Повторяющаяся процедура снижения веса для установления мышиной модели хронической черепно-мозговой травмы

Краткое содержание

Представлен протокол для установления повторяющейся модели лёгкой черепно-мозговой травмы с закрытой головой для изучения механизмов, лежащих в основе хронического депрессивного поведения при отсутствии грубых структурных поражений мозга.

Аннотация

Травматическое повреждение мозга (ЧМТ) может привести к стойким нейропатологическим изменениям и долгосрочным нейропсихиатрическим последствиям. Во время восстановления значительная часть пациентов развивает аффективные нарушения, включая депрессивные симптомы и жалобы, связанные со сном, даже если рутинная компьютерная томография или магнитно-резонансная томография не выявляет явных структурных аномалий. Для изучения механизмов, лежащих в основе хронических посттравматических нейропсихиатрических симптомов, необходимы экспериментальные модели, воспроизводящие эти признаки. Здесь мы представляем протокол для установления повторяющейся модели мыши с закрытой головой лёгкой травматической травмы мозга для изучения механизмов, лежащих в основе хронического депрессивного поведения при отсутствии явных грубых структурных поражений мозга, выявленных макроскопическим исследованием и взвешенным T2-взвешенным МРТ. В этом методе целый череп обнажается и подвергается повторяющимся ударам с использованием очерченных параметров снижения веса в течение пяти последовательных дней. При описанных здесь условиях процедура приводит к закрытой черепной травме без грубого перелома черепа или макроскопического фокального ушиба. После периода после травмы мыши проявляют депрессивное поведение, при этом при этом не выявляя явных очаговых структурных аномалий при обследовании или магнитно-резонансной томографии с T2 взвешенностью в условиях, использованных в данном исследовании. Этот протокол предлагает экспериментальный подход для изучения хронического депрессивного поведения после повторяющихся лёгких травм головного мозга и оценки возможных терапевтических вмешательств.

Введение

Однако, поскольку нынешняя парадигма в первую очередь оказывает линейное воздействие мыши с фиксированной головой, её следует интерпретировать как модель с закрытой головой rmTBI, оптимизированную для изучения хронических аффективных исходов, а не как прямое биомеханическое имитирование спортивного сотрясения мозга или незначительных травм на пути.» Травматическое повреждение мозга (ЧМТ) в настоящее время является одной из ведущих причин заболеваемости и смертности, связанной с травмами, возлагая значительную медицинскую и экономическую нагрузку на семьи и общество ^1,2. Примечательно, что повреждение центральной нервной системы после ЧМТ не является временным; Обычно он развивается хронически и прогрессивно. Исследование ЧМТ показало, что даже через 18 лет после травмы активация микроглии сохраняется, а длительное хроническое нейровоспаление продолжает вызывать серьёзное ухудшение^{нервов 3}. Эпидемиологические данные показывают, что до 28%–32% пациентов развивают тяжёлые аффективные расстройства в течение длительной^{фазы 4} восстановления. В этой статье rmTBI относится к повторяющейся парадигме индукции лёгкой черепно-мозговой травмы, тогда как последующий хронический посттравматический этап, характеризующийся постоянными поведенческими изменениями, здесь называется хронической травматической травмой головного мозга (c-TBI). Термин c-TBI используется здесь для описания хронического состояния после травмы, характеризующегося стойкими поведенческими изменениями после rmTBI, а не для отдельной парадигмы травмы. Это использование концептуально соответствует нашей предыдущей работе, демонстрировавшей, что экспериментальная ЧМТ может развиваться как прогрессирующий хронический процесс, связанный с долгосрочными гистопатологическими и поведенческими аномалиями.

Эти хронические нейропсихиатрические последствия серьёзно снижают качество жизни пациентов и их^{функциональные результаты 5}. Однако точный патогенез, лежащий в основе этих вторичных аффективных расстройств, остаётся недостижимым, а возможности клинического лечения крайне ограничены. Поэтому исследование механизмов депрессивного поведения, вызванного c-TBI, и выявление точных терапевтических целей имеют острую клиническую необходимость и значительное практическое значение.

Для прояснения патологических механизмов ЧМТ исследователи разработали различные модели на животных, среди которых модель контролируемого кортикального воздействия (CCI) в настоящее время является одной из самых широко^{используемых 6,7}. CCI позволяет точно контролировать параметры удара для создания высоковоспроизводимых фокальных поражений. Однако как модели ККИ, так и традиционные гидроударные травмы (ФПИ) обычно требуют краниотомии. Эти подходы особенно полезны для изучения фокальных ушибов, потери тканей и тяжёлых нейровоспалительных реакций, связанных с поражениями, но они, как правило, имитируют тяжёлый открытый ЧМТ, который значительно отличается от наиболее распространённых клинических проявлений лёгких травм закрытой головы, таких как спортивные сотрясения ^8,9. Ключевым является то, что некроз мозговых тканей, рубцовость глии и поздняя стадия кавитации, вызванные краниотомией и ударом, имеют два основных ограничения. Во-первых, серьёзные структурные дефициты часто вызывают моторную дисфункцию, что напрямую затрудняет точную оценку поведенческих исходов. Во-вторых, физическая потеря ткани разрывает дальний нейронный проекцион. Как показано в предыдущих исследованиях с использованием модели ЧМТ, индуцированной CCI, у мышей наблюдались значительные фокальные ушибы^{мозга 4}. Это структурное нарушение серьёзно затрудняет применение современных нейроанатомических методов, таких как отслеживание вирусов, что делает практически невозможным исследование психиатрических симптомов и связанных с ними нейронных цепей. Соответственно, хотя эти модели остаются ценными для исследований тяжелой или фокальной ЧМТ, они могут быть менее подходящими, если целью является изучение хронических аффективных аномалий после повторяющихся лёгких закрытых травм головы, особенно когда сохранение структурной целостности важно для поведенческих и контурных анализов.

Чтобы преодолеть ограничения вышеупомянутых моделей тяжелой открытой черепной мозговой травмы, в этом исследовании рассматривается протокол установления повторяющейся модели лёгкой черепно-мозговой травмы (rmTBI) мыши с использованием метода снижения веса на обнажённом, целом черепе без краниотомии. Этот протокол использует точно определённые параметры удара: высота падения 25 см и вес 20 г. Место удара было направлено на 2 мм левее сагиттального шва и на 2 мм позади коронального шва, используя изогнутый металлический кончик ударного шва диаметром 4 мм для обеспечения точности и равномерности ударной силы. Кроме того, специфическая частота повторяющихся воздействий в течение пяти последовательных дней обеспечивает стабильность хронических патологических изменений. Комплексные обследования, включающие МРТ, гистопатологию и поведенческие анализы, показывают, что эта мышиная модель демонстрирует значительные депрессивные проявления поведения, сохраняя при этом грубую структурную целостность мозга без явных фокальных ушибаний или моторных нарушений. Этот фенотипический профиль отражает отдельные поведенческие особенности повторяющихся лёгких травм головы, включая нейропсихиатрические изменения, несмотря на отсутствие явных структурных аномалий при рутинной^{нейровизуализации} 10,11,12,13. Однако, поскольку нынешняя парадигма в первую очередь обеспечивает линейное воздействие на мышь с фиксированной головой, её следует интерпретировать как модель rmTBI с закрытой головой, оптимизированную для изучения хронических аффективных исходов, а не как прямое биомеханическое подражание спортивной сотрясению мозга или незначительной травмы на пути.

Протокол

Все процедуры на животных были одобрены Институциональным комитетом по уходу и использованию животных Института искусственного интеллекта, Всесторонний национальный научный центр Хэфэй (Одобрение No IAI2024071004). Все процедуры проводились в соответствии с институциональными и национальными рекомендациями по уходу и использованию лабораторных животных. Схематическая схема экспериментального протокола показана на рисунке 1. Аналогичное оборудование от других производителей может использоваться при условии сохранения критических характеристик производительности, таких как вес удара 20 г, высота перепада 25 см, диаметр наконечника ударного устройства 4 мм, надёжная подача изофлурана и настройки МРТ, сопоставимые с используемыми здесь. Реагенты и используемое оборудование перечислены в Таблице материалов.

1. Приготовление животных

1. Приготовьте животных.
   1. Используйте самцов C57BL/6N в возрасте 8–10 недель и весом 20–25 г.
   2. Мышей содержат в индивидуально вентилируемых клетках (IVC) в специализированном помещении для животных без патогенов (SPF). Обеспечивайте едой и водой ad libitum и поддерживайте 12 часов света и 12 часов темноты при контролируемой температуре и влажности.
   3. Привыкайте мышей к комнате для проживания перед экспериментом и проведите регулярный скрининг здоровья в соответствии с процедурами ухода за животными.
2. Распределите группы.
   1. Случайным образом распределите мышей к группе Наивной, Шам группе и группе c-TBI. Исследователи, отвечавшие за интерпретацию МРТ, общую патологическую оценку и поведенческое оценка/анализ данных, были ослеплены к распределению групп.
   2. Запишите идентификационный номер животного и групповое распределение перед первой сессией травмы.

2. Подготовка к операции и анестезии

1. Подготовьте хирургические инструменты и анестезиологическую систему.
   1. Подготовьте стерильный скальпель с лезвием No11, стерильными ватными палочками, стерильным физиологическим раствором, раствором 10% повидона-йода, 5-0 неуасасывающим монофиламентом из полипропилена, клейкой лентой и глазной мазью с хлортетрациклином.
   2. Стерилизуйте хирургические инструменты перед использованием, разместите их на чистом хирургическом поле и поддерживайте асептическую технику на протяжении всей процедуры. Носите соответствующие средства индивидуальной защиты, включая перчатки, лабораторный халат и защиту глаз.
   3. Подготовьте термостатическую грелку и установите её на 37 °C ± 0,5 °C.
   4. Подключите индукционную камеру и носовой конус к системе газовой анестезии лабораторных животных.
   5. Установите расход кислорода на 0,5–1,0 л/мин и подготовьте испаритель изофлурана к индукции и обслуживанию. Проведите анестезию в хорошо проветриваемом помещении или используйте одобренную систему очистки отходных газов.
2. Подготовьте мышь к операции.
   1. Вводите бупренорфин HCl (0,1 мг/кг, внутрибрюшинно) за 30 минут до анестезии и операции в соответствии с утверждённым протоколом на животных.
   2. Поместите мышь в индукционную камеру и введите анестезию изофлураном. Установите вапорайзер на 3–5% для индукции и непрерывно следите за мышью, пока не исчезнет рефлектор выпрямления и не прекратится спонтанное движение конечностей. Не превышайте 5% изофлурана во время индукции.
   3. Перенесите мышь в стереотаксичную раму в положении лежа и поддерживайте анестезию через носовой конус. Уменьшите параметры вапорайзера до 1%–2% для поддержания при сохранении расхода кислорода на уровне 0,5–1,0 л/мин.
      1. Во время процедуры поддерживайте стабильную частоту дыхания примерно 60–100 вдохов в минуту. Если частота дыхания опускается ниже 60 вдохов в минуту или дыхание становится поверхностным или нерегулярным, немедленно снижайте концентрацию изофлурана, обеспечивайте поддерживающее согревание и откладываете воздействие до восстановления стабильного дыхания. Не превышайте 2% изофлурана во время поддержания.
   4. Подтвердите адекватную анестезию по отсутствию рефлекса отступления педалей, закрепите голову ушными планками стереотаксичной рамы, не повреждая барабанные перепонки (рисунок 2A), и удержите мышь в положении лежа. Если адекватная анестезия не может быть обеспечена в указанных диапазонах индукции и поддержания, или возникает чрезмерное дыхание, исключайте животное из этой сессии травмы.
   5. Нанесите глазную мазь с хлортетрациклином на оба глаза, побрийте кожу головы и продезинфицируйте место операции раствором 10% повидона-йода.

3. Установление модели повторяющейся лёгкой черепно-мозговой травмы

1. Обнажите череп.
   1. Сделайте продольный средний разрез длиной примерно от 0,5 см до 1 см на коже головы с помощью стерильного скальпеля с лезвием No11.
   2. Грубо вскрыть подкожную ткань и надкостник стерильными щипцами или ватными палочками, чтобы полностью обнажить череп без царапания костной поверхности.
   3. Протрите поверхность черепа стерильным ватным тампоном, увлажнённым физиологическим физиологическим раствором, чтобы визуализировать черепные ориентиры, включая брегму и корональный шов.
2. Приготовьте ударное устройство.
   1. Установите изогнутый металлический наконечник диаметром 4 мм на свободно падающее устройство с грузом.
   2. Установите высоту падения на 25 см и используйте ударный груз весом 20 г (рисунок 2B).
3. Доставьте эффект.
   1. Определите место удара в точке в 2 мм левее сагиттального шва и в 2 мм позади коронального шва на поверхности черепа (рисунок 2C).
   2. Выровняйте кончик ударника вертикально над целевой точкой, аккуратно опустите её до контакта с поверхностью черепа и убедитесь, что кончик остаётся центрированным и перпендикулярным черепу перед сбросом веса.
   3. Спустите 20-говый груз с высоты 25 см, чтобы нанести один удар.
   4. Для наивной группы не проводите анестезию или операцию. Для группы Шам введите анестезию и сделайте разрез на коже головы, но не давайте эффекта.
4. Наложите швы на разрез и окажите послеоперационный уход.
   1. Сразу после удара удалите наконечник удара и осмотрите место операции.
   2. Закройте разрез на коже головы прерванным 5-0 неабсорбируемым монофиламентным швом из полипропилена и продезинфицируйте место разреза раствором 10% повидона-йода.
   3. Положите мышь на термостатическую грелку при температуре 37 °C ± 0,5 °C, следите за дыханием до полного прихождения в сознание и свободного ходения, а затем возвращайте мышь в домашнюю клетку.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Восстановление определяется возвращением регулярного спонтанного дыхания, восстановлением рефлекса выпрямления и спонтанной ходьбой. Острое апноэ и видимое кровоизлияние следует отслеживать сразу после каждого удара и во время раннего восстановления. Животные, у которых проявляется длительное апноэ, видимое кровотечение, не восстанавливается рефлекс выпрямления в течение 10 минут после прекращения приёма изофлурана или не могут самостоятельно ходить в течение 15 минут, следует исключить из дальнейших процедур и лечить в соответствии с утверждённым протоколом для животных.
   4. Утилизируйте использованные лезвия и иглы в одобренный контейнер для острых предметов. Утилизировать животные отходы и загрязнённые материалы в соответствии с институциональными нормами биобезопасности.
5. Повтори травму.
   1. Повторяйте шаги 3.1–3.4 каждые 24 часа в течение 5 дней подряд, чтобы получить в общей сложности 5 ударов.
   2. Постоянно контролируйте вес тела и активность на протяжении всего послеоперационного периода. Исключать животных из последующих анализов, если у них развивается перелом черепа, видимое кровоизлияние, судороги, постоянное круговое движение или неспособность самостоятельно питаться или пить.

4. Получение магнитно-резонансных изображений

ПРИМЕЧАНИЕ: В этом исследовании МРТ проводилось на седьмой день после последней травмы. Мышей сканировали под анестезией изофлураном и не приносили в жертву перед проведением визуализации. Сбор тканей проводился после визуализации согласно экспериментальному графику.

1. Подготовьте животное к МРТ.
   1. Анестезируйте мышь изофлураном и положите её на совместимую с МРТ лежанку с носовым конбом.
   2. Контролируйте дыхание на протяжении всего обследования и поддерживайте температуру тела на уровне 37 °C ± 0,5 °C.
2. Получить изображения с T2-взвешенными
   1. Получите изображения на сверхпроводящем магните массой 9,4 Т с диаметром диаметра 30 см и градиентной системой с максимальной градиентной силой 1000 мТ/м и максимальной скоростью сброса 10000 Т/м/с.
   2. Используйте объёмную катушку 86 мм для радиочастотной передачи и 15 мм плоскую поверхностную катушку для приёма сигнала.
   3. Получить высоко-разрешённые многосрезовые быстрые спин-эхо изображения с T2-взвешенными по следующим параметрам: время повторения = 3000 мс, время эха = 46,34 мс, длина эхо-поезда = 13, полоса пропускания приёмника = 220 Гц/пиксель, поле зрения = 20 × 20^{мм 2}, матрица захвата = 208 × 208, толщина среза = 0,5 мм, зазор среза = 0 мм, количество возбуждений = 2.
   4. Возьмите 30 ломков, чтобы покрыть весь мозг. Используйте общее время сбора 1 минута 33 секунды. В настоящем исследовании МРТ с взвешенным T2 использовался только для качественной оценки. Количественный МРТ-анализ не проводился.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Изображения МРТ были качественно рассмотрены исследователем, ослеплённым к групповому распределению.

5. Оценка общей нейропатологии

1. Проведите сбор тканей.
   1. Глубоко анестезируйте мышь согласно утверждённому протоколу для животных.
   2. Откройте грудную полость, обнажите сердце, введите иглу для перфузии в левый желудочек и разрезьте правое предсердие.
   3. Перфузия с обычным физиологическим раствором, затем перфузия с 4% параформальдегидом (PFA). Проведите всю процедуру перфузии в сертифицированной вытяжке с химическим дымом и избегайте прямого контакта кожи или глаз с PFA. Утилизировать салфетки и жидкие отходы в соответствии с требованиями опасных отходов и биобезопасности.
   4. Соберите череп и целый мозг и сделайте грубые изображения с помощью камеры высокого разрешения.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Грубая патологическая оценка была проведена исследователем, ослеплённым к групповому распределению.

6. Контролировать вес тела

1. Запишите вес тела.
   1. Взвешивайте каждую мышь перед первой сессией травмы и в дни 1, 3, 7, 14, 21 и 30 после травмы, и записывайте значения для оценки общего состояния здоровья со временем.

7. Проведите тест с лучевой ходьбой

1. Готовьте аппарат.
   1. Используйте горизонтальную деревянную балку длиной 1 м и шириной 1 см и подвесьте её на высоте 30 см над землёй.
2. Проверьте координацию моторов.
   1. Поместите мышь на начальный конец балки, дайте ей пройти к конечной точке и запишите время, необходимое для пересечения балки.
   2. Проведите тест до травмы и в день 1, 3, 7, 14, 21 и 30 дней после травмы.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Были назначены поведенческие анализы для минимизации переносных эффектов между тестами. Поскольку тест на подвеску хвоста (TST) и тест на принудительное плавание (FST) вызывают больше стресса, чем тест на открытом поле (OFT), их проводились сначала, а затем лабиринт OFT и Барнса в более поздние моменты. Эта последовательность была выбрана для снижения возможного замешательства, вызванного предыдущей привычкой или повторным исследовательским воздействием во время последующих поведенческих оценок.

8. Проведение теста подвески хвоста

1. Готовьте аппарат.
   1. Проведите тест на седьмой день после травмы и поставьте плексигласовый цилиндр на хвост, чтобы предотвратить лазание хвоста. Используйте цилиндр длиной 4 см, внешний диаметр 1,6 см, внутренний диаметр 1,2 см и вес 1,6 г.
2. Записывайте поведение.
   1. Закрепите хвост к коробке подвески скотчем, убедитесь, что мышь не может дотянуться до дна коробки, и подвесьте мышь на 3 минуты.
   2. Записывайте всю сессию на камеру высокого разрешения и вручную анализируйте время подвижности и неподвижность по записанному видео ослеплённым наблюдателем.

9. Проведение теста на принудительное плавание

1. Готовьте аппарат.
   1. Проведите тест на 10-й день после травмы и наполните прозрачный цилиндр высотой 25 см и диаметром 15 см водой, поддерживающей температуру 23–25 °C. Используйте глубину воды, чтобы хвост и задние конечности не касались дна.
2. Записывайте поведение.
   1. Положите мышь в воду на 6 минут и запишите всю сессию на камеру высокого разрешения.
   2. Проанализируйте последние 4 минуты записи вручную с помощью ослеплёного наблюдателя и количественно измерите время подвижности и время неподвижности.
   3. Определите неподвижность как минимальные движения, необходимые для поддержания головы над водой.

10. Проведение теста на открытом поле

1. Готовьте аппарат.
   1. Проведите тест на 14-й день после травмы в тихой комнате при постоянном освещении. Этот поздний временной момент был выбран для отделения от предыдущих сессий TST и FST и тем самым снижения переноса острого стресса в OFT.
   2. Используйте открытую коробку размером 40 см × 40 см × 40 см.
2. Записывайте и анализируйте исследовательское поведение.
   1. Поставьте мышь в центр арены и дайте ей свободно исследовать её 6 минут.
   2. Отслеживайте поведение в течение 6 минут с помощью программного обеспечения для отслеживания и анализа поведения. Откалибруйте размеры арены в программном обеспечении так, чтобы они соответствовали оборудованию 40 см × 40 см и виртуально разделите арену на сетку 5 × 5.
   3. Определите 16 внешних квадратов как периферийную зону, а 9 внутренних — как центральную зону. Установить цвет животного темнее цвета фона. Отслеживайте только тело животного; Не отслеживайте голову или хвост. Запечатлевайте фон вручную.
   4. Используйте программное обеспечение для измерения средней скорости, времени, проведённого в центральной зоне, времени в периферийной зоне и общего расстояния, пройденного за весь тестовый период.
   5. Очищайте и дезодорируйте аппарат до и после каждого испытания, чтобы убрать обонятельные сигналы.

11. Выполнение лабиринта Барнса

1. Готовьте аппарат.
   1. Начните оценку лабиринта Barnes на 30-й день после травмы.
   2. Используйте круглую платформу из нержавеющей стали диаметром 1 м с 20 равномерно расположенными отверстиями.
   3. Разместите коробку для похода под одной специально отведённой целью, расположите визуальные сигналы по лабиринту и держите место отверстия для цели постоянной для всех испытаний.
2. Проведение этапа обучения
   1. Включите белый шум 90 дБ как неприятный стимул во время тренировки.
   2. Поместите мышь под прозрачный цилиндр в центре платформы на 120 секунд.
   3. Снимите цилиндр и дайте мыши исследовать до 180 секунд.
   4. Запишите успешное испытание, когда все четыре лапы войдут в коробку для спасения.
   5. Если она не удаётся найти цель в пределах 180 секунд, направьте мышь в коробку Escape и запишите задержку как 180 с.
   6. Позвольте мыши оставаться в Escape Box 60 секунд.
   7. Повторяйте тренировочное испытание один раз после интервала в 4–5 часов в каждый день тренировки и продолжайте тренировку 4 дня подряд.
3. Проведение дня отдыха и этапа испытаний
   1. Приостановите тренировки на 1 день после этапа обучения.
   2. Поставьте мышь в центр платформы в день теста и позволяйте исследовать её до 180 секунд.
   3. Установить диаметр лабиринта на 100 см для калибровки масштаба и убедиться, что арена отслеживания расположена по центру в видеокадре. Сделайте цвет животных темнее фона. Отслеживайте только тело животного; Не отслеживайте голову или хвост. Запечатлевайте фон вручную.
   4. Запишите задержку входа в ячейку escape, среднюю скорость и общее расстояние, пройденное во время тестовой сессии 180 секунд, с помощью программного обеспечения для отслеживания и анализа поведения. Определите зону выхода в программном обеспечении в соответствии с расположением назначенного целевого отверстия до анализа.

12. Анализ данных

1. Подготовьте набор данных.
   1. Собирайте данные о поведенчестве, визуализации и теле в статистическим и графическом программном обеспечении.
   2. Выражаем данные как среднее ± стандартную ошибку среднего значения (SEM).
2. Проведите статистический анализ.
   1. Анализируйте данные по продольной массе тела и ходу по лучу в данном исследовании с использованием линейной модели смешанных эффектов с группой, временем и их взаимодействием как фиксированными эффектами, а животные — как случайным эффектом, а затем проведите пост-хок тесты с множественными сравнениями, когда это применимо.
   2. Проанализировать результаты TST, FST, OFT и лабиринта Барнса с использованием обычного одностороннего ANOVA для нормально распределенных данных с однородными дисперсиями, затем проведен пост-хок тест Тьюки, когда общий ANOVA был значимым. Для непараметрических данных используйте тест Крускаля-Уоллиса, за которым следует пост-хок тест Данна.
   3. Указывайте точные p.-значения, когда это возможно, вместе со статистикой теста, степенями свободы и мерой размера эффекта (R² для одностороннего ANOVA). Получите все сообщаемые p-значения из указанных выше статистических тестов и выполните все анализы в программном обеспечении для статистической и графики.
   4. Установите статистическую значимость на стр . < 0,05.

Результаты

Визуализация и нейропатологическая оценка мышей с c-TBI

Для оценки общего состояния здоровья и базальной моторной функции животных были измерены вес тела и результаты ходьбы по балке согласно хронологии, показанной на рисунке 1. Продольные различия групп анализировались с использованием линейной модели смешанных эффектов с животными как случайным эффектом. До моделирования не было статистических различий в массе т...

Обсуждение

В этом исследовании подробно описан стандартизированный экспериментальный протокол установления модели мышей с повторяющейся лёгкой травмой головного мозга (rmTBI) с использованием метода многократного снижения веса при свободном падении. Зафиксировав мышь, обнажённую черепом, в стереотаксическом аппарате и применяя повторные удары по определённым координатам с помощью 20-гового груза, сброшенного с высоты 25 см в течение пяти последовательных дней, был вызван поведенческий фенотип, хара...

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье

Имя	Компания	Каталожный номер	Комментарии
5-0 неабсорбируемый полипропиленовый монофиламентный шов	Jinhuan Medical	I303	закрытие ран
Аппарат наркоза	RWD Life Science	R550	создание моделей животных
ПО для отслеживания поведения ANY-maze	Stoelting	Версия 7	ПО для поведения
Лабиринт Барнса	Shanghai Xinruan Information Technology	XR-XB108	ПО для поведения
Biorender	BioRender	https://biorender.com	ПО для научных исследований
Бупренорфин	Sigma-Aldrich	Y0001108	постоперационная анальгезия
Электрическая бритва	AUX	AUX-C5-1	удаление волос до операции
Тест вынужденного плавания	Shanghai Xinruan Information Technology	XR-XQX201	ПО для поведения
GraphPad Prism 9.5	La Jolla	9.5	статистическое ПО
Изофлуран	RWD Life Science	R510-22-10	создание моделей животных
Мыши	Charles river	C57/6N	экспериментальное животное
Тест открытого поля	Shanghai Xinruan Information Technology	XR-XZ301	ПО для поведения
Офтальмическая мазь	BEIJING TWINLUCK PHARMACEUTICAL	H11021342	предотвращение высыхания роговицы во время наркоза
Параформальдегид (ПФА), 4%	Biosharp	BL539A	перфузия и фиксация тканей
Фосфатно-буферный раствор (ПБР)	Biosharp	BL1425A	перфузия и мойка тканей
Раствор повидон-йода, 10%	Beyotime	27883-25g	дезинфекция кожи перед операцией
Преклиническая система магнитно-резонансной томографии	United Imaging Life Science Instrument	uMR9.4T	ПО для томографии
Лезвие скальпеля № 11	Jinhuan Medical	K3-11	разрез кожи во время операции
Ручка скальпеля	Jinhuan Medical	K6-10	используется с лезвием скальпеля № 11
Стереотаксический инструмент	RWD Life Science	68025	создание моделей животных
Стерильная марля	HYNAUT	BK05	контроль кровотечения и очистка при операции
Тест подвешивания за хвост	Shanghai Xinruan Information Technology	XR-XQX201	ПО для поведения
Ударный аппарат с подвешенным весом	RWD Life Science	68093	создание моделей животных