Методическая статья

Метод телеметрии с использованием специального жилета для мониторинга сердечно-респираторной адаптации у крыс во время физических нагрузок

0 просмотров

⸱

DOI:

10.3791/71616

⸱

25 сентября 2026 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1TIMC CNRS, UMR 5525, Vet Agro Sup, Grenoble INP, Universite Grenoble Alpes, 2Etisense SAS

В этой статье

Краткое содержание

Данный протокол неинвазивной телеметрии с использованием специального жилета позволяет одновременно проводить мониторинг сердечно-респираторной и локомоторной адаптации у крыс во время физических нагрузок. Благодаря отсутствию необходимости хирургической имплантации, этот подход позволяет проводить повторные физиологические измерения у одних и тех же животных, что делает его надежным инструментом для исследований и обучения в области физиологии упражнений.

Аннотация

Оценка сердечно-респираторной адаптации во время физической нагрузки имеет решающее значение не только для изучения физиологической адаптации к физическим тренировкам, но и для доклинических исследований, так как измерения в состоянии покоя могут маскировать лежащие в основе физиологические явления. Однако традиционные доклинические методы, такие как хирургически имплантированная телеметрия или герметичные камеры, имеют значительные ограничения. Для преодоления этих недостатков мы представляем методику без хирургического вмешательства с использованием телеметрической жилетки, позволяющей одновременно мониторировать частоту сердечных сокращений (ЧСС), частоту дыхания (ЧД) и локомоторную активность (ЛА) у крыс во время принудительного бега на беговой дорожке. Протокол включает двухэтапный процесс акклиматизации, предназначенный для обеспечения надлежащей беговой способности животных и целостности данных: во-первых, привыкание к ношению телеметрической жилетки, в которую интегрированы датчики респираторной индукционной плетизмографии и электроды для поверхностной электрокардиограммы; во-вторых, 2-недельное (пять дней в неделю) привыкание к бегу на дорожке. Мы подробно описываем работу с оборудованием и основные этапы контроля качества, включая проверку сигналов в режиме реального времени, чтобы минимизировать стресс животных и обеспечить получение надежных физиологических данных с низким уровнем шума. Мы также приводим репрезентативные примеры сигналов, чтобы помочь пользователям добиться высокого качества данных, особенно при выполнении протоколов физических нагрузок, а также в других экспериментальных условиях. При правильном применении данный протокол обеспечивает стабильный мониторинг при скоростях до 40 cm.s⁻1, позволяя количественно оценить изменения ЧСС, ЧД и ЛА по сравнению с исходным уровнем. Исключая необходимость хирургического вмешательства, этот протокол строго соответствует этическим принципам 3R (reduce, refine, replace — сокращение, совершенствование, замена). Хотя представленные методы ориентированы на физические нагрузки, они могут быть применены в различных областях, включая комплексную сердечно-респираторную характеристику, обучение обращению с животными, мониторинг благополучия, а также в физиологии, фармакологии или образовании.

Введение

Разработка моделей, обеспечивающих ценное понимание динамических аспектов физиологии упражнений, имеет огромное значение во многих областях, таких как тренировки и спортивные достижения, или профилактика заболеваний и реабилитация. Среди физиологических эффектов, связанных с физическими нагрузками, понимание адаптации сердечных и дыхательных функций является ключевым элементом в спортивном (тренировки/результативность) и клиническом (профилактика/реабилитация) контекстах для разработки специфических и индивидуально подобранных программ тренировок и реабилитации. Поэтому крайне важно продолжать расшифровку механизмов сердечно-респираторной адаптации к физическим нагрузкам. С этой целью в доклинических исследованиях, направленных на изучение влияния упражнений на сердечные и дыхательные функции, сейчас широко используются животные модели, включая грызунов. Действительно, они не только позволяют оценивать сердечно-респираторную адаптацию к нагрузкам1, но и необходимы для изучения патофизиологических явлений, которые могут быть скрыты в состоянии покоя2,3. Тем не менее, получение соответствующих физиологических данных во время выполнения упражнений представляет собой серьезную технологическую проблему. Чтобы собранные данные имели физиологический смысл, процесс сбора должен быть максимально неинвазивным. В идеале мониторинг должен проводиться без вмешательства в деятельность пациента или животного, а измерения не должны быть искажены артефактами движения. В настоящее время в доклинических исследованиях нет ни одного измерительного устройства, которое полностью отвечало бы этим основным требованиям.

Более того, идеальное устройство должно соответствовать этическим принципам 3R (сокращение, совершенствование, замена), которыми руководствуются при проведении доклинических исследований на животных4. Эти принципы, наряду с современным социально-экономическим контекстом использования животных в исследованиях и преподавании, подчеркивают необходимость разработки инструментов и исследовательских моделей, обеспечивающих более эффективное и ответственное использование животных. В связи с этим приоритетной задачей представляется разработка и применение носимых устройств и датчиков.

В настоящее время основные доступные методы прямой оценки сердечно-сосудистых и вентиляционных функций у грызунов не могут эффективно использоваться в протоколах физических нагрузок из-за практических ограничений. Например, камеры для плетизмографии всего тела без фиксации признаны точным и неинвазивным подходом для лонгитюдных повторных измерений вентиляционной функции у животных в состоянии бодрствования5. Хотя они обеспечивают надежные измерения в состоянии покоя, активное передвижение вызывает артефакты давления и шум сигнала, что может затруднить интерпретацию респираторных данных во время нагрузки. Аналогичным образом, имплантируемая радиотелеметрия признана золотым стандартом для изучения сердечной функции у свободно передвигающихся грызунов6 и может использоваться для мониторинга ЭКГ и гемодинамических параметров2,7. Однако этот метод имеет серьезные ограничения, связанные прежде всего с хирургической имплантацией датчиков и передатчика. В частности, послеоперационную боль и нарушения, вызванные хирургической раной или самим имплантированным устройством, необходимо купировать с помощью соответствующих протоколов ухода6,8,9. В последнее время всё большее число исследований сосредоточено на неинвазивных методах. Так, проводились исследования с использованием внешних носимых устройств ЭКГ-радиотелеметрии у морских свинок10, бесконтактных устройств определения дыхательной активности на основе эффекта Доплера11 или носимых биосенсоров12. Однако данные методы мониторинга до сих пор находились на стадии подтверждения концепции и требуют дальнейшей разработки перед широкомасштабным применением. Жилетная телеметрия, которая обычно используется как неинвазивное решение для сердечно-респираторной оценки у крупных животных, таких как собаки или приматы13,14, недавно была адаптирована для лабораторных крыс15,16,17 и ювенильных мини-пигов18. Система, показанная на Рисунке 1A–F, состоит из неинвазивного радиоустройства с низким уровнем ограничения подвижности, которое удерживается в жилете, надетом на животное. Она позволяет осуществлять комбинированный мониторинг сердечной деятельности с помощью поверхностной ЭКГ, функции дыхания с помощью респираторной индукционной плетизмографии (RIP) и локомоторной активности с помощью акселерометрии. Предыдущие исследования продемонстрировали способность этой системы эффективно контролировать сердечно-респираторные переменные по сравнению с инвазивными методами15,16. Совсем недавно сообщалось о ее использовании в качестве дополнительного нехирургического подхода к мониторингу в различных контекстах, включая фармакологическую оценку в условиях социализации17,19 или в моделях сердечных заболеваний20.

figure-introduction-1
Рисунок 1: Общий вид основных компонентов системы жилетной телеметрии. (A) Инструментированный жилет, закрепленный на соединительной трубке, (B) электроды Ag/AgCl для мониторинга ЭКГ, (C) радиоизлучатель для сбора и передачи данных, (D) животное в жилете с излучателем, (E) система сбора данных для хранения информации и работы программного обеспечения телеметрии, (F) компьютер, подключенный через Ethernet-кабель, на котором через веб-интерфейс пользователя (UI) отображается программное обеспечение для телеметрии. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть этот рисунок в большем размере.

На основании предыдущего оценочного исследования21 и протокола привыкания22, предлагаемый здесь протокол представляет собой усовершенствованную неинвазивную методику с использованием телеметрической системы в жилете, позволяющей одновременно осуществлять мониторинг частоты сердечных сокращений, частоты дыхания и локомоторной активности крыс во время инкрементальной физической нагрузки.

Протокол

Все эксперименты проводились в соответствии с европейскими (L276-33 2010/63/EU) и французскими (AGRG1231951D) нормами, касающимися защиты и использования лабораторных животных. Процедуры in vivo в данном исследовании были одобрены Комитетом по этике №012 (Университет Гренобль-Альпы), аккредитованным Министерством высшего образования и исследований Франции, под номерами APAFIS#31347-2021042914221915 v2 и APAFIS #52237-2024112821304952 v5.

figure-protocol-1
Рисунок 2: Обзор экспериментального протокола. (A) Общий экспериментальный протокол, включающий фазы привыкания и физических нагрузок. График является ориентировочным и должен корректироваться на основе наблюдений в реальном времени и эффективности привыкания в ходе эксперимента. В частности, животных можно приучать к перемещению в течение периода «Акклиматизации в виварие». (B) Типичный протокол физических нагрузок, включающий стабилизацию после установки оборудования в течение 60 min, запись базовых показателей после 3 min отдыха на беговой дорожке, период разминки, нагрузку с постепенным увеличением интенсивности и фазу восстановления. Периоды анализа данных отмечены светло-красными квадратами. Указанные этапы скорости являются рекомендательными и должны быть адаптированы в зависимости от конкретной модели животного и целей эксперимента. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

1. Животная модель

  1. Используйте крыс, полученных от сертифицированных поставщиков и акклиматизированных к условиям содержания (1 bar; 24 °C; влажность 40–70%; цикл освещения 12 ч свет/темнота) в течение одной недели. Животных содержат парами в стандартных клетках со свободным доступом к корму и воде, обеспечивая их обогащением среды (гнездовым материалом, предметами для грызения, картонными тоннелями).
  2. Проведите индивидуальную маркировку животных (чернила на хвосте).

2. Описание работы с оборудованием

  1. Удаление шерсти: время выполнения 1–2 мин на одно животное
    1. Стригите шерсть животного раз в неделю для обеспечения успешной записи ЭКГ.
    2. Чтобы минимизировать стресс и воздействие анестезии в день эксперимента, выполните эту процедуру накануне; она также может быть проведена в тот же день.
    3. Метод А (опциональная анестезия): введите газовую смесь для анестезии (1,5–5% изофлурана, 20% кислорода и воздух) и поместите крысу в положение на животе (вентральное положение).
    4. Минимизируйте продолжительность анестезии (обычно 2–5 мин), чтобы ее было достаточно только для выстригания шерсти.
    5. Осторожно выстригите шерсть в дорсальной и латеральной областях грудной клетки (Рисунок 3A), используя клипер, и пометьте хвост чернилами.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Полное восстановление и способность к передвижению обычно наступают в течение 5–10 мин после прекращения анестезии.
    6. Убедитесь, что животное пришло в это состояние, прежде чем возвращать его в домашнюю клетку.
    7. Метод B (без анестезии): В качестве альтернативы зафиксируйте крысу вручную на минимальное время, необходимое для выстригания шерсти, обычно не более 2 мин.
    8. Надежно, но осторожно зафиксируйте животное, избегая чрезмерного давления на грудную клетку.
    9. Осторожно выстригите шерсть на дорсальной и латеральной сторонах грудной клетки (Рисунок 3A), используя клиппер, и пометьте хвост чернилами.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Если у животного наблюдаются признаки сильного стресса, немедленно выпустите его и дайте ему время на восстановление перед повторной попыткой проведения процедуры. При использовании данного метода рекомендуется помощь другого человека.
    10. Очистите выбритую область водой, чтобы удалить кожный секрет (себум), вырабатываемый крысой.’очистите кожу и убедитесь, что область полностью высохла. Просушите область марлей.
  2.  Оборудование для работы с животными: Время выполнения — 3–5 мин на одно животное
    ПРИМЕЧАНИЕ: В последующих этапах описывается процесс надевания на животное жилета, установки датчиков и телеметрического устройства с целью минимизации необходимости в физической фиксации.
    1. Выберите подходящий размер жилета, исходя из веса, пола и конкретной линии животного, следуя схемам выбора и таблицам размеров производителя.23.
    2. Осторожно поместите жилет с установленными датчиками на приспособление для подгонки жилета (будьте осторожны, чтобы не повредить датчики и кабели).
    3. Расположите рюкзак над выемкой, расположенной в верхней части монтажного инструмента (Рисунок 4A). Установите монтажный инструмент на прямоугольное основание (Рисунок 4B) и поместите крысу перед самым широким отверстием (со стороны входа в воронку) (Рисунок 4C).
    4. Если крыса отказывается проходить через устройство для фиксации, стимулируйте животное, поместив перед выходом туннель для обогащения среды или его домашнюю клетку.
    5. Как только голова животного появится с другой стороны и станут видны передние лапы: одной рукой удерживайте крысу и инструмент для подгонки вместе, а другой рукой проведите лапы через каждое отверстие, расположенное на передней стороне жилета, чтобы правильно расположить и закрепить его на животном (Рисунок 4D).
    6. Осторожно сдвиньте кожух вниз по телу животного, постепенно извлекая инструмент для фиксации, и дайте животному полностью пройти через инструмент к выходу.
    7. Убедитесь, что жилет расположен правильно и под ним нет складок кожи, а также проверьте соответствие размера рекомендациям по проверке посадки жилета.
    8. При необходимости замените жилет на подходящий по размеру. Животных, которым невозможно безопасно или комфортно подобрать жилет даже после корректировки размера, следует исключить из исследования.
    9. Когда животное достигнет нужного уровня на измерительном инструменте, уберите из его поля зрения стимулирующий элемент, если таковой использовался.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Это предотвратит дальнейшее прохождение крысы через инструмент.
    10. Поместив крысу на лабораторный стол, отстегните рюкзак (Рисунок 4E) и разверните рубашку (Рисунок 4F).
    11. Вставьте электрод ЭКГ Ag/AgCl с красной (положительной) меткой через левое отверстие в обхватке, отмеченное красным крестом (Рисунок 4G), и вставьте черный (отрицательный) электрод в правое отверстие.
    12. Установите электроды согласно II отведению, разместив черный (отрицательный) электрод за правой передней конечностью, а красный (положительный) электрод на левой латеральной стенке грудной клетки в зоне выбривания шерсти, под нагрудным ремнем RIP (Рисунок 3B,C).
    13. Нанесите ЭКГ-гель (от 0,1 до 0,3 мл) на черную метку каждого электрода с помощью шприца и катетера для точного нанесения геля. Слегка прижмите электроды, чтобы они полностью прилегали к коже животного (Рисунок 4H).
    14. Подключите используемые датчики (плетизмограф/электроды ЭКГ) к излучателю, а телеметрический передатчик и блок батарей поместите в рюкзак на спине животного (Рисунок 4I–J).
    15. Загните заднюю часть жилета, чтобы защитить электронику и кабели, уменьшив трение и обеспечив их сохранность. Приложите рюкзак к спине крысы (поверх загнутого жилета) и прикрепите его к дистальной/задней части жилета с помощью застежки-крючка (Рисунок 4K).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Гель наносится после введения электродов, чтобы предотвратить их выскальзывание при прохождении через отверстия в оболочке. Предварительное нанесение геля не рекомендуется, так как это снижает трение и значительно затрудняет точное позиционирование электродов.
  3. Инициация сбора сигнала и проверка качества сигнала
    1. Разместите систему телеметрии в том же помещении, где проводится запись (на расстоянии до 10 метров), обеспечив прямую видимость; при этом блок целесообразно расположить над животным или в одной плоскости с ним.
    2. Запустите систему и откройте программное обеспечение для телеметрии.
    3. Запустите сбор данных в соответствии с процедурой производителя24Проверьте качество сигналов ЭКГ и дыхания и внесите необходимые корректировки (см. Рисунок 5).

figure-protocol-2
Рисунок 3: Виды наркотизированной крысы. (A) Дорсальная и латеральная области грудной клетки с указанием мест удаления шерсти (шаг 2.1): 1) пунктирная линия указывает минимальную верхнюю границу, и 2) двусторонние стрелки указывают минимальную длину выстриженной области. (B) Рекомендуемое расположение электродов отведения II, при котором черный (отрицательный) электрод располагается за правым передним конечностью, а красный (положительный) электрод — на левой латеральной стенке грудной клетки в пределах выстриженной области, под грудным ремнем RIP. (C) Расположение электродов отведения I, при котором электроды расположены горизонтально на грудной клетке: красный (положительный) — за левой передней конечностью, черный (отрицательный) — за правой передней конечностью. Конфигурация отведения II обычно обеспечивает наибольшую амплитуду комплекса QRS и наиболее четкое разрешение зубца P у крыс. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

figure-protocol-3
Рисунок 4: Пошаговая процедура экипировки крысы жилетом, электродами и электронным устройством (раздел 2). (A-B) Поместите жилет на направляющую трубку. (C-D) Проведите животное через направляющую трубку в жилет. (E-F) Отцепите рюкзак и расправьте жилет. (G) Вставьте ЭКГ-электрод с красной (положительной) наклейкой через левое отверстие жилета, отмеченное красным крестом, и введите (0.1 to 0.3 mL электропроводящего геля). (H) Осторожно помассируйте, чтобы электроды полностью прилегали к коже животного. (I-J) Подключите используемые датчики (плетизмография / ЭКГ-электроды) к излучателю и поместите его в карман. (K) Закрепите рюкзак с помощью красного крючка. Нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

3. Процедура демонтажа и хранения оборудования​Продолжительность — 1 мин на одно животное

  1. Поместите крысу на лабораторный стол или удерживайте ее в руке. Отсоедините крючок от рюкзака. Разверните заднюю часть жилета, чтобы получить доступ к выемкам и электродам. Осторожно извлеките их.
  2. Извлеките блок передатчика и аккумулятора из рюкзака. Отсоедините кабели от этого блока.
  3. Выньте передние лапы из отверстий. Дайте крысе возможность двигаться вперед, придерживая жилет с рюкзаком.
  4. По завершении установите пластиковые колпачки на электроды, чтобы предотвратить высыхание геля. Осмотрите датчики кабелей; замените жилеты, если они повреждены или изношены. Дайте жилету высохнуть перед хранением в индивидуальном чехле.
  5. Очистите оборудование с помощью бесспиртового дезинфицирующего средства и салфетки; убедитесь, что все детали сухие. Отсоедините излучатель от аккумулятора, чтобы предотвратить разряд.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Жилет можно использовать повторно для того же животного, если размер соответствует весу животного и датчики не повреждены (дополнительную информацию см. в соответствующем разделе обсуждения).

4. Акклиматизация к ношению телеметрического жилета

ПРИМЕЧАНИЕ: Сессии были организованы в соответствии со следующей процедурой.

  1. Подготовьте животное в соответствии с процедурами, подробно описанными в "Оборудование для работы с животными" раздел
  2. Убедитесь, что жилет прилегает плотно, но комфортно. Запустите запись и верните животное в домашнюю клетку.
  3. В первый день привыкания ограничьте время ношения оборудования животным несколькими часами. Проводите частые клинические осмотры для мониторинга состояния животного.’состоянии. Постепенно увеличивайте ежедневную продолжительность ношения оборудования животным.
  4. Постепенно снижайте частоту наблюдений, если признаков дискомфорта не наблюдается. Продолжайте это прогрессирующее снижение до тех пор, пока время привыкания не будет соответствовать целевой продолжительности записи в данном исследовании.
  5. Остановите запись и снимите оборудование с животного в соответствии с рекомендуемой процедурой. Проверьте качество записанных данных и проведите обследование животного.’до полного восстановления и общего улучшения состояния перед возвращением животного в помещение для содержания.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Описанные выше этапы представляют собой стандартную схему, которую следует адаптировать в соответствии с конкретными задачами исследования.

5.  Привыкание к упражнениям на беговой дорожке

  1. Подготовьте животное (согласно ранее описанному разделу «подготовка животного»). Начните запись.
  2. Верните животное в клетку на период стабилизации после подготовки продолжительностью 60 min, чтобы обеспечить полную физиологическую стабилизацию после надевания жилета в соответствии с ранее установленными рекомендациями17,18,19.
  3. Перенесите животное на остановленную беговую дорожку и подождите 3 min. Начните первый этап на низкой скорости 5 или 10 cm.s-1 в течение 1.5 min.
  4. Подвергайте животное постепенному увеличению скорости бега с шагом 5 cm.s-1 каждые 2 min; на ранних этапах стимулируйте животное к бегу с помощью электрических разрядов беговой дорожки с типичной интенсивностью 0.2 mA.
  5. По окончании упражнения верните животное в клетку. Подождите 30 min перед снятием оборудования с животного.
  6. Повторяйте данный протокол привыкания к беговой дорожке в течение 2 недель по 5 дней в неделю с постепенным увеличением скорости бега и продолжительности упражнения.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Общая продолжительность этого процесса должна составлять от 5 min (в первый день привыкания) до постепенного достижения 25 min (в последний день привыкания).
  7. Следите за достигнутой скоростью бега, а также за количеством разрядов, чтобы отрегулировать интенсивность и продолжительность упражнений в течение 2-недельного периода привыкания.
  8. В качестве гуманной конечной точки прекратите сеанс, если животное получит 10 разрядов или если суммарная продолжительность разрядов составит 10 s. Верните животное в клетку и визуально контролируйте его поведение.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Репрезентативное изображение крысы, бегущей по дорожке в жилете с телеметрической системой, показано на  Рисунке 6.

figure-protocol-4
Рисунок 5: Типичные записи ЭКГ и дыхания во время проверки качества сигнала (шаг 2.3). ЭКГ записывались с частотой 500 Hz/24-bit, а объемы дыхания — с частотой 200 Hz/32-bit. (A) На графике показана высококачественная ЭКГ (четко выраженные зубцы P, QRS, T, низкий уровень шума, окно 3 s с амплитудой > 0.5 mV). (B) На графике показан высококачественный дыхательный сигнал (четко выраженные циклы в покое, окна 20 s, амплитуда > 0.5 arb.u.). (C) На графике показана низкокачественная ЭКГ (сильные помехи, такие как шум 50/60 Hz с амплитудой > 0.5 mV, дрейф изолинии или малый/плоский комплекс QRS, окна 1.5 s). (D) На графике показан низкокачественный дыхательный сигнал (сильный дрейф изолинии с амплитудой > 5 arb.u., затрудняющий идентификацию, окна 12 s). Дыхательный сигнал отражает относительные изменения обхвата грудной клетки и живота, измеренные с помощью респираторной индукционной плетизмографии (RIP); он выражен в произвольных единицах (arb.u.), так как в данном протоколе калибровка объема не проводилась. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

6. Физиологический мониторинг во время треугольного протокола

  1. Подготовьте животное (согласно ранее описанному разделу «Оснащение животного»). Запустите запись и дождитесь стабилизации состояния после установки оборудования в домашней клетке (рекомендуется 60 min), затем обеспечьте период отдыха в течение 3 min на беговой дорожке перед измерениями базового уровня (BL) (Рисунок 2B).
  2. Дайте животному адаптироваться в период разминки на низкой скорости (5 min при 5 cm.s-1) перед началом нагрузочного теста.
  3. Подвергните животное воздействию последовательных уровней скорости, обычно 10, 20, 30 и 40 cm.s-1, при длительности 5 min на каждом уровне.
  4. После завершения упражнения верните животных в клетки, не снимая оборудования, для непрерывного мониторинга сердечной и дыхательной функций в период восстановления.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Типичным протоколом физической нагрузки для оценки максимальной скорости является треугольный протокол. Он заключается в прогрессивном увеличении скорости (например, от 10 до 40 cm.s-1 макс) каждые 5 min, адаптировано из Qin et al.25. Выбор уровней скорости, включая количество этапов и их конкретные диапазоны, должен быть согласован с целями экспериментатора и требуемым физиологическим стрессом.

7. Регистрация физиологических показателей и анализ данных

  1. Оснастите животное имплантируемым телеметрическим устройством и используйте специализированное программное обеспечение для мониторинга различных показателей, включая, помимо прочего: частоту сердечных сокращений (ЧСС), выраженную в ударах в минуту (bpm), которая рассчитывается на основе записи ЭКГ, частоту дыхания (RespR) в дыхательных циклах в минуту (brpm) или уровень локомоторной активности (AL) в mG.  
  2. Остановите запись по окончании эксперимента после периода восстановления.
    ПРИМЕЧАНИЕ: mG соответствует figure-protocol-5  и определяется как figure-protocol-6 где figure-protocol-7 — динамические компоненты ускорения.
  3. Следуйте ранее валидированному подходу21, при котором было показано, что автоматизированный рабочий процесс позволяет получать достоверные физиологические данные без ручного вмешательства.
  4. Убедитесь, что пороги исключения для RR-интервала (от 85 ms до 6 s) и продолжительности дыхательного цикла (от 0,15 до 10 s) в программном обеспечении телеметрии установлены широко; это обеспечит полностью автоматизированный процесс очистки данных без ручного редактирования, что ограничит влияние субъективных решений оператора.
  5. Оцените качество сигнала и, при необходимости, скорректируйте параметры детекции в программном обеспечении, чтобы оптимизировать распознавание циклов для конкретного животного, не прибегая к ручному редактированию отдельных циклов.
  6. Рассчитайте средние значения переменных каждые 10 s для каждого животного и представьте результаты как среднее значение ± SEM. Отметьте специфические интересующие периоды в программе телеметрии.
  7. Определите базовый уровень (baseline) как последние 30 s из 3-минутного периода покоя после размещения животного на беговой дорожке, когда уровень локомоторной активности опускается ниже 10 mG.
  8. Для протокола физической нагрузки пометьте финальные 30 s каждого успешно пройденного уровня скорости. Исключите данные по любому неуспешному уровню и всем последующим уровням.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Исключение неуспешных уровней приводит к прогрессивному уменьшению размера выборки на этапах с более высокой скоростью.

Результаты

Результаты, описанные в разделе «репрезентативные результаты», были получены на 20 взрослых крысах линии Wistar (самцы; 250–400 g).

Рисунок 5 наглядно демонстрирует разницу между типичными телеметрическими сигналами высокого и низкого качества, записанными от животного в состоянии покоя. Рисунок 5A и Рисунок 5B представьте примеры чего-либо высокий—качественные данные. Электрокардиограмма (ЭКГ) в Рисунок 5А обладает высоким качеством, с четко выраженными зубцами P, T и комплексом QRS, минимальным дрейфом изолинии и минимальными сетевыми помехами. Аналогичным образом, респираторный сигнал в Рисунок 5B демонстрирует ожидаемое качество с четкими, хорошо выраженными дыхательными циклами. Напротив, Рисунок 5C и Рисунок 5D приведите примеры низкокачественных сигналов. Низкокачественная ЭКГ в Рисунок 5С характеризуется высоким уровнем электрических помех, таких как такие как выраженный сетевой шум 50/60 Гц или значительный дрейф изолинии. Сигнал также характеризуется ослабленными или отсутствующими комплексами (малыми или плоскими комплексами QRS), что затрудняет точное разделение сердечных циклов. Низкое качество респираторного сигнала в Рисунок 5D аналогичным образом подвержен сильному дрейфу базовой линии и затуханию циклов, что серьезно затрудняет надежную идентификацию дыхательных циклов даже в состоянии покоя животного.

figure-results-1
Рисунок 6: Фотография крысы линии Wistar во время физической нагрузки (шаг 6). Крыса бежит по однополосной беговой дорожке (скорость дорожки = 20 cm.s-1), будучи оснащенной телеметрическим жилетом, электродами и электронным устройством. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Данные, представленные на рисунке 7A–C, были получены от четырех самцов крыс линии Wistar с массой тела от 330 до 340 g и возрастом 10 недель на момент начала исследования. Крысы носили телеметрический жилет в течение 5 дней подряд (с 1-го по 5-й день). Каждая сессия состояла из экипировки животного с последующей 3-часовой записью в домашней клетке. Видеоанализ проводился вручную для выявления форм поведения, связанных с физиологическими изменениями.

Первые два сеанса привыкания вызвали более выраженный стресс, характеризующийся повышенной частотой сердечных сокращений (ЧСС) (от 400 до 500 bpm) и частотой дыхания (ЧД) в течение первого часа после установки датчика. Эти периоды высокой физиологической активации совпадали с интенсивной исследовательской активностью (обнюхивание, частое вставание на задние лапы) и грумингом, что наблюдалось с помощью камеры. Напротив, при правильном выполнении описанного выше протокола привыкания продолжительностью 3–5 дней ожидается снижение этой начальной стимуляции.

На третий день привыкания показатели ЧСС и частоты дыхания возвращались к исходным значениям быстрее, стабилизируясь примерно на уровне 350 bpm и 100 brpm соответственно, приблизительно через 35 min после установки датчиков.

figure-results-2
Рисунок 7: Физиологическая стабилизация в течение последовательных дней привыкания (Шаг 4). На панелях показаны (A) частота сердечных сокращений (HR; bpm), (B) частота дыхания (RespR; brpm) и (C) уровень активности (AL; mG) во время 1-часовой стабилизации после установки телеметрического жилета. Данные собирались в течение 5 последовательных дней привыкания (n=4; самцы, независимая когорта). Данные представлены как среднее значение ± SEM, рассчитанное каждые 5 min. Жирными линиями выделены первый день привыкания (фиолетовые круглые маркеры) и последний день привыкания (зеленые треугольные маркеры). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Результаты были получены в двух экспериментальных группах по восемь крыс, которые успешно прошли процедуру привыкания к беговой дорожке. Эти животные были включены в два независимых эксперимента, проведенных разными исследователями. В первой группе (Группа 1; синие линии) все животные смогли бежать в жилете на скорости до 30 cm.s-1, при этом 7 из 8 животных достигли максимальной скорости 40 cm.s-1, не получив максимального количества электрических разрядов. Напротив, во второй группе (Группа 2; оранжевые линии) 7 из 8 животных пришлось остановить на скорости 20 cm.s-1, так как они достигли гуманного этического критерия окончания эксперимента, составляющего 10 электрических разрядов.

Рисунок 8 демонстрирует отдельные примеры из двух групп. Протокол физической нагрузки для Крысы 0 был преждевременно прекращен. Период восстановления начался с момента остановки беговой дорожки, что произошло до того, как животное успело завершить этап со скоростью 20 cm.s-1. Напротив, Крыса 1 успешно завершила протокол физической нагрузки, продемонстрировав постепенную физиологическую адаптацию после первоначального подъема в начале бега на дорожке. Эта адаптация характеризовалась прогрессивным увеличением ЧСС (Рисунок 8A), ЧД (Рисунок 8B) и AL (Рисунок 8C) на различных этапах скорости, при этом повышенная физиологическая активность сохранялась до успешного завершения этапа 40 cm.s-1. После остановки беговой дорожки началась фаза восстановления, отмеченная снижением ЧСС (Рисунок 8A), ЧД (Рисунок 8B) и AL (Рисунок 8C), которые постепенно возвращались к исходным уровням.

figure-results-3
Рисунок 8: Индивидуальные физиологические реакции во время протокола треугольной нагрузки (Шаг 6). На панелях показаны (A) частота сердечных сокращений (HR; bpm), (B) частота дыхания (RespR; brpm) и (C) уровень активности (AL; mG) для двух субъектов: Крысы 1 (самец), которая прошла этап максимальной скорости, что свидетельствует о правильном обучении, и Крысы 0 (самец), которая прекратила активность на этапе скорости 20 cm.s-1. Сплошные линии обозначают периоды бега животного, а пунктирные линии — период восстановления после прекращения движения на беговой дорожке. Разминка представляет собой 5-минутный период при скорости 5 cm.s-1 после запуска дорожки и до фактического начала теста. Данные представлены в виде среднего значения, рассчитанного каждые 30 s. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Как сообщается в Рисунок 9базовые показатели для группы 1 были зарегистрированы на беговой дорожке следующим образом: ЧСС — 395±14 уд/мин, ЧД 177±15 вдохов в минуту, АЛ на уровне 15±2 мГМониторинговое устройство зафиксировало начальное физиологическое повышение показателей: ЧСС (+26%, +101 уд/мин) (Рисунок 9A), RespR (+46%, +82 уд/мин) (Рисунок 9B), и AL (+1210%, +189 мГ) (Рисунок 9C), вызванный началом бега на беговой дорожке, по сравнению с исходным уровнем. Физиологическое повышение, индуцированное физической нагрузкой при скорости 40 см/с-1 был измерен для группы 1: ЧСС (+28%, +110 уд/мин) (Рисунок 9A), RespR (+71%, +126 уд/мин) (Рисунок 9B), и AL (+2839%, +443 мГ) (Рисунок 9C) по сравнению с ИС. Сопоставимые значения ИС были зафиксированы для группы 2: ЧСС на уровне 399±18 уд/мин, ЧДд 150±15 дыхательных циклов в минуту, и AL на уровне 11±3 мGМониторинговое устройство зафиксировало физиологическое увеличение, вызванное физической нагрузкой, до 20 см/с.-1 как: ЧСС (+23%, +90 уд/мин), ЧД (+81%, +122 д/мин) и AL (+1555%, +171 мG) по сравнению с исходным уровнем. Значения для более высоких скоростей для этой группы не сравнивались, так как только одно животное достигло данных этапов скорости (Рисунок 9D).

Несмотря на эти различия, в обеих группах наблюдалось значительное начальное увеличение ЧСС, ЧДД и AL в начале использования беговой дорожки с последующим прогрессирующим и сопоставимым увеличением этих параметров по мере повышения скорости беговой дорожки.

figure-results-4
Рисунок 9: Физиологические параметры и профили восстановления в независимых экспериментальных группах. На панелях показаны (A) частота сердечных сокращений (ЧСС; bpm), (B) частота дыхания (ЧД; brpm) и (C) уровень активности (AL; mG) во время этапа принудительного бега с заданной скоростью в рамках треугольного протокола (Шаг 6) и последующей фазы восстановления. Данные представлены для Группы 1 (синий цвет; n = 8 самцов) и Группы 2 (оранжевый цвет; n = 8 самцов), полученные в ходе двух независимых испытаний, проведенных разными экспериментаторами в разное время. (D) Количество животных, завершивших этап бега с заданной скоростью. Данные представлены как среднее ± SEM, за исключением панели D, где указано количество животных. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Обсуждение

Данный протокол представляет простой и неинвазивный метод мониторинга адаптации кардиореспираторной системы у грызунов во время инкрементного теста с физической нагрузкой (ИТФН)25Этот подход особенно актуален не только для изучения физиологии физической нагрузки, но и для протоколов, направленных на выявление функциональных изменений, вызванных патологическими моделями, которые могут не проявляться в состоянии покоя2,3.

Хотя протокол разработан для простоты реализации, особое внимание необходимо уделить выбору подходящего размера жилета. Фазы адаптации к жилету и беговой дорожке являются наиболее критическими этапами. Кроме того, перед началом записи важно проверить качество сигнала. Для обеспечения надёжности данных может потребоваться корректировка или устранение неполадок по этим различным пунктам. Ниже подробно описаны эти контрольные точки.

Проверка соответствия размеру куртки

Если животное снимает жилетку в период адаптации или выглядит некомфортно, проверьте посадку, чтобы убедиться в правильности выбора размера, и обратитесь к рекомендациям производителя'рекомендации по размерам23Если животное можно снабдить жилетом, но остаются сомнения в правильности посадки, попробуйте просунуть палец между жилетом и животным’проверьте плечо, чтобы убедиться, что грудные ремни не сдавливают животное чрезмерно’s телом. Палец должен легко проходить внутрь, а ткань должна оставаться мягкой при аккуратном растягивании куртки. Если вставить палец затруднительно или ощущается чрезмерное давление ткани, куртку следует снять, поскольку животное, вероятно, подвергается сжатию. Напротив, слишком большая куртка не будет долго оставаться на месте после надевания и легко снимается животным. Даже если удалось надеть куртку большего размера, она, как правило, смещается назад за лопатки. Если куртка сдвигается хотя бы немного, животное может просунуть лапу за наружный край и в конечном итоге снять всё устройство.

Адаптация & Подгонка куртки

Фаза акклиматизации является критически важным этапом для минимизации стресса в день эксперимента. Действительно, даже неинвазивные процедуры или стандартное обращение с животными могут вызывать временные стрессовые реакции26,27Период акклиматизации позволяет как животным, так и экспериментаторам привыкнуть к процедуре и даёт животным возможность постепенно адаптироваться к дополнительной массе телеметрического устройства (около 15 г), что составляет менее 10% массы тела взрослой крысы в пределах рекомендованного диапазона масс.

Хотя в данном протоколе используется пятидневный период адаптации, эта продолжительность носит ориентировочный характер и может быть скорректирована по необходимости. Действительно, результаты в Рисунок 7A–C показывают, что значения ЧСС, частоты дыхания и уровня АЛ, зарегистрированные через 1 ч после стабилизации, достигли плато через три дня, что подтверждает ранее проведённые исследования17,19,21 который успешно использовал трёхдневный протокол. В любом случае отсутствие нормализации сердечной и дыхательной функций во время сеанса адаптации следует рассматривать как серьёзный показатель дискомфорта животного и, следовательно, недостаточной адаптации. Если такое явление наблюдается независимо от правильности фиксации жилета, настоятельно рекомендуется проверить крыс' условия окружающей среды и содержания для устранения потенциальных стрессоров28,29Кроме того, важно отличать преходящие поведенческие реакции, такие как попытки грызть ограждения или выделение порфиринов (красные слёзы), которые в основном вызываются воздействием непривычной ситуации.26, от упорного нежелания носить жилет, что остаётся исключительным случаем. В первом случае частота таких поведенческих реакций должна снижаться по мере прогрессирования адаптации, что указывает на животное’постепенного принятия процедуры. В последнем случае нежелание носить жилет не ослабевает, и многократное воздействие может представлять собой отрицательное подкрепление. В экспериментах, представленных в данной статье, только одна из 16 крыс пыталась грызть жилет в первый день акклиматизации, и данное поведение не наблюдалось в последующих сессиях. Хотя в конечном итоге все животные переносили ношение жилета, остаётся вероятность, что отдельные особи могут систематически отказываться его носить, что потребует их исключения.

Адаптация к беговой дорожке и треугольный протокол

Хотя предлагаемый протокол адаптации широко используется30,31; различные результаты, полученные в двух отдельных экспериментах, отражают естественную вариабельность индивидуальных и групповых ответов. Несмотря на одинаковую стандартизированную адаптацию, группа 2 достигла этического предела по силе удара на более низких скоростных этапах, что указывает на недостаточную адаптацию для достижения целевых скоростей выполнения упражнений. Примечательно, что средняя частота сердечных сокращений в группе 2 была выше, чем в группе 1, при скорости 20 см·с⁻¹⁻1 на фоне схожих исходных значений, что может отражать повышенную реакцию на стресс, более низкую сердечно-сосудистую выносливость или индивидуальную вариабельность; однако ограниченный размер выборки (n=1 в группе 2 при превышении этой скорости) не позволяет сделать окончательные выводы. Это подчеркивает необходимость постоянного мониторинга в ходе адаптации для динамической корректировки протокола с учетом факторов окружающей среды или особенностей конкретной группы животных, которые обуславливают вариабельность между экспериментами. Для обеспечения достаточной подготовки каждое животное'Прогресс животных и количество полученных импульсов в течение десятидневного периода следует отслеживать на протяжении всего периода адаптации, что позволяет корректировать протокол на основе регулярной переоценки индивидуального прогресса в достижении целевых максимальных скоростей при постепенном тестировании. В качестве общего ориентира, животным обычно требуется первые две-три сессии, чтобы адаптироваться к бегу на беговой дорожке на низких скоростях (ниже 10–20 см·с⁻¹⁻1), постепенно увеличивая скорость (20–30 см·с⁻¹⁻1) в промежуточные сессии (дни 3–6). К концу сессий адаптации хорошо адаптированные животные должны быть способны поддерживать целевую скорость (около 40 см/с)⁻1) до 10-го дня на протяжении всего сеанса, не достигая предела ударного воздействия. Рекомендуется провести предварительный сеанс с постепенным увеличением нагрузки для проверки каждого животного'способность достичь целевой скорости. Этот этап служит окончательной проверкой и позволяет продлить период адаптации для животных, которые не справились с ним удовлетворительно. В конечном счёте, крайне важно обеспечить, чтобы сессии адаптации оставались субмаксимальными; они не должны представлять собой физическую тренировку или влиять на результаты в последующем IET30,31. Включение обоих результатов здесь является сознательным решением, а не методологической ошибкой, поскольку предоставляет пользователям реалистичную иллюстрацию диапазона ответных реакций, которые могут наблюдаться на практике. Данный протокол преследует две цели: адаптацию животных к оборудованию и выявление особей, неспособных выполнять требуемую физическую нагрузку. В то время как 'небегуны' часто не упоминаются в опубликованных отчётах, однако литературные данные показывают, что более чем у 10% крыс может не завершиться адаптация32Следовательно, таких особей следует выявлять на раннем этапе и исключать из исследования. С учётом возможного исключения животных как из-за неподчинения на беговой дорожке, так и из-за отказа от жилета, рекомендуется включать в каждый когорт один или два дополнительных животных для поддержания статистически надёжного размера выборки.

Качество сигнала

Другой частый сценарий устранения неполадок связан с решением проблемы низкого качества зарегистрированного сигнала (как показано на рисунке Рисунок 6, "представительные результаты"). Если низкое качество ЭКГ сохраняется после 2–3 мин (время, необходимое для установления надежного контакта между кожей и электродами), можно предпринять следующие корректирующие действия: 1. Проверка на наличие помех: убедитесь, что складки кожи, складки одежды или отросший волосяной покров не мешают контакту с электродами. 2. Улучшение проводимости: аккуратно помассируйте кожу над электродами. При необходимости нанесите дополнительный слой проводящего геля непосредственно на черные точки в центре клейкой стороны электродов. 3. Проверка оборудования: тщательно осмотрите электроды и провода на наличие признаков повреждений; рассмотрите возможность замены электродов, если качество сигнала остается низким или обнаружены повреждения. Если сигнал RIP шумный, сначала проверьте размер жилета и целостность встроенных швом сенсоров. Если размер не подходит или сенсоры повреждены, жилет необходимо заменить, поскольку это единственный эффективный способ восстановления качества сигнала. Общее качество сигнала может снижаться при более высоких скоростях по сравнению с базовыми записями из-за механических шумов, вызванных движением, проявляющихся в виде повышенных колебаний изолинии и артефактов движения. Влияние этих артефактов и соответствующие стратегии их устранения подробно описаны в других источниках.21.

В данном исследовании используется специфический для грызунов жилет для мультимодальной физиологической оценки (сердечной, вентиляционной и актиграфии) во время постепенно увеличивающейся физической нагрузки на беговой дорожке. Предыдущие исследования показали, что этот прибор обеспечивает результаты, сопоставимые с инвазивными методами оценки сердечной деятельности16,33,34 и вентиляционные15 функции, которые считаются золотым стандартом. Однако большинство из этих инвазивных методов, как правило, несовместимы с протоколами упражнений, проводимых на свободно передвигающихся животных. Только использование имплантируемых телеметрических датчиков (обзор см.35) делает возможным проведение такого рода экспериментов. Однако имплантация этих датчиков требует обширного хирургического вмешательства, которое может негативно сказаться на благополучии животного из-за послеоперационной боли, локализации хирургических ран или дискомфорта, связанного с габаритами устройства, и в конечном итоге может повлиять на поведение и физиологическое состояние животного'фенотип или способность выполнять физические упражнения8,9,36. В этом контексте сохранение животного’сохранение физической целостности во время исследования представляет собой главное преимущество данного метода. Кроме того, хотя специализированные метаболические беговые дорожки позволяют измерять потребление кислорода (figure-discussion-1) и выделение углекислого газа (figure-discussion-2), они не предоставляют прямых функциональных показателей сердечной или дыхательной деятельности. Используемая в данном протоколе внешняя система телеметрии совместима с этим оборудованием и устраняет данный пробел, эффективно дополняя конечные точки, доступные с помощью этих методов. Наконец, хотя скорость беговой дорожки зачастую используется как показатель механической работы, выполняемой во время ИЭТ, включение акселерометра позволяет напрямую измерять актиграфию, обеспечивая более полные данные об активности животного и позволяя анализировать движения за пределами простой скорости локомоции.

Помимо физиологии физической нагрузки, данная телеметрическая система с жакетом может находить более широкое применение в экспериментальных условиях, требующих нехирургического амбулаторного кардиореспираторного мониторинга. После соответствующей акклиматизации удалось провести длительную запись данных в течение до 48 ч33, что открывает перспективы для исследований циркадной и связанной со сном физиологии, а также для протоколов продольного мониторинга. Помимо представленного здесь протокола физической нагрузки, данная технология уже применялась в других контекстах, включая фенотипирование сердечно-сосудистой системы в моделях заболеваний, где недавно были опубликованы параметры, полученные из ЭКГ, и вариабельность сердечного ритма у крысиных моделей ишемической кардиомиопатии20 и сердечно-сосудистых нарушений, ассоциированных с хронической болезнью почек37, демонстрируя его применимость за пределами условий острого физического напряжения. Такой подход может представлять интерес и для других доклинических применений, включающих спонтанную или вызванную нагрузкой активность, в том числе модели судорог или эпилепсии, исследования фармакологической безопасности17,19и мониторинг восстановления после хирургического вмешательства38Хотя эти применения не оценивались специально в настоящем исследовании, они демонстрируют универсальность и трансляционный потенциал данной нехирургической платформы мониторинга. Текущий метод имеет несколько ограничений, требующих внимания. Во-первых, предлагаемый протокол является универсальным и разработан для здоровых животных. Следовательно, посадка и переносимость жилета могут варьироваться в зависимости от размера животного, состава тела, штамма, пола и физиологического состояния, что потенциально может ограничивать его применимость у очень мелких, ожиревших или больных животных. Кроме того, исследователям, работающим с конкретными моделями (например, с ожиревшими животными), необходимо самостоятельно адаптировать программу физических упражнений независимо от системы измерения.

Рекомендуется провести предварительное исследование на небольшой группе животных, чтобы тщательно оценить возможные ограничения до выполнения основного эксперимента. Следует также отметить, что данный протокол был разработан с использованием коммерческой телеметрической системы с жилетом. Хотя общие принципы, описанные здесь, применимы в широком смысле, характеристики работы системы, такие как качество сигнала, посадка жилета и формат выходных данных, могут отличаться от аналогичных параметров других телеметрических платформ. Поэтому исследователям рекомендуется проверить работоспособность своей конкретной системы перед проведением основного эксперимента. Кроме того, с учётом этических и социальных аспектов доклинических исследований, применение слабого неприятного стимула (электрической стимуляции низкой интенсивности) для контроля физической нагрузки, представленного здесь, может вызывать вопросы. Несмотря на усиление регуляторного контроля, данный подход остаётся наиболее распространённым методом. Как недавно было обобщено Окамото и др.39, это по-прежнему предпочтительный вариант, когда требуется точный контроль интенсивности и продолжительности физической нагрузки. Напротив, когда строгий контроль физической нагрузки не является необходимым, в ряде исследований предлагается заменить электрическую стимуляцию потенциально менее неприятными стимулами, включая сжатый воздух, тактильные сигналы или шум (обзор см.40). Аналогичным образом использование парадигм с положительным подкреплением в качестве альтернативы аверсивным стимулам исследуется уже более десяти лет41; однако стандартизированные протоколы физических упражнений, основанные исключительно на положительном подкреплении, пока не разработаны. Потенциальные применения данного метода весьма обширны и охватывают как конкретные научные исследования, так и образовательные программы. В научных исследованиях этот подход может широко применяться в работах, требующих контролируемого протокола физической нагрузки для оценки кардиореспираторной функции. Основные направления его использования включают: i) проведение тестов с физической нагрузкой, сопоставимых с применяемыми у человека, для точной оценки адаптивных возможностей кардиореспираторной системы в нормальных и патологических условиях; ii) стандартизацию тренировочных или реабилитационных протоколов в различных животных моделях экспериментальных заболеваний; iii) обеспечение возможности длительного мониторинга физиологических эффектов, вызванных тренировкой или реабилитацией, в течение продолжительных периодов времени; iv) выявление физиологических нарушений, таких как те, которые связаны с сердечной недостаточностью, которые могут не проявляться у животных в состоянии покоя. С педагогической точки зрения, данная модель предоставляет значительные преимущества для практических занятий в университетах, тем самым непосредственно или косвенно соблюдая принципы «3R»4 : “Уточнение”, “Восстановление” и “Замена” в использовании животных. Это способствует “Уточнение” благодаря своей совершенно неинвазивной природе, тем самым сохраняя животное’физической целостности, в отличие от традиционных методов изучения физиологии кардиореспираторной системы. Кроме того, такой многомодальный подход позволяет студентам изучать кардиальную и респираторную физиологию с использованием одной системы в ходе одного занятия, обеспечивая комплексную иллюстрацию физиологического гомеостаза. Это косвенно способствует “Восстановление” в количестве животных. В образовательном контексте данная система также может способствовать “Замена” благодаря возможности создания реалистичных физиологических баз данных, дополняющих практическую подготовку и обучение на основе моделирования в преподавании физиологии, что позволяет продемонстрировать широкий спектр физиологических ситуаций42Действительно, с образовательной точки зрения сценарии устранения неисправностей, описанные в данном протоколе, представляют особую ценность, поскольку дают примеры, основанные на реальных экспериментальных условиях, в которых можно проиллюстрировать межиндивидуальную изменчивость и технические трудности. По мере того как университеты всё чаще дополняют или заменяют использование животных инструментами моделирования, доступ к таким примерам становится особенно актуальным. Кроме того, дополнение физиологических записей видеоданными, полученными в ходе настоящего протокола, может предоставить студентам визуальный контекст, включая примеры не реагирующих на стимулы животных, что способствует лучшему пониманию и усвоению материала.

Раскрытие информации

Тимоте ФЛЕНЕ (Timothé FLENET) и Шарль ЭЙНАР (Charles EYNARD) являются сотрудниками и акционерами компании ETISENSE SAS. Агата КАМБЬЕ (Agathe CAMBIER) является сотрудницей компании ETISENSE SAS. ETISENSE SAS — компания, производящая систему телеметрии в жилете, используемую в данном протоколе.

Благодарности

Эти результаты были получены в рамках проекта LEARN (23FC3R-001), который был поддержан грантом FC3R «Цифровые инструменты»42. Данная финансовая поддержка от GIS FC3R с использованием средств под управлением Inserm способствовала разработке цифровой платформы для высшего образования, посвященной экспериментальной физиологии.

Генеративный ИИ использовался для редактирования языка и оптимизации рукописи с целью повышения ясности и удобочитаемости. Авторы проверили и при необходимости отредактировали полученный результат и несут полную ответственность за окончательное содержание рукописи.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Камера-фишай 6 МПксReolink, Hong Kong, ChinaFE-WИспользуется для наблюдения за животными в период привыкания.
Машинка для стрижкиAesculap Schermaschinen, Suhl, GermanyClipper Aesculap Exacta GT416Используется для удаления шерсти. Подходит любая альтернативная сетевая или аккумуляторная машинка со способностью стрижки до 0,1 mm.
Компьютер с веб-браузеромЛюбой поставщикN/AИспользуется для запуска программного обеспечения телеметрии и записи видео. Может быть использован любой компьютер с современным веб-браузером.
Одноразовые адгезивные поверхностные ЭКГ-электродыETISENSE, Lyon, FranceELEC-R-1PAIRПоверхностные электроды Ag/AgCl, которые помещаются под жилет для записи ЭКГ. 
Контактный гель для ЭКГ ASEPT INMED, QUINT-FONSEGRIVES, FranceUni Gel ECG, 251005Используется для улучшения контакта и прилегания ЭКГ-электродов. Можно использовать любой контактный гель для ЭКГ.
Станция для газового наркозаTEM SEGA, Saint-Médard-en-Jalles, FrancePortico veterinary gas anesthesia station with ISOTEC 3 evaporatorИспользуется для анестезии животных во время стрижки шерсти. Можно использовать любую эквивалентную станцию для анестезии грызунов.
МарляЛюбой поставщикN/AИспользуется для просушивания выстриженной области после очистки. Подходит любая стерильная или нестерильная абсорбирующая марля.
Инструментированный жилет ETISENSE, Lyon, FranceJKT-RAT-T1Телеметрический жилет с респираторными датчиками, используемый для фиксации электродов и передатчика. Доступен в разных размерах в зависимости от веса и штамма животных; для выбора подходящего размера обратитесь к таблицам подбора производителя23.
Внутривенный катетер без иглыTERUMO, Laguna, PhilippinesSURFLO 22G 0,85x25 SR+OX2225C1Используется для точного нанесения геля. Может использоваться повторно. Можно использовать любую эквивалентную комбинацию шприца и катетера.
ИзофлуранVirbac, Santé Animale, FranceVetflurane, 401346Ветеринарная форма изофлурана, используемая для газовой анестезии во время стрижки шерсти (1,5–5% в смеси 20% кислорода и воздуха). Можно использовать любой другой эквивалентный ветеринарный изофлуран. Применять в соответствии с местными правилами.
Инструмент для подгонки жилета ETISENSE, Lyon, FranceFTUB-R-BDДополнительный инструмент, используемый для облегчения надевания жилета на животное с минимальной фиксацией.
Моторизированная беговая дорожка BIOSEB, Vitrolles, FranceBX-TMОдно- или многодорожечная моторизированная беговая дорожка, подающая электрические разряды силой 0,2 mA.
Перманентный маркерЛюбой поставщикN/AИспользуется для маркировки хвоста для индивидуальной идентификации животных. Подходит любой нетоксичный водостойкий перманентный маркер.
Дезинфектор для поверхностейFranklab, Montigny le Bretonneux, FranceFB Spray, 10515Используется для очистки оборудования после использования. Можно использовать любой безспиртовой дезинфектор для поверхностей.
Шприц без иглы (1 или 5 mL)BD, Pont-de-Claix, FranceBD Plastipak,303172Используется для точного нанесения геля. Может использоваться повторно. Можно использовать любую эквивалентную комбинацию шприца и катетера.
Программное обеспечение для телеметрииETISENSE, Lyon, FranceLASA software v2.17 or later versionВеб-ориентированное ПО для сбора и анализа физиологических данных.
Телеметрическая система для сбора физиологических данныхETISENSE, Lyon, FranceDECRO systems : SYS-NANOACQ4, SYS-S2, SYS-S1 or equivalent Доступна в различных конфигурациях в зависимости от количества животных.
Телеметрический передатчик и аккумуляторный блок для сбора физиологических данныхETISENSE, Lyon, FranceEMET-HD-ACQ-REVGТелеметрический передатчик, регистрирующий ЭКГ, сигналы дыхания и 3D-акселерометрию, с перезаряжаемой батареей (12 часов непрерывной работы). 
Программное обеспечение для записи видеоReolink, Hong Kong, ChinaReolink Client v8.17.6 or later versionИспользуется для записи видео. Доступны версии для Windows и Mac.

Ссылки

  1. Yan Z, et al. Cardiac effects of treadmill running at different intensities in a rat model. Front Physiol. 2021;12:774681.
  2. Kuczmarski JM, Unrath K, Thomas GD. Exaggerated cardiovascular responses to treadmill running in rats with peripheral arterial insufficiency. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2018;314(1).
  3. Dellavechia-De-Carvalho C, Rebelo MA, De-Moraes C, Papoti M. Aerobic capacity evaluation of Sprague Dawley rats in treadmill running: comparison between protocols. Braz J Med Biol Res. 2025;58.
  4. Russell W, Burch R. The principles of humane experimental technique. Methuen & Co. Ltd.; London; 1959.
  5. Hoymann HG. Lung function measurements in rodents in safety pharmacology studies. Front Pharmacol. 2012;3:156.
  6. Kramer K, Kinter LB. Evaluation and applications of radiotelemetry in small laboratory animals. Physiol Genomics. 2003;13(3):197-205.
  7. Brown MB, et al. Novel assessment of haemodynamic kinetics with acute exercise in a rat model of pulmonary arterial hypertension. Exp Physiol. 2015;100(6):742-754.
  8. Hale E, et al. The rat telemetry assay and venous catheter access buttons for use in cardiovascular safety pharmacology assessments - surgical methods, refinements and colony maintenance. J Pharmacol Toxicol Methods. 2024;127:107517.
  9. Schuler B, et al. Optimized surgical techniques and postoperative care improve survival rates and permit accurate telemetric recording in exercising mice. BMC Vet Res. 2009;5:28.
  10. Amrani A-IE, et al. Jacketed external telemetry in the guinea-pig. Toxicol Lett. 2012;211.
  11. Zeng T, Mott C, Mollicone D, Sanford LD. Automated determination of wakefulness and sleep in rats based on non-invasively acquired measures of movement and respiratory activity. J Neurosci Methods. 2012;204(2):276-287.
  12. Cotur Y, et al. Bioinspired stretchable transducer for wearable continuous monitoring of respiratory patterns in humans and animals. Adv Mater. 2022;34(33):2203310.
  13. Chui RW, et al. Assessment of two external telemetry systems (PhysioJacketTM and JETTM) in beagle dogs with telemetry implants. J Pharmacol Toxicol Methods. 2009;60(1):58-68.
  14. Authier S, et al. Safety pharmacology investigations in toxicology studies: an industry survey. J Pharmacol Toxicol Methods. 2013;68(1):44-51.
  15. Flenet T, et al. High-resolution respiratory inductive plethysmography in rats: validation in anesthetized conditions. Physiol Meas. 2017;38(7):1362-1372.
  16. Fontecave-Jallon J, et al. Inductive plethysmography in rats: towards a new standard for longitudinal non-invasive cardiac output monitoring in preclinical studies. Physiol Meas. 2018;39(9):095006.
  17. Fares R, et al. Non-invasive jacketed telemetry in socially housed rats for a combined assessment of respiratory system, electrocardiogram and activity using the DECRO system. J Pharmacol Toxicol Methods. 2022;117:107195.
  18. Penard L, et al. Implementation of cardiorespiratory monitoring in the juvenile minipig using a noninvasive jacketed telemetry system. Birth Defects Res. 2021;113(10):806.
  19. Fares R, Champeroux P. Simultaneous assessment of central nervous and respiratory systems using jacketed telemetry in socially housed rats: application of the 3Rs principles in core battery safety pharmacology studies. J Pharmacol Toxicol Methods. 2023;121:107268.
  20. Detrait M, et al. Cardiac sympathetic denervation mitigated ischemic cardiomyopathy progression in a rat model of sleep apnea. J Am Heart Assoc. 2025;14(11).
  21. Tanguy S, et al. Jacketed telemetry in rats: a novel non-invasive method for cardiorespiratory phenotyping during treadmill exercise. Lab Anim. 2025;59(2):215-225.
  22. Fares RP, Boire A, Eynard C, Flenet T. Simultaneous non-invasive telemetric electrocardiogram and respiratory measurement with a connected jacket (DECRO system) in rats. Research Square. 2020:10.21203/rs.3.pex-860/v1.
  23. ETISENSE. DECRO - Rat jacket specification and size selection. Lyon: ETISENSE; 2026:https://support.etisense.com/portal/en/kb/articles/rat-table-selection-of-jackets.
  24. ETISENSE. DECRO - How to start and stop a data acquisition. Lyon: ETISENSE; 2026:https://support.etisense.com/portal/en/kb/articles/make-and-stop-a-data-acquisition.
  25. Qin F, et al. Maximum oxygen consumption and quantification of exercise intensity in untrained male Wistar rats. Sci Rep. 2020;10(1):11520.
  26. Mason G, et al. Non-invasively assessing disturbance and stress in laboratory rats by scoring chromodacryorrhoea. Altern Lab Anim. 2004;32(1 Suppl):153-159.
  27. Delaunois A, Dedoncker P, Hanon E, Guyaux M. Repeated assessment of cardiovascular and respiratory functions using combined telemetry and whole-body plethysmography in the rat. J Pharmacol Toxicol Methods. 2009;60(2):117-129.
  28. National Research Council Committee on Recognition and Alleviation of Distress in Laboratory Animals. Recognition and alleviation of distress in laboratory animals. National Academies Press; Washington, DC; 2008.
  29. Conour LA, Murray KA, Brown MJ. Preparation of animals for research--issues to consider for rodents and rabbits. ILAR J. 2006;47(4):283-293.
  30. Reboul C, et al. Cardiac remodeling and functional adaptations consecutive to altitude training in rats: implications for sea level aerobic performance. J Appl Physiol. 2005;98(1):83-92.
  31. Goret L, et al. Training does not affect the alteration in pulmonary artery vasoreactivity in pulmonary hypertensive rats. Eur J Pharmacol. 2005;527(1-3):121-128.
  32. Garrigos D, et al. A handful of details to ensure the experimental reproducibility on the forced running wheel in rodents: a systematic review. Front Endocrinol. 2021;12:638261.
  33. Scorrano F, Stuber N, Dreessen K, Cordier V. Evaluation of a new telemetry jacket system for rats. Lab Anim. 2022;56(1):155.
  34. Fontana-Pires L, et al. Continuous non-invasive extraction of hemodynamic variables from thoracocardiographic signals using the ensemble averaging technique: validation in anesthetized rats without ventilatory support. Physiol Meas. 2025;46(12):125002.
  35. Laske TG, Garshelis DL, Iles TL, Iaizzo PA. An engineering perspective on the development and evolution of implantable cardiac monitors in free-living animals. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 2021;376(1830):20200217.
  36. Helwig BG, Ward JA, Blaha MD, Leon LR. Effect of intraperitoneal radiotelemetry instrumentation on voluntary wheel running and surgical recovery in mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 2012;51(5):600-608.
  37. Soulie M, et al. Altered ECG parameters with loss of cardiac variability and prolonged QTc in a non-diabetic chronic kidney disease rat model. Arch Cardiovasc Dis. 2024;117(6-7).
  38. Cambier A, et al. Refining the implementation of surgical protocols: benefits of non-invasive cardiorespiratory monitoring in rat. Lab Anim. 2022;56(1):152.
  39. Okamoto M, Hata T, Hiraga T, Soya H. Treadmill running model for rodents as a translational approach based on human physiological responses. In: Soya H, editor. Exercise Brain Stimulation for Cognitive Function and Mental Health. Singapore: Springer Nature Singapore; 2025.
  40. Poole DC, et al. Guidelines for animal exercise and training protocols for cardiovascular studies. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2020;318(5).
  41. Fantegrossi WE, Xiao WR, Zimmerman SM. Novel technology for modulating locomotor activity as an operant response in the mouse: implications for neuroscience studies involving exercise in rodents. J Neurosci Methods. 2013;212(2):338-343.
  42. FC3R. Digital tools - Call for project FC3R - LEARN (L3Rn) (23FC3R-001): development of an innovative platform for teaching experimental physiology in higher education. France: FC3R; 2024:https://www.fc3r.com/en/digital-tools-3-2023.html.

Перепечатки и разрешения

Теги

Нагрузка на беговой дорожкефизиология крысмониторинг частоты сердечных сокращенийчастота дыханиялокомоторная активностьнеинвазивный мониторингфизиологическая акклиматизацияблагополучие животных

Эта статья была опубликована

Видео скоро будет доступно

Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.