и Carbotrap X (0.1 g, 20–40 mesh). Используется для опциональной оффлайн-идентификации ЛОС методом ГХ-МС. www.sigmaaldrich.com
Портативный насос для отбора проб воздуха с постоянным расходомSKC Inc.210-1003MTXПортативный насос для отбора проб воздуха с постоянным расходом.
Масс-спектрометр PTR-TOF 8000Ionicon Analytik GmbHPTR-TOF 8000Детекция ЛОС. www.ionicon.com
Серебряный припой (проволока)Местный поставщикN/AИспользуется для крепления лезвия бритвы к стержню из нержавеющей стали.
Пружинный латунный лист (толщина 0.2 mm)Местный поставщикN/AГибкие опоры, используемые для фиксации резака.
Стержень из нержавеющей стали (диаметр 1 mm)Местный поставщикN/AОпорный стержень резака.
Игла шприца из нержавеющей стали (внешний диаметр 1.6 mm)Местный поставщикN/AКорпус для вращающегося лезвия резака.
Тефлоновые пробкиМестный поставщикN/AИспользуются для герметизации корпуса резака с сохранением возможности вращения.
Тефлоновый Т-образный соединительМестный поставщикN/AУстанавливается рядом с выходом из камеры для уменьшения длины трубки.
Тефлоновая трубка (FEP или PTFE)Местный поставщикN/AЛиния отбора проб ЛОС между камерой и детекторами.
Калибровочная газообразная смесь ЛОСIonimed GmbHCustom1 ppm каждого соединения в N2; используется для калибровки PTR-TOF-MS. www.ionimed.com

Ссылки

  1. Bergman ME, Huang XQ, Baudino S, Caissard JC, Dudareva N. Plant volatile organic compounds: emission and perception in a changing world. Curr Opin Plant Biol. 2025;85:102706.
  2. Luo R, Lun X, Gao R, Wang L, Yang Y, Su X, et al. A review of biogenic volatile organic compounds from plants: research progress and future prospects. Toxics. 2025;13(5):1-35.
  3. Molleman F, Mandal M, Sokół-Łętowska A, Walczak U, Volf M, Mallick S, et al. Simulated herbivory affects the volatile emissions of oak saplings, while neighbourhood affects flavan-3-ols content of their leaves. J Chem Ecol. 2024;50(5-6):250-261.
  4. Huang PC, Berg-Falloure KM, Gao X, Meeley R, Kolomiets MV. Pentyl leaf volatiles promote insect and pathogen resistance via enhancing ketol-mediated defense responses. Plant Physiol. 2025;197(2):1-18.
  5. Portillo-Estrada M, Niinemets Ü. Massive release of volatile organic compounds due to leaf midrib wounding in Populus tremula. Plant Ecol. 2018;219(9):1021-1028.
  6. Engelberth M, Engelberth J. Leaf developmental stages strongly modulate indole emissions in response to simulated insect herbivory. Plants (Basel). 2025;14:3761.
  7. Matsui K. How and why plants came to smell green: the origins, biosynthesis, and roles of green leaf volatiles. J Exp Bot. 2025;76:1-14.
  8. Waterman JM, Cazzonelli CI, Hartley SE, Johnson SN. Simulated herbivory: the key to disentangling plant defence responses. Trends Ecol Evol. 2019;34(5):447-458.
  9. Tholl D, Boland W, Hansel A, Loreto F, Röse USR, Schnitzler JP. Practical approaches to plant volatile analysis. Plant J. 2006;45(4):540-560.
  10. Ormeño E, Goldstein A, Niinemets Ü. Extracting and trapping biogenic volatile organic compounds stored in plant species. TrAC Trends Anal Chem. 2011;30(7):978-989.
  11. Chang YY, Huang YM, Chang HT. Using headspace gas chromatography-mass spectrometry to investigate the volatile terpenoids released from the Liquidambar formosana leaf and its essential oil. Forests. 2024;15(9):1-12.
  12. Niinemets Ü, Kuhn U, Harley PC, Staudt M, Arneth A, Cescatti A, et al. Estimations of isoprenoid emission capacity from enclosure studies: measurements, data processing, quality and standardized measurement protocols. Biogeosciences. 2011;8(8):2209-2246.
  13. Portillo-Estrada M, Kazantsev T, Talts E, Tosens T, Niinemets Ü. Emission timetable and quantitative patterns of wound-induced volatiles across different leaf damage treatments in aspen (Populus tremula). J Chem Ecol. 2015;41(12):1105-1117.
  14. Waterman JM, Cofer TM, Von Laue OM, Mateo P, Wang L, Erb M. Leaf size determines damage- and herbivore-induced volatile emissions in maize. Plant Cell Environ. 2025;48(5):3766-3777.
  15. Yuan Y, Mao Y, Yuan H, Guo M, Zhou G, Niinemets Ü, et al. Impacts of mechanical injury on volatile emission rate and composition in 45 subtropical woody broad-leaved storage and non-storage emitters. Plants (Basel). 2025;14(5):1-40.
  16. Rasulov B, Talts E, Niinemets Ü. A novel approach for real-time monitoring of leaf wounding responses demonstrates unprecedentedly fast and high emissions of volatiles from cut leaves. Plant Sci. 2019;283:256-265.
  17. Portillo-Estrada M, Okereke CN, Jiang Y, Talts E, Kaurilind E, Niinemets Ü. Wounding-induced VOC emissions in five tropical agricultural species. Molecules. 2021;26(9):1-20.
  18. Mithöfer A, Wanner G, Boland W. Effects of feeding Spodoptera littoralis on lima bean leaves. II. Continuous mechanical wounding resembling insect feeding is sufficient to elicit herbivory-related volatile emission. Plant Physiol. 2005;137(3):1160-1168.
  19. Brilli F, Ruuskanen TM, Schnitzhofer R, Müller M, Breitenlechner M, Bittner V, et al. Detection of plant volatiles after leaf wounding and darkening by proton transfer reaction time-of-flight mass spectrometry (PTR-TOF). PLoS One. 2011;6(5):e20419.
  20. Kännaste A, Copolovici L, Niinemets Ü. Gas chromatography-mass spectrometry method for determination of biogenic volatile organic compounds emitted by plants. In: Rodríguez-Concepción M, editor. Plant Isoprenoids Methods and Protocols. New York (NY): Humana Press; 2014. p. 161-169.
  21. Schaub A, Blande JD, Graus M, Oksanen E, Holopainen JK. Real-time monitoring of herbivore-induced volatile emissions in the field. Physiol Plant. 2010;138(2):123-133.
  22. Fall R, Karl T, Hansel A, Jordan A, Lindinger W. Volatile organic compounds emitted after leaf wounding: on-line analysis by proton-transfer-reaction mass spectrometry. J Geophys Res Atmos. 1999;104(D13):15963-15974.
  23. Kaur D, Schedl A, Lafleur C, Martinez Henao J, van Dam NM, Rivoal J, et al. Arabidopsis transcriptomics reveals the role of Lipoxygenase2 (AtLOX2) in wound-induced responses. Int J Mol Sci. 2024;25(11):5898.
  24. Gentner DR, Ormeño E, Fares S, Ford TB, Weber R, Park JH, et al. Emissions of terpenoids, benzenoids, and other biogenic gas-phase organic compounds from agricultural crops and their potential implications for air quality. Atmos Chem Phys. 2014;14(11):5393-5413.
  25. Harley P, Deem G, Flint S, Caldwell M. Effects of growth under elevated UV-B on photosynthesis and isoprene emission in Quercus gambelii and Mucuna pruriens. Glob Chang Biol. 1996;2(2):149-154.
  26. Lobo-do-Vale R, Schenk HJ, Kübert A, Lintunen A. Gas phase in plants: integrating physiology, ecology and environmental sciences. Tree Physiol. 2026;46(13):1-4.
  27. Niinemets Ü. Whole plant photosynthesis. In: Flexas J, Loreto F, Medrano H, editors. Terrestrial Photosynthesis in a Changing Environment A Molecular Physiological and Ecological Approach. Cambridge: Cambridge University Press; 2012. p. 399-423.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Больше статей

Летучие органические соединенияЛОСиндуцированные повреждениеммониторинг в реальном временисигналы стресса растенийPTR-TOF-MSзащита растенийвзаимодействия растений с атмосферой

Эта статья была опубликована

Видео скоро будет доступно

Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.