Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Сохранение сложности тканей In Vivo в модели обонятельной нервной системы мыши с использованием анализа всего органа для изучения регенерации нейронов

116 просмотров

⸱

DOI:

10.3791/72036

⸱

18 августа 2026 г.

 ,  ,  , 
1Griffith Institute for Biomedicine and Glycomics, Griffith University, 2Clem Jones Centre for Neurobiology and Stem Cell Research, Griffith University

В этой статье

Краткое содержание

В данном протоколе описывается полный рабочий процесс сохранения анатомической сложности обонятельной нервной системы мыши. Здесь подробно представлены все этапы, включая диссекцию, подготовку тканей и визуализацию. Этот протокол может быть использован для изучения обонятельной системы в нормальных или патологических условиях, включая процессы ее естественного восстановления.

Аннотация

В эпоху трехмерной (3D) визуализации стало очевидно, что стандартный иммуногистохимический анализ имеет серьезные ограничения при изучении патологий и сложной анатомии человека. При анализе только узких срезов крупные структуры и важные аспекты архитектуры тканей могут утратить критические контекстуальные детали, что приводит к неполным или ошибочным интерпретациям. Хотя двухмерные (2D) срезы помогли сформировать базовое понимание гистоархитектоники, их недостаточно для отображения истинной трехмерной структуры биологических тканей.

В растущем количестве исследований различных анатомических областей сейчас применяются методы изоляции целых анатомических единиц — препараты flat mount (плоский препарат), whole-mount (цельный препарат) или en face (лицом к наблюдателю) — в сочетании с флуоресцентной микроскопией высокого разрешения. Такие подходы обеспечивают более комплексную визуализацию и интерпретацию структурной организации. Это особенно значимо для обонятельной нервной системы, где определение сложных клеточных механизмов, лежащих в основе ее удивительной регенеративной способности, требует контекста всей толщины ткани. При использовании тонких срезов существует риск упустить ключевые патофизиологические особенности, которые остаются недостаточно изученными.

Учитывая эти ограничения и недостаток знаний о клеточных взаимодействиях, определяющих регенерацию обонятельного эпителия, было необходимо разработать усовершенствованный метод окрашивания целых образцов, способный сохранить сложность полнослойной ткани. Слизистые оболочки обонятельного эпителия выделяли в виде полнослойных образцов с применением оптимизированного протокола проникновения антител. Визуализация с высоким разрешением (EVIDENT SpinSR) и 3D-реконструкция позволили точно отобразить клеточные взаимодействия in vivo.

Введение

Обонятельная нервная система (ОНС) представляет собой уникальную и хорошо изученную модель для исследования механизмов регенерации нейронов, поскольку она сохраняет исключительную способность к обновлению нейронов на протяжении всей жизни1. Однако потенциал клинического применения этой нейрорепаративной способности остается ограниченным из-за значительных пробелов в понимании поведения клеток обонятельной системы2,3,4. Клеточные ответы и анатомическая организация ОНС, включая первичные обонятельные нейроны, обонятельные оболочечные клетки (OECs) и периневральные фибробласты, были описаны в ряде исследований на животных с использованием ультратонкого (<2 µm) сечения тканей в сочетании с моделями тяжелых физических повреждений ОНС грызунов1,2. Животные в этих исследованиях обычно подвергались эвтаназии через 10 дней после травмы, что давало возможность наблюдать лишь один конкретный момент обширного и более сложного ремоделирования такой ткани при нейронном повреждении2. В этих работах сообщалось, что после гибели аксонов OECs и фибробласты сохраняются в виде непрерывных каналов после травмы.

Несмотря на информативность, из-за многих вышеописанных ограничений использованный подход обеспечил лишь концептуальный обзор обонятельного нерва (ONS) с низким разрешением и на поверхностном уровне, что в конечном итоге сделало невозможной комплексную оценку реальной клеточной организации внутри интактного ONS3. В результате могли быть упущены критически важные пространственные взаимосвязи.

Сохранение трехмерной структуры ткани крайне важно для точного анатомического и клеточного анализа и было успешно применено для изучения множества органов и патологий4,5,6,7,8,9,10,11,12. Методы анализа целых образцов (whole-mount) использовались для картирования нейронной организации слизистой оболочки обонятельного эпителия13,14, однако визуализация клеточных взаимодействий в структуре обонятельного нейроэпителия (ONS) полной толщины, включая сохранную собственную пластинку (lamina propria), до сих пор не проводилась.

В данном исследовании мы разрабатываем рабочий процесс с использованием мышиной модели, включающий обработку тканей целым препаратом, иммуноокрашивание, визуализацию с высоким разрешением и трехмерную реконструкцию, что позволяет детально анализировать архитектуру ONS. Данный протокол был разработан, чтобы восполнить пробелы в существующих опубликованных методах; он обеспечивает сохранение и консервацию слизистой оболочки обонятельного эпителия во всю толщу, включая собственную пластинку (lamina propria), что позволяет изучать межклеточные взаимодействия. Примечательно, что эта усовершенствованная методология сбора и обработки тканей может быть применена и комбинирована с различными моделями обонятельной системы.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все эксперименты с использованием животных и трансгенно модифицированных клеток проводились с одобрения Комитета по биобезопасности Университета Гриффита (NLRD/003/2020_var3) и Комитета по этике работы с животными Университета Гриффита (MHIQ/04/23/AEC) в соответствии с руководящими принципами регулятора Офиса по генным технологиям Австралийского Содружества (OGTR).

ПРИМЕЧАНИЕ: В исследовании было использовано в общей сложности 15 взрослых лабораторных мышей (8–9 недель) обоих полов. В частности, применялись трансгенные мыши S100β-DsRed, у которых все OECs экспрессируют ярко-красный белок DsRed под контролем промотора S100β. S100β входит в более широкое семейство кальций-связывающих белков и обычно экспрессируется в глиальных клетках центральной нервной системы, таких как OECs. Эта модель была оптимальной для целей данных экспериментов, так как позволяла легко локализовать целевые популяции клеток с помощью сигналов эндогенной флуоресценции. Трансгенные мыши S100β-DsRed были созданы ранее, и было показано, что использование этих трансгенных мышей обеспечивает более эффективное обнаружение OECs по сравнению с иммуногистохимическим анализом фиксированных тканей15,16,17,18.

1. Сбор голов и фиксация тканей

  1. Эвтаназируйте животных путем вдыхания CO2 с постепенным повышением концентрации в установленные экспериментальные временные точки.
  2. Убедитесь, что смерть подтверждена отсутствием корнеального рефлекса и рефлекса отдергивания лапы, после чего выполните цервикальный вывих или следуйте утвержденному стандартному операционному регламенту (SOP).
  3. С помощью ножниц удалите всю голову вместе с челюстями.
  4. Снимите кожу с черепа и удалите хрящ на кончике носа, чтобы открыть носовую полость и обеспечить эффективное проникновение фиксирующего агента.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Было замечено, что данный этап отсечения наиболее передней части носового хряща животного имеет решающее значение для правильной фиксации тканей внутри носовой полости.
  5. Быстро промойте головы в 1× PBS для удаления излишков крови.
  6. Зафиксируйте ткани путем погружения в 4% параформальдегид на ночь (12–18 ч), но не менее чем на 6 ч (достаточное время для фиксации интересующих тканей) при 4 °C на ротаторе.
    ПРЕДОСТЕРЕЖЕНИЕ: Параформальдегид является опасным химическим веществом, которое выделяет пары формальдегида. Он токсичен при вдыхании, контакте с кожей и проглатывании; вызывает раздражение глаз, кожи и дыхательных путей, а также является предполагаемым канцерогеном. Работайте только в вытяжном шкафу, используя соответствующие средства индивидуальной защиты (СИЗ), включая перчатки, лабораторный халат и средства защиты глаз. Безопасная утилизация опасных химикатов и биологических отходов, образующихся в ходе протокола, должна осуществляться в соответствии с институциональными и местными правилами.
    ​ПРИМЕЧАНИЕ: В ходе оптимизации было установлено, что 6 ч достаточно для фиксации интересующих тканей; однако выдержка более 12 ч может привести к гиперфиксации и деградации структур слизистой оболочки.
  7. Извлеките головы из фиксирующего агента и промывайте их в течение 3 ч в 1× PBS при комнатной температуре (20–25 °C) на ротаторе.
  8. Храните головы в свежем PBS при 4 °C и проведите сбор цельных образцов тканей слизистой оболочки в течение 48 ч.

2. Сбор тканей для анализа всего образца

  1. Выполните изоляцию ткани под микроскопом.
  2. Разрежьте головы пополам с помощью скальпеля, следуя по срединной сагиттальной линии.
  3. Обнажите внутреннюю часть полости носа (Рисунок 1). Определите анатомические области и соберите ткань слизистой оболочки, выстилающую весь анатомический отдел (Рисунок 1B).
  4. С помощью костного резака осторожно разломите и удалите перегородочную кость, перекрывающую часть слизистой полости.
    ПРИМЕЧАНИЕ: См. Рисунок 2АЭтот этап имеет решающее значение для обнажения вогнутой полости под костью, где пучки аксонов проходят через дорсальную стенку (Рисунок 1B).
  5. После обнажения этой области с помощью изогнутого пинцета осторожно отделите и извлеките ткань из вогнутой дорсальной стенки. Приподнимите ткань над подлежащей костью и аккуратно снимите оставшуюся обонятельную слизистую оболочку, чтобы получить цельный препарат.
    ПРИМЕЧАНИЕ: На данном этапе требовалась крайняя осторожность, чтобы избежать разрыва ткани.
  6. Соберите интересующую ткань из обеих ноздрей: слизистая оболочка покрывает перегородку, дорсальные левую и правую стенки, а также решетчатую пластинку полости носа (Рисунок 1A, B)Соберите ткани из обеих ноздрей, включая перегородку, дорсальные стенки и решетчатую пластинку, чтобы изолировать анатомическую область, содержащую первичные обонятельные структуры (Рисунок 2C).
  7. Промойте собранные ткани в 1× PBS и удалите любые ненужные фрагменты тканей, включая обломки костей. Храните ткани при температуре 4 °C в 1× PBS для последующего иммуногистохимического анализа.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Если ткань подлежит длительному хранению, рекомендуется хранить ее в растворе 1× PBS с добавлением 0,001% (масс./об.) азида натрия при температуре 4 °C.

3. Оптимизированный протокол окрашивания

ПРИМЕЧАНИЕ: Общепринятые протоколы окрашивания обычно оптимизированы для срезов малой и средней толщины (например, до 50 µm). Следовательно, данный протокол потребовал адаптации для значительно более толстых тканей.
​Было отмечено, что критически важным этапом является поддержание ткани в плавающем состоянии внутри пробирок Eppendorf на протяжении всего процесса окрашивания с размещением пробирок на ротаторе для обеспечения проникновения реагентов. Таким образом, этапы окрашивания проводились не с тканью на предметном стекле. Ткань сначала окрашивали в плавающем состоянии, а затем монтировали на предметные стекла. Такие меры позволили избежать складывания ткани и обеспечили проникновение реагентов и антител во всю область образца.

  1. Извлеките ткани из места хранения и поместите их в пробирку Eppendorf с блокирующим раствором (выбор раствора зависит от конкретного метода окрашивания).
    ​ПРИМЕЧАНИЕ: Блокирующий раствор: 3% BSA, 0,3% Triton X-100 в PBS. Другой важным параметром было время воздействия каждого реагента и коктейля антител на ткань.
  2. Выдержите ткань в блокирующем растворе в течение 3 ч при комнатной температуре на ротаторе.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Было замечено, что нет необходимости увеличивать концентрацию выбранных антител и реагентов для окрашивания (Таблица 1), если увеличить время воздействия на них по сравнению со стандартным методом иммуногистохимического окрашивания тонких срезов. Это также позволило минимизировать расход дорогостоящих антител. Инкубацию проводят в пробирке Eppendorf объемом 1,5 mL с обрезанным зажимом крышки, чтобы пробирка могла вращаться на ротаторе. Объем реагента составлял 500 µL.
  3. Инкубируйте в течение 72 ч при 4°C с первичными антителами на ротаторе.
  4. Промойте ткань дважды (по 1,5 ч каждая промывка), используя PBS 1× при комнатной температуре на ротаторе.
  5. Инкубируйте ткань с вторичными антителами (обернув алюминиевой фольгой) и красителем для ядер минимум 4 ч при комнатной температуре на ротаторе, после чего перенесите в холодильник на ночь (12–18 ч) при 4 °C на ротаторе.
  6. Промойте ткань дважды (по 1,5 ч каждый раз), используя PBS 1× при комнатной температуре на ротаторе.

4. Подготовка предметных стекол

  1. Осторожно извлеките ткань из пробирки Eppendorf
  2. Под микроскопом поместите ткань на предметное стекло, убедившись в отсутствии складок.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Ориентацию ткани можно определить под микроскопом даже без флуоресценции. Слизистую оболочку следует расположить так, чтобы эпителий прилегал к предметному стеклу, а собственная пластинка (lamina propria) была обращена к покровному стеклу. Собственную пластинку можно идентифицировать по наличию толстых пучков нервов, которые видны без окрашивания. Такое расположение (собственная пластинка со стороны покровного стекла, эпителий — на предметном стекле) облегчит процесс окрашивания и визуализации.
  3. Накройте образцы покровными стеклами, используя флуоресцентную среду для заключения препаратов, и загерметизируйте стекла.
  4. После overnight-высушивания (12–18 h) в темноте при комнатной температуре стекла можно хранить при 4 °C

5. Сбор изображений и постобработка

  1. Получение иммунофлуоресцентных изображений с низким увеличением
    1. Выполните автоматическую сшивку при получении изображений, используя линейное альфа-смешивание.
      ​ПРИМЕЧАНИЕ: Количество кадров z-стека следует подобрать в соответствии с толщиной образца, чтобы обеспечить полный охват объема ткани.
    2. Захватывайте соседние поля зрения с перекрытием 15%. Получайте мозаичные изображения, используя шаблон сканирования «меандр».
    3. Отрегулируйте общее количество оптических срезов в зависимости от толщины ткани.
    4. Установите калибровку изображения 215.594 nm/pixel по осям X и Y. Получайте изображения в виде z-стеков с шагом по оси z 0.8 µm.
    5. Поместите смонтированную целую ткань на предметный столик конфокального микроскопа. Получите обзорные изображения, используя объектив 30x (NA 1.04).
  2. Получение иммунофлуоресцентных изображений с высоким увеличением.
    1. Получите детальные изображения, используя объектив 60× (NA 1.5). Установите калибровку изображения 107.923 nm/pixel по осям X и Y. Получите изображения z-стека с шагом по оси z 0.41 µm.
    2. Отрегулируйте общее количество оптических срезов в зависимости от толщины ткани. Захватывайте изображения из одного поля зрения.
      ​ПРИМЕЧАНИЕ: Сшивка изображений при использовании объектива 60× не требуется, так как каждый набор данных представляет собой одно поле зрения.
  3. Получение гистологических референсных изображений
    1. Снимите срезы головы мыши в срединной сагиттальной плоскости, окрашенные гематоксилином и эозином (HE), используя сканирующий микроскоп при светлом поле.
    2. Получите изображения, используя объектив 40× (NA 0.95) и увеличение камеры 0.63x, что дает эффективное увеличение 25.2×.
    3. Подтвердите калибровку пикселей 136.905 nm/pixel по осям X и Y. Получите изображение в виде одной фокальной плоскости.
    4. Выполните автоматическую сшивку мозаичных изображений, используя шаблон сканирования «меандр» и линейное альфа-смешивание.
  4. Получение обзорных иммунофлуоресцентных референсных изображений
    1. Получите дополнительные обзорные иммунофлуоресцентные изображения, используя объектив 10x.
    2. Зафиксируйте образец в виде одного z-среза, используя 0% перекрытия плиток при получении изображения.
    3. Установите калибровку изображения 647.249 nm/pixel по осям X и Y. Сформируйте обзорное изображение, охватывающее всю интересующую анатомическую область.
  5. Обработка изображений и создание финальных фигур.
    1. Экспортируйте полученные наборы изображений в программное обеспечение для анализа изображений. Создайте проекции максимальной интенсивности (MIP) из наборов данных z-стеков.
    2. Выберите области интереса (ROI) для последующего анализа и подготовки фигур.
    3. Объедините обзорные иммунофлуоресцентные изображения с соответствующими HE-изображениями для создания анатомических референсных фигур. Затем проверьте выравнивание и анатомическое соответствие между флуоресцентными и гистологическими наборами данных перед подготовкой фигур.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Вся сшивка изображений должна выполняться автоматически во время захвата с использованием заданных настроек микроскопа и не должна требовать дополнительной постобработки. В нашем случае 3D-визуализация была создана с помощью программного обеспечения Imaris: для построения 3D-реконструкции использовался плагин визуализации поверхности на основе пороговой интенсивности для каждого полученного канала. В итоге финальные изображения были скомпонованы в Adobe Illustrator.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Представленный здесь метод анализа целых образцов позволил изолировать и сохранить слизистую оболочку обонятельного эпителия в ее целостности. В нашем случае основной целью было понимание клеточных и анатомических изменений как на макроуровне (полный анатомический обзор), так и на микроуровне (клеточный уровень).

Метод анализа целых препаратов позволяет нам собирать образцы как эпителия, так и собственного слоя слизистой оболочки (lamina propria), сохраняя пространственные взаимосвязи между пу...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

За последние несколько десятилетий постепенно началась эра трехмерных исследований, сопровождаемая развитием многих инновационных подходов в научной области. Например, методы трехмерной реконструкции, ставшие возможными благодаря разработке сложных методов визуализации целых препаратов в сочетании с флуоресцентными микроскопами высокого разрешения, способствовали лучшему пониманию гистоархитектоники нескольких полнослойных тканей. Эти подходы к трехмерному рендерингу использовались для определения ряда структур человечес...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы не заявляют о наличии конфликтов интересов.

Благодарности

Данная работа была поддержана грантами Фонда Клема Джонса (Clem Jones Foundation), Фонда исследований спинного мозга Перри Кросса (Perry Cross Spinal Research Foundation) и Комиссии по страхованию от автомобильных аварий (Motor Accident Insurance Commission), предоставленными JSTJ и RR, стипендией Национальной схемы страхования от травм Квинсленда (National Injury Insurance Scheme Queensland) для RR, а также стипендией Фонда исследований спинного мозга Перри Кросса для FO. Часть этого проекта была поддержана за счет «Постградуатской исследовательской стипендии Университета Гриффита (GUPRS)» и «Международной постградуатской исследовательской стипендии Университета Гриффита (GUIPRS)», предоставленных FO.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Бычий сывороточный альбумин (BSA)Sigma-AldrichA3294-50GИммуногистохимия
Adobe Illustratorверсия 28.5
Антитела к бета-III тубулину — нейрональный маркерAbcamab18207
Антитела к PDGFR бета [APB5]Abcamab91066
бис-бензимид H 33342 тригидрохлоридSigma Aldrich14533
ПОКРЫВНОЕ СТЕКЛО 24X50ММ № 1.5 100ШТBio-strategyEPBRCS245015GPИммуногистохимия
Вторичные антитела: ослиные анти-кроличьи IgG (H+L), высокоперекрестно-адсорбированные, Alexa Fluo 488Thermo FisherA-21206
Кусачки для костей Dumont #15A — с эпоксидным покрытиемDaniels Health Laboratory Products P/L11215-02Диссекция тканей
Пинцет Dumont #7 — Biologie/DumostarDaniels Health Laboratory Products P/L11297-10Диссекция тканей
Вторичные антитела: козьи анти-крысиные IgG (H+L), перекрестно-адсорбированные, Alexa Fluor™ 647Thermo FisherA-21247
Программное обеспечение ImarisImarisверсия 9.5.0Визуализация
Диссекционные ножницы МайоProSciTech420SSДиссекция тканей
ПараформальдегидSigma-AldrichP6148-500GОбработка тканей
Фосфатно-солевой буфер, стерильные таблетки PBS (PBS)Thermo Fisher Scientific18912014Обработка тканей
Среда для приклеивания ProLong Glass AntifadeThermo Fisher ScientificP36980Иммуногистохимия
Лезвие скальпеля #23Scalpel Blades Swann MortonCOS240BДиссекция тканей
Ручка скальпеля #4ProSciTechT134Диссекция тканей
Азид натрияSigma-AldrichS2002-25GОбработка тканей
СахарозаChem-Supply57-50-1Обработка тканей
Адгезивные предметные стекла TOMO AdhesionProSciTechGEMS63705-09Иммуногистохимия
Triton X-100Sigma-AldrichX100-100mLИммуногистохимия

Ссылки

  1. Li Y, Field P M, Raisman G. Repair of adult rat corticospinal tract by transplants of olfactory ensheathing cells. Science. 1997;277 (5334),2000–2002.
  2. Li Y, Field P M, Raisman G. Olfactory ensheathing cells and olfactory nerve fibroblasts maintain continuous open channels for regrowth of olfactory nerve fibres. Glia. 2005;52(3):245–251.
  3. Yamaguchi M, et al. The New Era of Three-Dimensional Histoarchitecture of the Human Endometrium. J Pers Med. 2021;11(8).
  4. Falk M, Ynnerman A, Treanor D, Lundström C. Interactive visualization of 3D histopathology in native resolution. IEEE Transactions on Visualization and Computer Graphics. 2018;25(1):1008–1017.
  5. Kiemen A, et al. In situ characterization of the 3D microanatomy of the pancreas and pancreatic cancer at single-cell resolution. BioRxiv. 2020.2012. 2008.416909, (2020).
  6. Tian J, et al. Three-dimensional reconstruction of laryngeal cancer with whole organ serial immunohistochemical sections. Sci Rep. 2020;10(1):18962.
  7. Lotz JM, et al. Integration of 3D multimodal imaging data of a head and neck cancer and advanced feature recognition. Biochim Biophys Acta Proteins Proteom. 2017;1865(7):946–956.
  8. Nojima S, et al. CUBIC pathology: three-dimensional imaging for pathological diagnosis. Sci Rep. 2017;7(1):9269.
  9. Tainaka K, et al. Chemical landscape for tissue clearing based on hydrophilic reagents. Cell reports. 2018;24(8):2196–2210.e2199.
  10. Onozato ML, Klepeis VE, Yagi Y, Mino-Kenudson M. A role of three-dimensional (3D)-reconstruction in the classification of lung adenocarcinoma. Stud Health Technol Inform. 2012;35(2):79–84.
  11. Hama H, et al. Scale: a chemical approach for fluorescence imaging and reconstruction of the transparent mouse brain. Nature Neuroscience. 2011;14(11):1481–1488.
  12. Tainaka K, et al. Whole-body imaging with single-cell resolution by tissue decolorization. Cell. 2014;159(4):911–924.
  13. Oberland S, Neuhaus EM. Whole mount labeling of cilia in the main olfactory system of mice. J Vis Exp. 2014;10.3791/52299(94).
  14. Gavid M, et al. Technique of flat-mount immunostaining for mapping the olfactory epithelium and counting the olfactory sensory neurons. PLoS One. 2023;18(1):e0280497.
  15. Windus LC, et al. Stimulation of olfactory ensheathing cell motility enhances olfactory axon growth. Cell Mol Life Sci. 2011;68(19):3233–3247.
  16. Windus LC, Claxton C, Allen CL, Key B, St John JA. Motile membrane protrusions regulate cell-cell adhesion and migration of olfactory ensheathing glia. Glia. 2007;55(16):1708–1719.
  17. Windus LC, et al. Lamellipodia mediate the heterogeneity of central olfactory ensheathing cell interactions. Cell Mol Life Sci. 2010;67(10):1735–1750.
  18. Chehrehasa F, et al. Olfactory glia enhance neonatal axon regeneration. Mol Cell Neurosci. 2010;45(3):277–288.
  19. Ueda HR, et al. Tissue clearing and its applications in neuroscience. Nature Reviews Neuroscience. 2020;21(2):61–79.
  20. Jing D, et al. Tissue clearing of both hard and soft tissue organs with the PEGASOS method. Cell Res. 2018;28(8):803–818.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Трехмерная визуализацияполнослойная тканьмикроскопия высокого разрешенияпроникновение антител3D-реконструкцияслизистая оболочка обонятельного эпителия

Эта статья была опубликована

Видео скоро будет доступно

Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.