Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Добровольный сбор образцов фекалий, совместимых с групповым содержанием, у мышей с использованием индивидуальной системы клеток

184 просмотров

⸱

DOI:

10.3791/72280

⸱

7 августа 2026 г.

 ,  ,  , 
1Department of Neurophysiology and Neuropharmacology, Center for Physiology and Pharmacology, Medical University of Vienna, 2Core Facility Animal Breeding and Husbandry, Medical University of Vienna, 3Department of Biological Sciences and Pathobiology, Unit of Pharmacology and Toxicology, University of Veterinary Medicine, 4Department of Farm Animals and Veterinary Public Health, Institute of Animal Husbandry and Animal Welfare (ITT)

В этой статье

Краткое содержание

Этот протокол описывает индивидуальную систему клеток для добровольного, благоприятного, одновременного и индивидуального сбора образцов фекалий из мышей, содержащихся в группах.

Аннотация

Для надёжного измерения метаболитов кортикостерона в кале необходимы образцы фекалий, которые можно отнести к отдельным животным и собрать в определённое временное окно. Это сложно для групповых мышей, где объединённые образцы домашних клеток не позволяют индивидуальное распределение, а временное разделение может мешать благополучию животных и результатам исследования. Цель этого протокола — представить простую, недорогую систему клеток, позволяющую добровольно, одновременно и индивидуально собирать образцы фекалий из мышей, содержащихся в группе. Система состоит из проволочной поликарбонатной клетки, соединённой с тремя отдельными коробками для сбора. После привычки и тренировки мыши добровольно заходят в коробки, чтобы получить небольшую пищевую награду. Двери можно закрыть без преследования, обращения или принудительного перемещения. Фекальные гранулы собираются из каждой коробки отдельно, что позволяет назначить образцы отдельным животным при сохранении социального содержания вне периода отбора. Этот протокол поддерживает неинвазивный продольный отбор проб и подходит для изучения метаболитов кортикостерона или других биомаркеров калов. Конструкцию легко изготовить из стандартного материала клетки и акрилового стекла, она может быть разобрана для очистки и позволяет параллельно отбирать несколько клеток. Снижая нарушения, связанные с обращением, и улучшая стандартизацию окна отбора проб, метод обеспечивает практическое совершенствование эндокринного мониторинга у мышей, содержащихся в группах.

Введение

Одной из главных проблем при оценке концентрации кортикостерона в плазме является то, что сама процедура отбора проб может вызвать острое повышение уровня кортикостерона, тем самым запутывая измерение и потенциально влияя на интерпретацию результатовисследования 1,2,3. Измерение каловых метаболитов кортикостерона (FCM) является неинвазивной альтернативой, поскольку концентрации FCM отражают циркулирующие уровни глюкокортикоидов за несколько часов до отбора пробы, в зависимости от вида, штамма, пола и времени прохождениякишечника 4,5. Однако надёжный анализ FCM у мышей, содержащихся в групповых помещениях, остаётся сложным. Объединённые образцы фекалий, собранные в домашней клетке, не могут быть отнесены к отдельным животным и могут демонстрировать высокую вариабельность из-за межиндивидуальных различий в секреции глюкокортикоидов и неопределённости точного окна отбора проб. Длительное разделение животных может мешать целям исследования, тогда как краткосрочное разделение для индивидуального сбора образцов требует трудоёмки, ограничивает пропускную способность и может вызватьстресс 2.

Для возможности индивидуального сбора образцов фекалий из групповых мышей с минимальным обращением была разработана специально изготовленная клетка для сбора фекалий (рисунок 1A-E). Конструкция была адаптирована из ранее описанной клетки для сбора фекалий для колючихмышей 6 и модифицирована для использования с лабораторными мышами. Система состоит из стандартной поликарбонатной клетки типа III, соединённой с тремя отдельными коробками, к которым животные могут добровольно подойти и закрыть с помощью раздвижных дверей. Такая схема позволяет собирать образцы фекалий с отдельных мышей без прямого обращения в период отбора проб и одновременно отбирать образцы нескольких животных. Таким образом, клетка обеспечивает практический подход к неинвазивному, индивидуально приписываемому ФКМ-образу у мышей, содержащихся в группе.

Следующий протокол описывает систему отбора образцов фекалий, которая позволяет собирать и идентифицировать образцы фекалий отдельных мышей при сохранении среды группового содержания, используя специально изготовленные клетки для бесконтактного отбора образцов фекалий.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Перед проведением исследования был проконсультирован ответственный комитет по этике животных Медицинского университета Вены, который сообщил, что формальная лицензия на проведение экспериментов на животных не требуется; Поэтому одобрения или номер протокола отсутствуют. В исследовании использовались только устоявшиеся практики разведения и выращивания, а также неинвазивный сбор образцов фекалий. Инвазивные процедуры не проводились. В соответствии с Директивой 2010/63/EU, ожидаемая нагрузка на животных была оценена как ниже порога боли, страданий, страданий или длительного вреда, эквивалентного или выше, чем та, что вызвана введением иглы в соответствии с надлежащей ветеринарной практикой. Все животные содержались и содержались в соответствии с институциональными стандартами благополучия животных.

1. Строительство клеток (см. список материалов)

  1. Вырежьте детали 1-4 из 5 мм плексигласа/акрила по шаблонам, показаным на рисунке 2A-C.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Шаблоны с точными размерами могут быть напечатаны в формате DIN A3 (Дополнительный рисунок 1 и Дополнительный рисунок 2).
  2. Отрежьте дно поликарбонатной клетки типа II (PTII), как показано на рисунке 2D. Эта часть позже станет верхней крышкой коробок для сбора фекалий.
  3. Просверлите отверстия и прорези в бывшем дне клетки PTII, как показано на рисунке 2D.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Точные размеры приведены на дополнительном рисунке 3.
  4. Просверлите отверстия в передней и короткой сторонах клетки PTIII, как показано на рисунке 2E.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Точные размеры приведены на дополнительной рисунке 4.
  5. Используйте часть 2 как шаблон, чтобы отметить соответствующие отверстия для сверления на короткой стороне клетки PTIII и на длинной стороне клетки PTII.
  6. Просверлите отмеченные отверстия и прикрепите клетку PTIII, каркас PTII и часть 2 с помощью резьбовых винтов, как показано на рисунке 2F.
  7. Вставьте часть 1 как дно клетки PTII. Разместите части 4a и 4b так, чтобы они удерживали первую часть на месте, и разделите пробную клетку на отдельные коробки. Используйте пистолет для горячего клея, чтобы закрепить их на месте.
  8. Вставьте нижние выступы частей 4a и 4b в прорези части 1. Эти выступы образуют ножки коробок для сбора.
  9. Продвиньте верхние выступы частей 4a и 4b через верхнюю крышку, бывшую днище клетки PTII, чтобы удержать её на месте.
  10. Протягивайте деревянные палочки или стержни через отверстия в выступах, используя один стержень сверху и два снизу, чтобы стабилизировать и закрепить конструкцию.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Деревянные материалы должны использоваться в виварии только если они одноразовые, так как они не подлежат чистке. Если это не так, следует использовать стержни другого состава.
  11. Закройте оставшиеся зазоры или мелкие неточности с помощью пистолета для горячего клея. Используйте части 3a, 3b и 3c (рисунок 2B) как раздвижные двери между домашней клеткой и коробками для сбора.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что для животных не остаются острые края, остатки клея или выступающие материалы. Компоненты из акрилового стекла/плексигласа, использованные в этом прототипе, не подходят для стерилизации паровым автоклавом. Поэтому, если система используется в SPF-объектах, требующих стерилизованного материала, связанного с клетками, следует либо использовать одобренную институционально неавтоклавную процедуру дезинфекции, либо акриловые компоненты заменить на автоклаварный материал при сохранении тех же размеров.

2. Подготовка и содержание животных

  1. Получите необходимое количество мышей соответствующего штамма для исследования.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Репрезентативные данные были получены от 30 восьминедельных мышей C57BL/6J, включая 20 самок и 10 самцов. Мыши были свободны от специфических патогенов по стандартам FELASA и были получены в Charles River Laboratories, Зульцфельд, Германия.
  2. Домашние животные в обычных условиях в адаптированных поликарбонатных клетках типа III, максимум три взрослых мыши в каждой клетке.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для этого исследования отдельные самцы содержались в стандартных поликарбонатных клетках типа II.
  3. Поддерживайте относительную влажность в комнате для животных при 22 ± 2 °C и влажности 55 ± 10% в рамках 12-часового цикла свет/темнота с включением света в 6:00 утра.
  4. Обеспечьте стандартную поддерживающую диету и воду ad libitum.
  5. Добавьте постельное бельё из осины, бумажный туалетный рулон, красный прозрачный пластиковый домик и бумажные полотенца в качестве материала для гнездования в каждую клетку.
  6. Идентифицируйте мышей в первую очередь по естественным отметинам на хвосте. Временно наносите отметки на животных с похожими отметинами на хвосте во время взвешивания, если это необходимо.

3. Привыкание и дрессировка животных

ПРИМЕЧАНИЕ: Готовая клетка состоит из домашней клетки PTIII, соединённой с отбором проб с тремя отдельными коробками для сбора проб, PTII. Домашние клетки могут использоваться как обычные: с подстилкой, обогащением клетки, проволочной крышкой без внешних крепежей, а также с питанием и водой. Систему можно разобрать для стирки, и она может использоваться только в течение недель отбора проб. В течение недель без отбора проб животных можно содержать в стандартных клетках PTIII.

  1. Поместите животных в систему клеток как минимум за две недели до первой запланированной пробной сессии.
  2. Привыкните животных к коробкам для сбора, убрав раздвижные двери на одну ночь, чтобы они могли свободно исследовать коробки.
  3. Проведите три тренировки перед первой сессией отбора проб. Проводить тренировки при тех же условиях освещения и в то же время суток, планируя последующий отбор проб, желательно при красном свете вскоре после начала тёмной фазы.
  4. Нанесите небольшое количество бонуса, например фундуковый крем, арахисовое масло, солодовую пасту или подобную вкусную пищу, на стену напротив входа в каждый ящик для сбора.
  5. В первый день тренировки оставьте двери открытыми и позвольте животным самостоятельно открыть и съесть награду.
  6. Во второй день тренировки дождитесь, пока животное зайдёт в коробку и не начнёт лизать награду. Аккуратно закройте раздвижную дверь за животным и отпустите её через 10 минут.
  7. В третий день обучения повторяйте процедуру и постепенно увеличивайте время пребывания животных в контейнерах.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Тренировки должны быть спокойными и последовательными. Избегайте погони за животными в коробки, так как это может увеличить стресс и уменьшить добровольное участие в последующих сессиях проб.

4. Сбор образцов фекалий

  1. Время сбора образцов
    1. Планируйте время отбора проб в зависимости от биологического вопроса и ожидаемой задержки между выделением кортикостерона из плазмы и фекального кортикостерона. У мышей метаболиты фекального кортикостерона обычно отражают циркулирующие уровни глюкокортикоидов примерно за 8–10 часов до отбора пробы.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Если точный срок критически важен, проведите пилотное исследование для определения времени выделения FCM в конкретном штамме, полу и используемых экспериментальных условиях. Этот пилот можно совмещать с тренировками.
    2. Планируйте отбор проб в период высокого выброса кал. Выборка обычно наиболее эффективна в начале тёмной и активной фазы.
    3. Проводите все сеансы отбора проб в одно и то же время суток на протяжении всего исследования, чтобы уменьшить вариации, вызванные суточным ритмом уровней FCM.
      ПРИМЕЧАНИЕ: По нашему опыту, события, происходящие утром около 10:00, хорошо отражаются при запланировании проб между 18:00 и 20:00, в зависимости от светового графика в комнате для животных.
  2. Процедура отбора проб и практические советы
    1. Отмечайте животных индивидуально, прежде чем пробовать. Используйте отметки на ушах или отдельные отметки на хвосте.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Отметки на носках и цветовые коды внутри коробок могут быть трудноразличимы при красном свете.
    2. Подготовьте коробки для сбора во время фазы освещения, нанеся награду на заднюю стенку каждой коробки.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Подготовка коробок в течение дня улучшает видимость для экспериментатора и позволяет животным почувствовать запах награды перед пробой.
    3. В запланированное время отбора проб откройте коробки для сбора и дождитесь, пока животные войдут добровольно.
    4. Когда мышь вошла в коробку для сбора, аккуратно закройте раздвижную дверь за ней.
    5. После того как все животные попадут в коробку, запишите личность и положение каждой мыши в подготовленный лист выборки.
    6. Если за одну сессию отобрано более 10 клеток, привлекайте второго экспериментатора для поддержки идентификации животных, обращения с дверями и документации.
    7. Храните животных в коробках для сбора в течение запланированного периода отбора проб, обычно от 30 минут до 2 часов, в зависимости от ожидаемого количества фекалий и дизайна исследования.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Исключать образцы, если индивидуальность не может быть определена с уверенностью, если фекальные гранулы загрязнены мочой, подстилкой или фекалиями другого животного, если длительность отбора пробы существенно отклоняется от запланированного временного окна или если количество фекального материала недостаточно для анализа FCM.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Использование 50 мг — наш стандартный протокол, и это количество использовалось во всех валидациях и всех других статьях5, 7 и 8. Обычно его легко получить.
    8. В конце периода отбора проб откройте раздвижные двери и позвольте мышам вернуться в домашнюю клетку.
    9. Закройте ящики сразу после ухода мышей, чтобы предотвратить повторное проникновение и перекрёстное загрязнение образцов.
    10. Удалите фекальные гранулы из каждой коробки с помощью длинных щипцов и переместите их в индивидуально маркированные трубки.
    11. Храните образцы при -20 °C до дальнейшей подготовки анализа FCM.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Если коробки надёжно закрыты и не могут быть возвращены мышами, сбор фекальных гранул можно отложить до следующей световой фазы. Однако это следует делать последовательно в рамках исследования.
    12. Держите животных в домашней клетке (PTIII) до следующей смены клетки. Затем их можно разобрать и постирать в обычной стиральной машине для клетки.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Метаболиты кортикостерона в кале (FCM) были успешно количественно измерены из образцов, собранных в специально изготовленных клетках для отбора образцов фекалий в лонгитюдном исследовании, сравнивающем мышей с постоянной и периодической разведкой. Репрезентативный анализ FCM включал 30 животных: постоянно разведённую группу, n = 15 животных в 5 клетках; периодически разводимая группа n = 10 животных в 5 клетках, при этом 5 самцов содержатся в одиночном содержании, за исключением трёх слу...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Этот протокол описывает простую систему клеток для сбора индивидуально распределяемых образцов фекалий у групповых мышей. Главное преимущество метода заключается в сочетании индивидуальной атрибуции образцов с поддержанием ключевых аспектов социального жилья, особенно визуального и обонятельного контакта с соседями по клетке. Это важно, поскольку групповое содержание часто требуется для благополучия животных и может быть частью экспериментальногодизайна 10. В отли...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы заявляют, что у них нет конкурирующих финансовых интересов.

Благодарности

Мы благодарим профессора Поллака за поддержку публикации этой статьи.

Катарина Тильман с благодарностью выражает благодарность за поддержку своего покойного деда Бруно Вохнера, который в возрасте 99 лет внес вклад в планирование системы клеток, предоставил свою деревянную мастерскую и помогал с шлифовкой и строительством. Его энтузиазм к мастерству и строительству стал источником вдохновения и с благодарностью вспоминается здесь.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Сверло 5 ммCraftomat22380487Диаметр 5 мм; Количество 1
Сверла 60 ммBosch32064647Диаметр 60 мм; Количество 1
Сверла 7 ммCraftomat22380520Диаметр 7 мм; Количество 1
Сверлоносовой станокMakita25730054Стандартный ручной или настольный сверлоносовой станок; Количество 1
ТермоклейEinhell 29051207Для сборки клетки; Количество 1
Термопаяльные палочкиEinhell29049664Совместимы с термоклеем; Количество 5-10
Клетка МакролонAnimalab31200129Стандартная клетка типа II; Количество 1
Клетка МакролонAnimalab31200256Стандартная клетка типа III; Количество 1
Плексиглас / акриловое стеклоBauhaus29122352Примерно 0,25 м² итого; толщина 5 мм; Количество  2 листа DIN A3
Пилка или фрезерное устройствоScheppach32079641Маленькая ленточная пила, трапецеидальная пила или фрезерное устройство CNC; Количество 1
Резьбовые винтыProfi Depot1080753320 мм × 3 мм; Количество 4
Деревянные палочки / прутьяIkea903.429.71Круглые деревянные прутья; Количество 3

Ссылки

  1. Abelson KS, Adem B, Royo F, Carlsson HE, Hau J. High plasma corticosterone levels persist during frequent automatic blood sampling in rats. In vivo (Athens, Greece) 2005; 19(5): 815-819.
  2. Kim S, Foong D, Cooper MS, Seibel MJ, Zhou H. Comparison of blood sampling methods for plasma corticosterone measurements in mice associated with minimal stress-related artefacts. Steroids 2018; 135: 69-72.
  3. Teilmann AC, Kalliokoski O, Sorensen DB, Hau J, Abelson KS. Manual versus automated blood sampling: impact of repeated blood sampling on stress parameters and behavior in male NMRI mice. Lab Anim 2014; 48(4): 278-291.
  4. Thanos PK, Cavigelli SA, Michaelides M, Olvet DM, Patel U, Diep MN et al. A non-invasive method for detecting the metabolic stress response in rodents: characterization and disruption of the circadian corticosterone rhythm. Physiological research 2009; 58(2): 219-228.
  5. Touma C, Sachser N, Möstl E, Palme R. Effects of sex and time of day on metabolism and excretion of corticosterone in urine and feces of mice. General and Comparative Endocrinology 2003; 130(3): 267-278.
  6. Frynta D, Nováková M, Kutalová H, Palme R, Sedláček F. Apparatus for Collection of Fecal Samples from Undisturbed Spiny Mice (Acomys cahirinus) Living in a Complex Social Group. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science : JAALAS 2009; 48(2): 196-201.
  7. Meyer N, Kroger M, Thummler J, Tietze L, Palme R, Touma C. Impact of three commonly used blood sampling techniques on the welfare of laboratory mice: Taking the animal's perspective. PLoS One 2020; 15(9): e0238895.
  8. Touma C, Palme R, Sachser N. Analyzing corticosterone metabolites in fecal samples of mice: a noninvasive technique to monitor stress hormones. Hormones and Behavior 2004; 45(1): 10-22.
  9. Müller K, Lengheimer T, Kral-Pointner JB, Wojta J, Yeghiazaryan L, Krall C et al. Exposure to soiled bedding reduces abnormal repetitive behaviors in mice. Frontiers in Behavioral Neuroscience 2022; 16.
  10. Cinque C, Zinni M, Zuena AR, Giuli C, Alemà SG, Catalani A et al. Faecal corticosterone metabolite assessment in socially housed male and female Wistar rats. Endocrine connections 2018; 7(2): 250-257.
  11. Palme R. Monitoring stress hormone metabolites as a useful, non-invasive tool for welfare assessment in farm animals. Animal Welfare 2012; 21(3): 331-337.
  12. Kalliokoski O, Jacobsen KR, Teilmann AC, Hau J, Abelson KSP. Quantitative Effects of Diet on Fecal Corticosterone Metabolites in Two Strains of Laboratory Mice. In vivo (Athens, Greece) 2012; 26(2): 213.
  13. Rowland NE, Toth LA. Analytic and Interpretational Pitfalls to Measuring Fecal Corticosterone Metabolites in Laboratory Rats and Mice. Comparative medicine 2019; 69(5): 337-349.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

ПоведениеВыпуск 234Выпуск 234Пустое значениеВыпускКлетка для сбора фекалийМетаболиты кортикостерона в фекалияхМышьБлагополучие животныхИндивидуальный отбор пробСнижение стресса

Эта статья была опубликована

Видео скоро будет доступно

Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.