Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Метод чрескожного измерения плеврального давления под визуальным контролем на модели свиньи

116 просмотров

⸱

DOI:

10.3791/71506

⸱

28 августа 2026 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Anesthesia, Critical Care and Pain Medicine, Massachusetts General Hospital, Harvard Medical School, 2School of Medicine and Surgery, University of Milano-Bicocca, 3Electronics Engineering Division, Aeronautics Institute of Technology, 4Department of Medicine, Division of Respirology, University Health Network, 5Unidade de Terapia Intensiva Respiratoria, Divisao de Pneumologia, Instituto do Coracao (InCor), Hospital das Clinicas HCFMUSP, Faculdade de Medicina, Universidade de Sao Paulo, 6Department of Pathophysiology and Transplantation, University of Milan, 7Keenan Research Center, Li Ka Shing Knowledge Institute, St Michael's Hospital, Unity Health Toronto

В этой статье

Краткое содержание

В данном протоколе описывается малоинвазивная перкутанная методика установки передних и задних плевральных катетеров у свиней, позволяющая проводить прямое измерение регионального плеврального давления без проведения торакотомии.

Аннотация

Измерение плеврального давления позволяет проводить углубленную физиологическую оценку, включая разделение механики дыхательной системы на компоненты легких и грудной стенки, расчет транспульмонального давления и количественную оценку региональных градиентов плеврального давления. Эта информация имеет важное значение для оптимизации искусственной вентиляции легких, оценки влияния изменений физиологии грудной стенки и развития трансляционных исследований повреждений легких. Однако современные методы прямого измерения плеврального давления часто требуют хирургической имплантации датчиков плеврального давления путем торакотомии с вскрытием грудной клетки, что является трудоемким, рискованным процессом и может нарушить механику грудной стенки. Чтобы преодолеть эти ограничения, мы разработали малоинвазивный чрескожный метод установки плеврального катетера под визуальным контролем. Процедура проводилась на свиньях под общей анестезией с искусственной вентиляцией легких. Под контролем УЗИ игла Тьюи была введена в плевральную полость, после чего был создан небольшой искусственный пневмоторакс (50–100 mL кислорода) для разделения плевральных листков. По проводнику был установлен интродьюсер с оболочкой 9 Fr, что позволило ввести баллонный катетер в передний отдел плевры. Затем животное было переведено в полупрон-позицию, и второй катетер был установлен дорсально после увеличения объема пневмоторакса еще на 50–100 mL кислорода. Правильность установки была подтверждена с помощью компьютерной томографии (КТ) и физиологических кривых. После эвакуации воздуха из плевральной полости и расправления легких положение катетеров было подтверждено методами визуализации. Успешная установка переднего и заднего катетеров была достигнута у 16 из 20 животных (80%), что подтверждает техническую осуществимость данного подхода. Неудачные попытки были связаны с непреднамеренным пневмотораксом при доступе к передней плевре или неправильным положением переднего катетера вне целевой вентральной области. Данный метод представляет собой менее инвазивный и воспроизводимый подход для прямого регионального мониторинга плеврального давления на моделях крупных животных. Благодаря отсутствию необходимости в хирургическом доступе, этот чрескожный метод под визуальным контролем хорошо подходит для экспериментальных протоколов по изучению механики дыхания, физиологии легких и грудной стенки, а также искусственной вентиляции легких в трансляционных исследованиях.

Введение

Плевральное давление широко используется в экспериментальных исследованиях в качестве ключевого показателя механики грудной стенки, помогая описать раздельное поведение дыхательной системы и ее взаимодействие с легким при искусственной вентиляции легких1. Эта переменная имеет важное значение для расчета транспульмонального давления, которое является основным определяющим фактором стресса легких2. При повреждении легких плевральное давление также может помочь в описании механики в конце выдоха и дать представление о суперпозиционном градиенте давления — явлении, связанном с нагрузкой, воздействующей на зависимые области легких3,4. Такое региональное распределение давления создает вентро-дорсальные различия в плевральном и транспульмональном давлении, которые при контролируемой искусственной вентиляции легких определяются главным образом гравитационной нагрузкой и степенью повреждения легких, тогда как при спонтанном или вспомогательном дыхании они могут дополнительно усиливаться региональной активностью инспираторных мышц5.

Прямой мониторинг плеврального давления не применяется в клинической практике, так как эта процедура слишком инвазивна, чтобы считаться безопасной. По этой причине в качестве наилучшего суррогата плеврального давления обычно используют пищеводное давление (Pes)6. Однако на Pes влияет несколько факторов, которые могут повлиять на его точность, включая положение катетера, передачу давления, оцениваемую по коэффициенту Байдура, и режим вентиляции7. Пищеводный баллон располагается внутри податливой структуры, и его сигнал формируется как стенкой пищевода, так и прилегающими органами средостения. Даже незначительные смещения катетера по глубине или его выравниванию могут изменить измеряемое давление или величину его приливных колебаний8. Кроме того, Pes преимущественно отражает плевральное давление в средних и дорсальных отделах, что делает его менее репрезентативным для вентральных областей и общей плевральной среды при гетерогенном повреждении легких9.

По этим причинам прямое измерение плеврального давления остается золотым стандартом в трансляционной и экспериментальной физиологии10. Для прямого измерения плеврального давления использовалось несколько устройств. В экспериментальных моделях часто применяются плевральные датчики в виде пластин11,12, а в некоторых исследованиях для прямой регистрации плеврального давления в плевральную полость вводили пищеводные баллонные катетеры13,14. Несмотря на наличие различных инструментов для прямого измерения плеврального давления, их установка традиционно требовала либо открытой торакотомии, либо торакоскопического доступа. Эти подходы являются инвазивными, требуют высокого хирургического мастерства, увеличивают время подготовки к процедуре и нарушают нормальную механику грудной стенки, что существенно изменяет исследуемые физиологические условия.

В данной статье по методологии мы представляем новый чрескожный метод установки эзофагеальных баллонных катетеров в плевральную полость свиней для прямого регионального мониторинга плеврального давления. Этот подход является минимально инвазивным и не требует проведения торакотомии или специализированной хирургической подготовки. Передний доступ к плевре осуществляется с использованием стандартной техники пункции под контролем ультразвукового исследования, в то время как компьютерная томография (КТ) используется для подтверждения положения интраплеврального проводника и катетера, а также для планирования заднего доступа к плевре. Данный метод позволяет устанавливать катетеры в различные области плевральной полости для региональной оценки раздельной механики дыхания. Техника направлена на снижение сложности и рисков процедуры при сохранении высокой точности записей плеврального давления для физиологических и трансляционных исследований.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

После получения одобрения Институционального комитета по уходу и использованию животных (2020I000073) в Больнице общего профиля Массачусетса (Бостон, штат Массачусетс), эксперименты проводились с марта по ноябрь 2025 года на 20 здоровых йоркширских свиньях весом 30–40 kg.

ПРЕДОСТЕРЕЖЕНИЕ: Данный протокол предполагает намеренное создание пневмоторакса и использование 100% кислорода. Процедуру следует проводить под непрерывным физиологическим мониторингом персоналом, обученным анестезии крупных животных и плевральному доступу; во время инсуффляции кислорода необходимо исключить любые источники возгорания.

1. Подготовка животных

  1. Проведите седацию животного, внутримышечно введя тилетамин-золазепам (4.4 mg/kg), ксилазин (2.2 mg/kg) и атропин (0.04 mg/kg).
  2. Обеспечьте внутривенный доступ и введите фентанил (2 µg/kg) и пропофол (2 mg/kg) внутривенно для безопасного проведения эндотрахеальной интубации.
  3. Выполните интубацию животного и подтвердите правильность размещения дыхательных путей, проверив двустороннее расширение грудной клетки, двусторонние дыхательные шумы и наличие стабильной кривой CO₂ в конце выдоха.
  4. Начните вентиляцию с контролируемым объемом (VCV) при фракции вдыхаемого кислорода (FiO₂) 0.4, дыхательном объеме 10 mL/kg, положительном давлении в конце выдоха (PEEP) 5 cmH₂O и частоте дыхания 15–20 breaths/min. Регулируйте частоту дыхания для поддержания уровня CO₂ в конце выдоха в пределах от 35 до 45 mmHg.
  5. Поддерживайте непрерывную анестезию и анальгезию на протяжении всей процедуры, внутривенно вводя пропофол (10 mg∙kg-1∙h-1) и фентанил (5 µg∙kg-1∙h-1). Перед введением нейромышечного блокатора подтвердите достаточную глубину анестезии, оценив расслабление челюсти, отсутствие пальпебрального рефлекса, отсутствие реакции отдергивания на зажим межпальцевого пространства или копыта, а также отсутствие гемодинамического ответа на стимуляцию. После применения нейромышечного блокатора контролируйте адекватность анестезии с помощью физиологических показателей, включая частоту сердечных сокращений, артериальное давление и отсутствие вегетативных реакций на процедурные стимулы. После индукции анестезии нанесите офтальмологическую мазь для предотвращения пересыхания роговицы.
  6. Непрерывно контролируйте частоту сердечных сокращений, артериальное давление, сатурацию кислорода, уровень CO₂ в конце выдоха и давление в дыхательных путях. По возможности поддерживайте частоту сердечных сокращений на уровне 70–140 beats/min, среднее артериальное давление выше 60 mmHg, сатурацию кислорода выше 92%, CO₂ в конце выдоха в пределах 35–45 mmHg и пиковое давление в дыхательных путях ниже 35 cmH₂O.
  7. Введите нейромышечный блокатор (панкуроний 0.1 mg∙kg-1∙h-1) и подтвердите отсутствие спонтанного дыхания перед началом обеспечения плеврального доступа.

2. Подготовка оборудования

  1. Подготовьте стерильное оборудование, необходимое для проведения плевральной пункции под контролем УЗИ и установки катетера, согласно Таблице материалов.
  2. Выбрейте волосы, проведите санитарную обработку и застелите стерильным операционным бельем переднюю и заднюю поверхности грудной клетки в условиях стерильности.

3. Передний перкутанный плевральный доступ

  1. Поместите животное в положение на спине с легким поворотом в сторону, противоположную планируемому месту введения переднего плеврального катетера.
  2. С помощью ультразвукового исследования (УЗИ) определите линию грудины и купол диафрагмы.
  3. Определите положение купола диафрагмы с помощью УЗИ, затем переместитесь примерно на 5 cm латерально и на 5 cm краниально от срединной линии на уровне диафрагмы, чтобы выбрать место передней пункции.
  4. Визуализируйте переднее плевральное пространство с помощью ультразвукового датчика.
  5. Введите иглу Тьюи под контролем УЗИ у верхнего края нижней ребра выбранного межреберного промежутка, направив изгиб иглы вверх.
  6. Под контролем УЗИ в режиме реального времени продвигайте иглу к париетальной плевре, используя метод введения в плоскости датчика (in-plane).
  7. Оказывая легкое положительное давление на шприц, продвиньте иглу еще на 1–2 mm во время маневра задержки дыхания на выдохе, пока внезапное падение сопротивления не укажет на проникновение в плевральное пространство.
  8. Введите примерно 50–100 mL 100% кислорода для создания небольшого переднего искусственного пневмоторакса. Скорректируйте конечный объем кислорода на основании данных компьютерной томографии (КТ) о расширении пневмоторакса и расхождении плевры.
  9. Проведите через иглу пружинный проводник и извлеките иглу.
  10. Выполните КТ-сканирование для подтверждения правильного расположения проводника в плевральном пространстве, которое расширено и четко очерчено искусственным пневмотораксом.
  11. После подтверждения с помощью КТ сделайте небольшой разрез кожи в месте введения проводника.
  12. Продвиньте интродусер 9 Fr по проводнику, используя технику Сельдингера.
  13. Извлеките проводник и через интродусер введите баллонный катетер в переднюю плевральную полость.
  14. Раздуйте баллон до оптимального объема заполнения, определенного по кривой зависимости давления от объема (PV) баллона in vivo15, чтобы обеспечить правильное расширение баллона и надежную передачу давления.
  15. Подключите баллонный катетер к внешнему дифференциальному датчику давления с помощью системы передачи давления, заполненной воздухом.
  16. Перед подключением катетера обнулите датчик давления по атмосферному давлению для обеспечения точности измерений.
  17. Подключите датчик давления к системе сбора данных и регистрируйте сигналы давления с помощью соответствующего программного обеспечения.
  18. Регистрируйте все сигналы давления с частотой дискретизации 1,000 Hz без дополнительной цифровой фильтрации. Начните запись после получения стабильной кривой давления.

4. Задний перкутанный плевральный доступ

  1. Переведите животное в полупронное положение, чтобы способствовать перемещению внутриплеврального воздуха в дорсальную область.
  2. Введите дополнительные 50–100 mL 100% кислорода через передний катетер, чтобы увеличить объем дорсального пневмоторакса и облегчить задний доступ.
  3. Выполните КТ-сканирование для подтверждения перемещения искусственного пневмоторакса в дорсальную область и определения оптимальной зоны задней пункции.
  4. Отметьте на коже место задней пункции посередине между остистыми отростками и задней подмышечной линией.
  5. Перпендикулярно введите иглу Тьюи по верхнему краю нижней ребра выбранного межреберного промежутка, прикрепив пустой шприц для непрерывной аспирации.
  6. Проведите иглу через мышечные слои во время маневра задержки дыхания на выдохе, осуществляя постоянную аспирацию до получения воздуха, что подтвердит попадание в дорсальный пневмоторакс.
  7. Введите пружинный проводник и извлеките иглу.
  8. Выполните КТ-сканирование для подтверждения правильного расположения проводника в плевральной полости, которая расширена и четко очерчена искусственным пневмотораксом.
  9. После подтверждения с помощью КТ сделайте небольшой разрез кожи в месте введения проводника.
  10. Проведите интродьюсер 9 Fr по проводнику, используя технику Сельдингера.
  11. Извлеките проводник и введите второй пищеводный баллон в дорсальную плевральную полость через интродьюсер.
  12. Раздуйте баллон оптимальным объемом заполнения, определенным по кривой зависимости давления от объема (PV) баллона in vivo, чтобы обеспечить правильное расширение баллона и надежную передачу давления.
  13. Подключите катетер к датчику дифференциального давления и убедитесь в правильной морфологии плевральной кривой на мониторе.

5. Финальное позиционирование и мониторинг

  1. Убедитесь, что параметры вентилятора (дыхательный объем, inspiratory flow и давление в дыхательных путях) и гемодинамические показатели остаются стабильными во время и после установки катетера.
  2. Осуществите дренирование пневмоторакса через задний и передний интродусеры, осторожно аспирируя внутриплевральный воздух шприцем объемом 50 mL до исчезновения сопротивления дренажу. Избегайте создания чрезмерного отрицательного давления в плевральной полости.
  3. Зафиксируйте оба катетера с пищеводным баллоном к коже с помощью адгезивной ленты, после чего осторожно извлеките оба интродусера 9 Fr, чтобы предотвратить смещение катетера.
  4. Проведите КТ-сканирование для оценки остаточного пневмоторакса. При наличии остаточного пневмоторакса поместите животное в положение на животе и снизьте FiO₂ до 0.25, если это переносится физиологически, для стимуляции реабсорбции кислорода.
  5. Подтвердите отсутствие утечки в дыхательных путях или плевральной полости, сравнив вдыхаемый и выдыхаемый дыхательные объемы и выполнив инспираторную паузу. Убедитесь в стабильности давления плато и возврате потока к нулю.
  6. Повторно оцените формы кривых переднего и заднего плеврального давления после удаления интродусеров. Подтвердите, что ожидаемая морфология кривой остается стабильной; в случае ее изменения не начинайте запись до тех пор, пока не будут повторно проверены положение катетера и стабильность формы кривой.
  7. Приступайте к одновременной записи переднего и заднего плеврального давления только после подтверждения эвакуации или реабсорбции пневмоторакса, стабильности вентиляции и гемодинамики, отсутствия текущей утечки и стабильности форм кривых плеврального давления.
  8. Отрегулируйте вентиляцию, поддерживая TV на уровне 10 mL/kg и снизив PEEP с 5 до 3 cmH₂O. Значения плеврального давления в конце выдоха были получены во время стабильного маневра паузы в конце выдоха, как показано на  Рисунке 1.
  9. В конце каждого экспериментального протокола, пока животные находились под общей анестезией, эвтаназия проводилась путем внутривенного введения KCl (7% раствор, 2 mL/kg).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Попытка установки плеврального катетера с использованием чрескожного метода была проведена на 20 свиньях (Таблица 1). В 17 животных было установлено в общей сложности 34 плевральных катетера (17 передних и 17 задних). Из них 3 катетера (97%) достигли намеченной области плевры, в то время как один передний катетер попал в плевральную полость, но не достиг целевой вентральной области. Таким образом, правильное региональное расположение как передних, так и задних катетеров было достигнуто у 16 из 17 животны...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Данный чрескожный протокол представляет собой практичный и воспроизводимый метод измерения регионального плеврального давления без необходимости проведения торакотомии или торакоскопического доступа. Ряд аспектов процедуры имеет особое значение для обеспечения успешной установки катетера и получения высокоточных записей давления.

Ключевым элементом данной методики является передняя пункция, выполняемая под прямым контролем торакального ультразвукового исследования. УЗИ используется для четкой ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы не заявляют о наличии конфликта интересов.

Благодарности

Эта работа была поддержана грантами NIH R01HL177025 и R01HL171199.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Клейкая лента3M Tegaderm1624WФиксация катетера перед введением интродуцера
Машинка для стрижки животныхтриммер 3M Clipper9661LУдаление волос на грудной клетке
Атропин (инъекционный препарат)Sparhawk Laboratories inc.NDC:58005-354Внутримышечная премедикация
Компьютерный томограф NeuroLogica Omnitom Elite PCD; 1-NL5100-060Оценка положения проводника/катетера и диагностика пневмоторакса;
Программное обеспечение для сбора данных ADInstrumentsLabChart Pro 8.1.31Программное обеспечение для сбора данных с частотой 1000 Гц без цифровой фильтрации
Система сбора данных ADInstrumentsML865Для регистрации плеврального давления
Датчик дифференциального давленияHarvard Apparatus / Hugo Sachs73-3882Датчик давления для регистрации плеврального давления
Одноразовая операционная салфеткаCardinal HealthCAT 28700-004Подготовка стерильной зоны (этап 2.1)
ЭКГ & пульсоксиметрMindray BeneView T5Мониторинг показателей жизнедеятельности
Эндотрахеальная трубка, 7,0 мм Teleflex MedicalREF 5-10314Эндотрахеальная интубация
Эзофагеальный баллонный катетерCooper SurgicalREF 47-9005Используется в качестве катетера для измерения внутриплеврального давления (шаг 2.1)
Фентанил (инъекционный)HikmaNDC 0641-6030-01Внутривенная анальгезия
Марлевые салфетки (стерильные)MedlineREF NON21430LFПодготовка участка (шаг 2.1)
Проводник 0,025" × 33 смTeleflex MedicalREF AW-04025Для техники Сельдингера (шаг 2.1)
Инфузионный насос Smiths MedicalMedfusion 4000Непрерывное введение анестетика
Интродусер, 9 FrCordisREF 402-609XДля установки интраплеврального катетера (этап 2.1)
Аппарат искусственной вентиляции легкихMaquet – GetingeServo-I, вентиляция с контролем объема
Офтальмологическая мазьВетеринарная клиника Lodi Veterinary CareNDC 17033-211-38Защита роговицы после индукции анестезии
Кислород 100% (медицинский)AirgasПоскольку исходный текст не был предоставлен, пожалуйста, отправьте текст для перевода.Для контролируемого пневмоторакса
Панкуроний (инъекционный раствор)Selleck. Химические веществаS2497Нервно-мышечная блокада
Повидон–Раствор йодаBICCACAT 3955-16Антисептика кожи
Пропофол (раствор для инъекций)NorthStarNDC 16714-977-01Индукция и поддержание
Дыхательный контур (контур аппарата ИВЛ)MedlineREF NON026370Стандартная схема
Скальпель № 11Bard-ParkerREF 372611Для разреза кожи (шаг 2.1)
Стерильная хирургическая простыняMedlineREF MDT2168286Подготовка стерильного поля
Стерильные перчатки (латексные)БиогельREF 31280Стерильные защитные перчатки
Стерильный халатHalyardREF 95121Стерильный хирургический халат
Шприцы 10 млMedlineREF SYR110010Для аспирации/инъекции (шаг 2.1)
Шприцы 50 млBDREF 309680Для аспирации воздуха из плевральной полости (шаг 2.1)
Тилетамин–золазепам (для инъекций)VirbacNADA 71805-06Телазол; внутримышечная седация
игла Тьюи, эхогенная, 18G × 100 ммPajunkАРТ 521185-31CДля плевральной пункции (шаг 2.1)
Ультразвуковой датчик (Butterfly iQ+)Butterfly Network950-20002-00Используется с приложением Butterfly iQ для iPad (шаг 2.1)
Программное обеспечение/приложение для ультразвукового исследования Butterfly Network Butterfly iQ 2.46; iPad 11 iPadOS 26Приложение Butterfly iQ для iPad
Ксилазин (раствор для инъекций)Cronus PharmaООО

Ссылки

  1. Dornhorst AC, Leathart GL. A method of assessing the mechanical properties of lungs and air-passages. Lancet. 1952;260(6725):109-11.
  2. Rezoagli E, Laffey JG, Bellani G. Monitoring lung injury severity and ventilation intensity during mechanical ventilation. Semin Respir Crit Care Med. 2022;43(3):346-68.
  3. Gattinoni L, et al. Regional effects and mechanism of positive end-expiratory pressure in early adult respiratory distress syndrome. JAMA. 1993;269(16):2122-7.
  4. Spina S, et al. The pleural gradient does not reflect the superimposed pressure in patients with class III obesity. Crit Care. 2024;28(1):306.
  5. Yoshida T, et al. Spontaneous effort causes occult pendelluft during mechanical ventilation. Am J Respir Crit Care Med. 2013;188(12):1420-7.
  6. Akoumianaki E, et al. The application of esophageal pressure measurement in patients with respiratory failure. Am J Respir Crit Care Med. 2014;189(5):520-31.
  7. Restivo A, et al. Impact of Baydur ratio correction on the reliability of esophageal pressure measurement. J Appl Physiol (1985). 2026. doi: 10.1152/japplphysiol.00364.2026.
  8. Hedenstierna G. Esophageal pressure: benefit and limitations. Minerva Anestesiol. 2012;78(8):959-66.
  9. Milic-Emili J, Mead J, Turner JM, Glauser EM. Improved technique for estimating pleural pressure from esophageal balloons. J Appl Physiol. 1964;19(2):207-11.
  10. Cherniack RM, Farhi LE, Armstrong BW, Proctor DF. A comparison of esophageal and intrapleural pressure in man. J Appl Physiol. 1955;8(2):203-11.
  11. Terzi N, et al. Comparison of pleural and esophageal pressure in supine and prone positions in a porcine model of acute respiratory distress syndrome. J Appl Physiol (1985). 2020;128(6):1617-25.
  12. Yoshida T, et al. Esophageal manometry and regional transpulmonary pressure in lung injury. Am J Respir Crit Care Med. 2018;197(8):1018-26.
  13. Bastia L, et al. Role of positive end-expiratory pressure and regional transpulmonary pressure in asymmetrical lung injury. Am J Respir Crit Care Med. 2021;203(8):969-76.
  14. Katira BH, et al. Positive end-expiratory pressure, pleural pressure, and regional compliance during pronation: an experimental study. Am J Respir Crit Care Med. 2021;203(10):1266-74.
  15. Mojoli F, et al. In vivo calibration of esophageal pressure in the mechanically ventilated patient makes measurements reliable. Crit Care. 2016;20:98.
  16. Lichtenstein D. Lung ultrasound in the critically ill. Curr Opin Crit Care. 2014;20(3):315-22.
  17. Northfield TC. Oxygen therapy for spontaneous pneumothorax. BMJ. 1971;4(5779):86-8.
  18. Bellani G, editor. Mechanical Ventilation from Pathophysiology to Clinical Evidence. Springer International Publishing; Cham; 2022.
  19. Roberts ME, et al. British Thoracic Society guideline for pleural disease. Thorax. 2023;78(11):1143-56.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Больше статей

Катетер под визуальным контролемискусственная вентиляция легкихмеханика дыханияфизиология грудной стенкикатетер с баллоном на концеультразвуковой контрольрегиональное плевральное давление

Эта статья была опубликована

Видео скоро будет доступно

Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.