Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Визуализация транспорта спинномозговой жидкости с помощью магнитно-резонансной томографии с контрастным усилением посредством интравентрикулярной инфузии у грызунов

79 просмотров

⸱

DOI:

10.3791/72175

⸱

28 августа 2026 г.

 ,  , 
1Department of Electrical, Computer, and Systems Engineering, Case Western Reserve University, 2Department of Biomedical Engineering, Case Western Reserve University, 3Department of Radiology, Case Western Reserve University, 4Department of Physiology and Biophysics, Case Western Reserve University

В этой статье

Краткое содержание

В данной статье представлен протокол интравентрикулярной канюляции и инфузии трассера, адаптированный для исследований методом динамической контрастной магнитно-резонансной томографии (DCE-MRI) у грызунов. Протокол обеспечивает непрерывное введение трассера во время получения изображений, что позволяет проводить картирование транспорта трассера во всем мозге и оценивать его вымывание из мозга в рамках одного непрерывного сеанса сканирования.

Аннотация

Интравентрикулярная (ICV) канюляция позволяет вводить экзогенные маркеры или терапевтические агенты непосредственно в боковой желудочек, который является отправной точкой пути циркуляции спинномозговой жидкости (СМЖ). Введенные молекулы переносятся общим потоком СМЖ через желудочки в субарахноидальное пространство и впоследствии проникают в паренхиму головного мозга. посредством периваскулярное пространство. Однако при традиционных методах интрацеребровентрикулярной (ИЦВ) канюляции обычно используются ферромагнитные канюли, которые несовместимы с МРТ-исследованиями, в связи с чем инфузию необходимо проводить вне сканера, а канюлю — извлекать перед началом визуализации. Время, затрачиваемое на транспортировку животного и настройку оборудования для сканирования, часто приводит к потере начальной и, вероятно, наиболее критической фазы транспорта трассера. В данной работе мы описываем совместимый с МРТ протокол ИЦВ канюляции и инфузии для грызунов, который обеспечивает непрерывное введение трассера непосредственно в сканере во время динамического сбора данных МРТ. Линия для инфузии полностью изготовлена из немагнитных материалов, что позволяет осуществлять непрерывное получение изображений в рамках одного сеанса. Данный подход хорошо подходит для динамических МРТ-исследований с контрастным усилением для изучения динамики спинномозговой жидкости, глимфатического транспорта, клиренса растворенных веществ и интратекального введения лекарственных препаратов.

Введение

Мозг является одним из самых метаболически активных и динамичных органов в организме; в нем постоянно образуются продукты распада, которые должны эффективно выводиться для поддержания нормальной функции нейронов1. Накопление метаболических отходов является характерным признаком нейродегенерации и старения мозга2. Центральную роль в этом процессе очистки играет глимфатическая система, способствующая удалению побочных продуктов метаболизма и токсичных отходов за счет объемного потока спинномозговой жидкости (СМЖ) и обмена СМЖ с интерстициальной жидкостью (межклеточной жидкостью)3,4,5, что облегчается за счет водных каналов аквапорина-4 (AQP4), расположенных на концах астроцитарных отростков6. Значительное понимание динамики СМЖ было получено путем изучения транспорта различных трейсеров СМЖ. МРТ с динамическим усилением контраста (DCE-MRI) с использованием контрастных веществ на основе гадолиния (GBCAs) особенно хорошо подходит для общемозговой оценки транспорта трейсеров7,8. Клиническая значимость этого подхода была продемонстрирована в ходе трансляционных исследований на людях. Интратекальное введение GBCAs с последующим серийным МРТ использовалось для оценки динамики СМЖ в человеческом мозге9. Последующие работы продемонстрировали распространение трейсера по всему мозгу с его последующим выведением в течение ночи10. Этот подход был недавно применен для выявления нарушений периартериального транспорта трейсера у лиц со сниженным резервным объемом внутричерепного давления, а также у пациентов с идиопатической нормальной гидроцефалией11. Эти исследования определяют DCE-MRI транспорта трейсеров СМЖ как клинически применимый подход и стимулируют разработку строгих, воспроизводимых доклинических методов для механистического исследования регуляции динамики СМЖ и выведения отходов.

Каннюлирование большой цистерны мозга (ICM) обычно используется в исследованиях глимфатической системы для доставки трейсеров12. Однако только около 20% ГБСК (GBCAs), введенных через этот путь, транспортируются в паренхиму мозга, в то время как большая часть выводится непосредственно в спинной мозг или лимфатическую систему8. Данный подход также сопряжен с риском повреждения мозжечка или ствола мозга, а надежная фиксация канюли для лонгитюдных исследований остается технически сложной задачей. Интравентрикулярное (ICV) каннюлирование стало более надежной альтернативой13,14,15. Недавнее исследование продемонстрировало его воспроизводимость и ключевые преимущества при доставке флуоресцентных трейсеров, включая стабильную фиксацию канюли, которая обеспечивает свободное перемещение животного и позволяет проводить повторные инъекции трейсеров в лонгитюдных исследованиях13.

Несмотря на эти преимущества, существующие протоколы канюляции желудочков мозга (ICV) не совместимы с исследованиями методом МРТ16. Поскольку канюляция ICV требует проникновения через паренхиму головного мозга, обычно используются ферромагнитные канюли, которые вызывают сильные артефакты магнитной восприимчивости на МРТ-изображениях. В результате инфузия трейсера должна проводиться вне сканера, а канюля удаляется перед переносом животного для визуализации. Типичный рабочий процесс включает получение базового скана, извлечение животного для канюляции и инфузии трейсера, а затем повторное позиционирование животного для последующих динамических сканирований. Такой прерывистый процесс исключает возможность непрерывного сбора данных с привязкой к базовому уровню и приводит к погрешностям позиционирования, которые могут исказить повоксельный кинетический анализ. Что более важно, поскольку фаза раннего накопления обычно является наиболее динамичной, но кратковременной частью кинетики трейсера, перенос животного и настройка сканера в этот промежуток времени приводят к потере наиболее информативных данных.

В данной работе мы представляем протокол, который устраняет эти ограничения путем интеграции совместимой с МРТ линии для инфузии в желудочки мозга (ICV) с возможностью подачи контрастного вещества непосредственно в сканере, что позволяет проводить непрерывную динамическую МРТ-визуализацию у грызунов. Такой подход обеспечивает количественное картирование транспорта трассера ликвора во всем головном мозге в рамках одного непрерывного сеанса визуализации. Данный протокол хорошо подходит для изучения динамики ликвора в масштабе всего мозга, глимфатического транспорта и кинетики клиренса растворенных веществ. Несмотря на то, что протокол описан здесь для взрослых крыс, его можно адаптировать для мышей, соответствующим образом скорректировав координаты канюлирования и параметры инфузии15.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Описанный ниже протокол был одобрен Институциональным комитетом по уходу и использованию животных (IACUC) Университета Кейс-Вестерн-Резерв (A-3145-01-2023-0015) в соответствии с Руководством по уходу и использованию лабораторных животных и Политикой Службы общественного здравоохранения по гуманному уходу и использованию лабораторных животных. Используемые реагенты и оборудование перечислены в Таблице материалов.

1. Подготовка инфузионной линии

  1. Отрежьте сегмент медной канюли длиной 30 mm и отрезок полиэтиленового (PE) трубочки длиной 2 m, используя зубчатые ножницы.
  2. Под микроскопом аккуратно расширьте один конец PE-трубочки с помощью иглы 30 G, затем вставьте медную канюлю в расширенный конец и зафиксируйте соединение цианоакрилатным клеем. Подсоедините противоположный конец PE-трубочки к игле 30 G.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Медь обладает высокой пластичностью; будьте осторожны, чтобы не сплющить просвет при резке. Избегайте деформации канюли или прокола трубочки во время сборки. Длина PE-трубочки должна обеспечивать размещение шприцевого насоса за пределами краевого поля сканера.
  3. Заполните узел из канюли и трубочки дегазированным раствором трекера и подсоедините его к шприцу Hamilton объемом 50 µL. Обмотайте кончик шприца уплотнительной лентой из политетрафторэтилена (PTFE) для предотвращения утечки. Соблюдайте осторожность, чтобы избежать попадания пузырьков воздуха в процессе выполнения этой операции.
  4. Установите шприц Hamilton в шприцевой насос и наберите в шприц дополнительные 30 µL раствора трекера.

2. Процедура канюляции

  1. Взвесьте крысу и проведите анестезию путем внутрибрюшинной инъекции кетамина (90 mg/kg) и ксилазина (10 mg/kg). Подтвердите достаточную глубину анестезии с помощью рефлекса отжимания лапы. При необходимости введите дополнительно одну треть от начальной дозы и повторно проверьте состояние животного перед началом процедуры.
  2. Выбрейте шерсть на голове и шее, удалите остатки волос и стерилизуйте открытые участки кожи салфетками с 70% этанолом.
  3. Закрепите крысу в стереотаксической раме и поместите под животное грелку, накрытую абсорбирующей бумагой. Нанесите офтальмологическую мазь на оба глаза для предотвращения пересыхания роговицы.
  4. Отрегулируйте зажим для носа, чтобы выровнять череп. Выполните разрез по средней линии и раздвиньте кожу с помощью четырех гемостатических зажимов, чтобы обнажить брегму и лямбду. Нанесите на череп 3% перекись водорода для удаления остатков надкостницы и улучшения видимости ориентиров.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Точное выравнивание черепа имеет решающее значение для воспроизводимого размещения канюли. В качестве практической меры контроля качества сравните медиолатеральные (ML) и дорсовентральные (DV) координаты брегмы и лямбды: если череп выровнен правильно, разница между двумя ориентирами не должна превышать 0.2 mm по оси ML или DV.
  5. Установите электрическую дрель с тонким сверлом на стереотаксический держатель и убедитесь, что держатель надежно зафиксирован.
  6. Поместите сверло в точку брегмы, затем сместите его на 0.7 mm кзади и на 1.4 mm латерально вправо. Опустите сверло до соприкосновения с поверхностью черепа и зафиксируйте DV-координату.
  7. Под контролем микроскопа продвигайте сверло с шагом 0.1 mm. Немедленно остановитесь при пробитии черепа (типичная толщина черепа взрослых крыс составляет 0.3–0.4 mm).
  8. Замените дрель на заранее подготовленную канюлю на стереотаксическом держателе. Кратковременно запустите инфузионный насос, пока жидкость не появится на кончике канюли, чтобы подтвердить отсутствие закупорок в пути следования жидкости.
  9. Убедитесь, что канюля установлена перпендикулярно поверхности черепа, затем совместите ее с отверстием. Продвигайте канюлю со скоростью 0.1 mm/s до конечной целевой глубины 3.5 mm ниже поверхности твердой мозговой оболочки.
  10. Нанесите каплю тканевого клея в месте соединения канюли с черепом. После отверждения клея зашейте разрез кожи и осторожно отогните медную канюлю параллельно поверхности черепа, чтобы избежать контакта с катушкой МРТ.

3. Настройка МРТ и динамическое сканирование

  1. Поместите передающую катушку для объема в изоцентр сканера.
  2. Переместите животное в совместимую с МРТ люльку в положении на животе. Подключите систему физиологического мониторинга, включая датчик дыхания и ректальный температурный зонд. Включите циркулирующую водяную баню для поддержания температуры тела на уровне ~37 °C.
  3. Поддерживайте надлежащую анестезию на протяжении всего сеанса сканирования, используя дополнительный изофлуран, подаваемый через носовой конус. Отрегулируйте концентрацию изофлурана в диапазоне от 0,25% до 1,0% для поддержания частоты дыхания на уровне 50–70 вдохов/мин.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Анестезия кетамином и ксилазином, введенная перед операцией по канюляции, обеспечит остаточную седацию во время первоначального перемещения в люльку МРТ. Вводите изофлуран постепенно и непрерывно контролируйте частоту дыхания во время сканирования.
    ПРЕДОСТЕРЕЖЕНИЕ: Изофлуран является летучим веществом, представляющим опасность при вдыхании; используйте активную систему удаления газов и минимизируйте воздействие на персонал.
  4. Поместите инфузионный насос за пределами краевого поля магнита, установите скорость инфузии на 1 µL/min, а продолжительность инфузии — на 20 min, что соответствует общему объему инфузии 20 µL. Аккуратно расположите и закрепите инфузионную линию вдоль люльки, чтобы предотвратить натяжение и смещение.
    ПРЕДОСТЕРЕЖЕНИЕ: Ферромагнитные предметы могут стать опасными снарядами при размещении рядом с МРТ-сканером. Держите все несовместимое с МРТ оборудование за пределами краевого поля.
  5. Установите поверхностную фазированную катушку непосредственно над дорсальной частью черепа, центрировав ее по мозгу. Поместите небольшой кусочек абсорбирующей бумаги между катушкой и местом разреза, чтобы впитывать любые выделения из раны.
  6. Задвиньте люльку в магнит до тех пор, пока мозг не окажется в изоцентре. Убедитесь, что инфузионная линия и электроды физиологического мониторинга не пережаты.
  7. Выполните первоначальную настройку сканера и получите анатомические изображения, чтобы подтвердить правильное расположение канюли.
  8. После получения исходных изображений одновременно запустите инфузионный насос и динамическое сканирование; продолжайте сбор данных в течение в общей сложности 3 h (подробности сбора данных см. в Таблице 1).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Хирургическая рабочая станция настроена для точного позиционирования сверла с целью воздействия на боковой желудочек (0,7 мм кзади и 1,4 мм латеральнее брегмы; Рисунок 1A,D). Линия для инфузии состоит из медной канюли длиной 30 мм, сегмента ПЭ-трубки длиной 2 м и иглы 30 G, подключенной к шприцу Hamilton (Рисунок 1B). Увеличенная длина трубки позволяет разместить шприцевой насос за пределами краевого поля сканера. После сверления трепанационного...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Описанный здесь протокол объединяет канюляцию в желудочки мозга (ICV) с инфузией непосредственно во время сканирования и динамической МРТ-визуализацией, что позволяет проводить количественную оценку транспорта трассера ЦСФ по всему мозгу в рамках одного сеанса визуализации. Преимущества и ограничения инфузии в ICV лучше всего оцениваются в сравнении с инфузией в большую цистерну мозга (ICM). Инфузия в ICM позволяет избежать транспаренхимальной канюляции и поэтому является менее инвазивной. Однако, поскольку большая цисте...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы не заявляют о наличии конфликта интересов.

Благодарности

Данная работа была поддержана Национальными институтами здравоохранения (NIH) в рамках грантов R01NS124206 и RF1AG094791. Ответственность за содержание несут исключительно авторы, и оно не обязательно отражает официальную точку зрения Национальных институтов здравоохранения. Рисунок 4 создан с помощью BioRender.com.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Гиподермическая игла 30 G x 1 дюйм с пластиковым основаниемЭксель26439
50 µL, газоплотный шприц, с люер-конусом (LT)Hamilton80901
Анатомический узкий пинцетFine Science Tools11003-12
Искусственная спинномозговая жидкостьОГЛАВЛЕНИЕ3525
Attane Изофлуран 1000 мг/гScanVet55226
Медная капиллярная трубка, внешний диаметр 0,32 мм × внутренний диаметр 0,16 ммNippon Tokushukan Mfg. Co., Ltd.C1220-11-109
Медный зажимIEUYOFEBA 1801
Ватный тампонПуританин868-WCS
Дотарем (гадотерат меглумин) для инъекций, 0,5 ммоль/млGuerbetNDC 67684-2001-1
СверлениеПредварительная подготовкаМодель SR
СверлоFine Science Tools19007-05
Держатель для сверлаStoelting51630
Медицинский пинцет DumontFine Science Tools11252-00, 11253-20
Глазная мазьРегбиNDC 0536
Система E-Z Anesthesia EZ-7000 ClassicE-Z SystemsEZ-7000
Пинцет ГрэфеFine Science Tools11052-10,11152-10
Нагревательная подушкаBraintree Scientific5381
Набор для высокотемпературного прижиганияFine Science Tools18010-00
Ketaminol Vet 100 мг/мл (кетамин)Intervet International BV511519
Силиконовый адгезив KWIK-SIL, низкая токсичность, наборWorld Precision InstrumentsKWIK-SIL
Игла 5/8 дюйма, одноразовая, стерильная, 26 GBD305115
Полиэтиленовая трубка, внешний диаметр 0,61 мм × внутренний диаметр 0,28 ммScandidactSKU252
Rompin Vet 20 мг/мл (ксилазин)KVP Pharma + Veterinär Produkte GmbH148999
Лезвия скальпеляFine Science Tools10023-00
НожницыFine Science Tools91460-11, 14007-14
ШпательFine Science Tools10090-13
Стереотаксическая рамаStoelting51600U
Хирургический иглодержательAgnTho’s12502-12
Шприцевой насосСистема насосов New EraNE-4000
Ксилокаин 20 мг/мл (лидокаин)AstraZeneca158543

Ссылки

  1. Balasubramanian V. Brain power. Proc Natl Acad Sci U S A. 2021;118:e2107022118.
  2. Mattson MP, Arumugam TV. Hallmarks of brain aging: adaptive and pathological modification by metabolic states. Cell Metab. 2018;27:1176-1199.
  3. Iliff JJ, Wang M, Liao Y, Plogg BA, Peng W, Gundersen GA, et al. A paravascular pathway facilitates CSF flow through the brain parenchyma and the clearance of interstitial solutes, including amyloid β. Sci Transl Med. 2012;4. doi:10.1126/scitranslmed.3003748.
  4. Nedergaard M. Garbage truck of the brain. Science. 2013;340:1529-1530.
  5. Benveniste H, Lee H, Volkow ND. The glymphatic pathway: waste removal from the CNS via. cerebrospinal fluid transport. Neuroscientist. 2017;23:454-465.
  6. Mestre H, Hablitz LM, Xavier AL, Feng W, Zou W, Pu T, et al. Aquaporin-4-dependent glymphatic solute transport in the rodent brain. eLife. 2018;7:e40070.
  7. Iliff JJ, Lee H, Yu M, Feng T, Logan J, Nedergaard M, et al. Brain-wide pathway for waste clearance captured by contrast-enhanced MRI. J Clin Invest. 2013;123:1299-1309.
  8. Benveniste H, Lee H, Ozturk B, Chen X, Koundal S, Vaska P, et al. Glymphatic cerebrospinal fluid and solute transport quantified by MRI and PET imaging. Neuroscience. 2021;474:63-79.
  9. Eide PK, Ringstad G. MRI with intrathecal MRI gadolinium contrast medium administration: a possible method to assess glymphatic function in human brain. Acta Radiol Open. 2015;4:2058460115609635.
  10. Ringstad G, Valnes LM, Dale AM, Pripp AH, Vatnehol SAS, Emblem KE, et al. Brain-wide glymphatic enhancement and clearance in humans assessed with MRI. JCI Insight. 2018;3:e121537.
  11. Eide PK, Ringstad G. Functional analysis of the human perivascular subarachnoid space. Nat Commun. 2024;15:2001.
  12. Xavier ALR, Hauglund NL, von Holstein-Rathlou S, Li Q, Sanggaard S, Lou N, et al. Cannula implantation into the cisterna magna of rodents. J Vis Exp. 2018;(135):57378.
  13. Gahn-Martinez D, Giannetto MJ, Chang E, Beam N, Tobin P, Plá V, et al. Chronic intraventricular cannulation for the study of glymphatic transport. eNeuro. 2025;12:ENEURO.0537-24.2025.
  14. Decker Y, Müller A, Proulx ST. Contrast agent clearance dynamics and diffusion in the mouse brain after ventricular administration. Adv Sci (Weinh). 2025;12:2501502.
  15. Zhu Y, Zhu J, Ni C, Chen A, Li L, Gao Y, et al. Impact of infusion conditions and anesthesia on CSF tracer dynamics in mouse brain. Fluids Barriers CNS. 2026;23:23.
  16. DeVos SL, Miller TM. Direct intraventricular delivery of drugs to the rodent central nervous system. J Vis Exp. 2013;(75):50326.
  17. Ding G, Chopp M, Li L, Zhang L, Davoodi-Bojd E, Li Q, et al. MRI investigation of glymphatic responses to Gd-DTPA infusion rates. J Neurosci Res. 2018;96:1876-1886.
  18. Stanton EH, Persson NDÅ, Gomolka RS, Lilius T, Sigurðsson B, Lee H, et al. Mapping of CSF transport using high spatiotemporal resolution dynamic contrast-enhanced MRI in mice: effect of anesthesia. Magn Reson Med. 2021;85:3326-3342.
  19. Berger ML, Reither H, Schmid RW, Lassmann H. Manufacture and use of fused silica cannulas for intracerebral injections in freely moving rats. J Neurosci Methods. 1989;27:225-234.
  20. Zhang J, Tian W, Chen J, Yu J, Zhang J, Chen J. The application of polyetheretherketone (PEEK) implants in cranioplasty. Brain Res Bull. 2019;153:143-149.
  21. Plá V, Bork P, Harnpramukkul A, Olveda G, Ladrón-de-Guevara A, Giannetto MJ, et al. A real-time in vivo. clearance assay for quantification of glymphatic efflux. Cell Rep. 2022;40:111320.
  22. Benveniste H, Lee H, Ding F, Sun Q, Al-Bizri E, Makaryus R, et al. Anesthesia with dexmedetomidine and low-dose isoflurane increases solute transport via. the glymphatic pathway in rat brain when compared with high-dose isoflurane. Anesthesiology. 2017;127:976-988.
  23. Chiu C, Miller MC, Caralopoulos IN, Worden MS, Brinker T, Gordon ZN, et al. Temporal course of cerebrospinal fluid dynamics and amyloid accumulation in the aging rat brain from three to thirty months. Fluids Barriers CNS. 2012;9:3.
  24. Karimy JK, Kahle KT, Kurland DB, Yu E, Gerzanich V, Simard JM. A novel method to study cerebrospinal fluid dynamics in rats. J Neurosci Methods. 2015;241:78-84.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Больше статей

МРТ с контрастным усилениемвизуализация мозга грызуновтранспорт СМЖсовместимая с МРТ канюляцияглимфатический транспортклиренс растворенных веществдинамическая МРТ-визуализацияинтратекальное введение лекарственных препаратов

Эта статья была опубликована

Видео скоро будет доступно

Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.