Культивирование, обработка и трансфекция клеток
Линию клеток носоглоточной карциномы человека (NPC) C666-1 (RRID: CVCL_M597) и линию незлокачественных эпителиальных клеток носоглотки человека NP69 (RRID: CVCL_F755) приобрели у коммерческого поставщика. Обе клеточные линии прошли аутентификацию методом профилирования коротких тандемных повторов (STR), и перед использованием было подтверждено отсутствие контаминации микоплазмой. Для рутинного культивирования клетки C666-1 размножали в среде RPMI 1640 с добавлением 10% фетальной бычьей сыворотки (FBS) и 1% пенициллина-стрептомицина. Клетки NP69 культивировали в бессывороточной среде для кератиноцитов с добавлением 10% FBS, 10 ng/mL рекомбинантного эпидермального фактора роста и 1% пенициллина-стрептомицина. Рускогенин (Rus; чистота ≥ 98%) был приобретен у коммерческого поставщика. Обе клеточные линии содержали в увлажненном инкубаторе при 37 °C в атмосфере 5% CO₂. Для проведения экспериментов клетки подвергали воздействию рускогенина (Rus) в различных концентрациях (10, 20, 50 µM) в течение 24 ч22. Для трансфекции в клетки C666-1 при достижении конфлюэнтности 70–80% вводили плазмиды, кодирующие лизин-специфическую деметилазу 1A для гиперэкспрессии (oe-KDM1A), и соответствующий отрицательный контроль в виде пустого вектора (oe-NC), полученные от коммерческого поставщика. В частности, 2,5 µg плазмидной ДНК и 5 µL липидного реагента для трансфекции разводили в 150 µL среды с пониженным содержанием сыворотки, осторожно перемешивали, инкубировали в течение 20 мин при комнатной температуре, а затем добавляли в каждую лунку 6-луночного планшета согласно протоколу производителя. Клетки инкубировали в течение 48 ч при 37 °C, после чего подтверждали эффективность трансфекции.
Анализ с использованием набора для подсчета клеток-8 (CCK-8)
Жизнеспособность клеток после обработки Rus оценивали с помощью анализа CCK-8. Для этой процедуры клетки сначала высевали в 96-луночные планшеты и культивировали в течение ночи. Анализ начинали с добавления 10 µL раствора CCK-8, а после 2 ч инкубации измеряли результирующее колориметрическое изменение как оптическую плотность (OD) при 450 nm с помощью планшетного ридера.
Анализ формирования колоний
Для оценки клоногенной выживаемости клетки C666-1 высевали в 6-луночные планшеты и культивировали в течение 14 дней. После периода инкубации полученные колонии фиксировали 100% метанолом в течение 10 мин, затем окрашивали 0,5% кристаллическим фиолетовым в течение 30 мин. Количество окрашенных колоний определяют с помощью микроскопической визуализации и подсчета.
Вестерн-блоттинг
Для вестерн-блот-анализа сначала экстрагировали общий белок из клеток с помощью буфера RIPA, и полученные лизаты центрифугировали (12,000 × g) для сбора супернатанта. Для количественного определения уровня белка использовали BCA-анализ. Равные количества общего белка (30 µg на лунку) наносили на гель и разделяли методом 10% электрофореза в полиакриламидном геле с додецилсульфатом натрия (SDS-PAGE). После разделения белки переносили на поливинилиденфторидные (PVDF) мембраны при постоянном напряжении 100 V в течение 90 мин на льду. Затем мембраны блокировали в 5% бычьем сывороточном альбумине (BSA), приготовленном в трис-солевом буфере с 0,1% Tween 20 (TBST), в течение 2 ч при комнатной температуре. После этого мембраны инкубировали в течение ночи при 4°C со следующими первичными антителами, разведенными в блокирующем буфере (все в соотношении 1:1000): Ki67, PCNA, MMP2, MMP9, Bcl-2, Bax, KDM1A, SLC7A11, GPX4, ACSL4, TFR1 и β-actin. Наконец, после 2-часовой инкубации с конъюгированными с HRP вторичными антителами иммунореактивные полосы визуализировали с помощью реагента для усиленной хемилюминесценции (ECL), а денситометрический анализ проводили с использованием программного обеспечения для анализа изображений.
Метод заживления раны (scratch-тест)
Для анализа заживления ран клетки C666-1 культивировали в 6-луночных планшетах до достижения 80% конфлюэнтности. В монослое создавали равномерную «рану» путем соскабливания клеток наконечником пипетки на 200 µL. Отделившиеся клетки удаляли промывкой с использованием PBS, после чего культуральную среду заменяли бессывороточной средой для инкубации в течение 24 ч. Для оценки миграции клеток с помощью светового микроскопа получали изображения области раны в моменты 0 ч и 24 ч.
Анализ в системе Transwell
Инвазию клеток оценивали с использованием камер Transwell (размер пор 8 µm), предварительно покрытых 50 µL матрикса базальной мембраны. Инвазивная способность клеток C666-1 анализировалась с помощью камер Transwell. В верхние вставки высевали клетки, суспендированные в среде без сыворотки, в то время как в нижние лунки помещали DMEM с 10% FBS. После 24-часовой инкубации клетки, оставшиеся на апикальной стороне мембраны, осторожно удаляли. Для количественного анализа клетки на базалатеральной поверхности фиксировали в метаноле, окрашивали 0,1% раствором кристаллического фиолетового и подсчитывали по изображениям, полученным с помощью световой микроскопии.
Проточная цитометрия
Апоптоз количественно определяли с помощью проточной цитометрии. Для подготовки образцов клетки C666-1 собирали, промывали ледяным PBS, а затем ресуспендировали в 100 µL связывающего буфера. Затем клетки подвергали двойному окрашиванию Annexin-V-FITC (20 µg/mL) и пропидийиодидом (PI). Окрашивание проводили в течение 15 min на льду в защищенном от света месте. Данные регистрировали на проточном цитометре незамедлительно для определения процента апоптотических клеток.
Определение активности каспазы-3
Активность каспазы-3 измеряли с помощью коммерческого набора для анализа в соответствии с инструкциями производителя. Вкратце, клетки C666-1 подвергали лизису, после чего собирали супернатанты путем центрифугирования при 14,000 × g. После 2-часовой инкубации с прилагаемым реагентом измеряли оптическую плотность каждого супернатанта при 405 nm.
ОТ-ПЦР в реальном времени
Общую РНК выделяли из клеток C666-1 с использованием коммерческого реагента для экстракции РНК. Полученную РНК подвергали обратной транскрипции для синтеза первой цепи кДНК с помощью коммерческого набора согласно протоколу производителя. Анализ экспрессии генов впоследствии проводили методом количественной ПЦР (кПЦР) на системе ПЦР в реальном времени с использованием мастер-микса на основе SYBR Green. Для определения относительных уровней транскриптов применяли метод сравнительного Ct (2⁻△△Ct). Последовательности праймеров, использованных для амплификации, были следующими: β-actin (прямой: 5'-CATGTACGTTGCTATCCAGGC-3'; обратный: 5'-CTCCTTAATGTCACGCACGAT-3') и KDM1A (прямой: 5'-TGACCGGATGACTTCTCAAGA-3'; обратный: 5'-GTTGGAGAGTAGCCTC AAATGTC-3').
Анализ на содержание веществ, реагирующих с тиобарбитуровой кислотой (TBARS)
Для измерения перекисного окисления липидов сначала готовили супернатанты из клеток C666-1 путем осаждения (15% TCA, 500 mM BHA) и центрифугирования в течение 10 мин при 10,000 × g. Затем эти супернатанты смешивали с 0,375% тиобарбитуровой кислотой и нагревали при 100 °C в течение 10 мин для образования аддукта MDA-TBA. Уровень этого аддукта, свидетельствующий о перекисном окислении липидов, определяли путем измерения абсорбции при 532 nm на микропланшетном ридере23.
Определение липидных активных форм кислорода (АФК)
Перекисное окисление липидов определяли с помощью флуоресцентного зонда на перекисное окисление липидов. Клетки C666-1 высевали в 6-луночные планшеты, культивировали в течение ночи, а затем подвергали воздействию флуоресцентного зонда (2 µM). Данный зонд демонстрирует сдвиг флуоресценции из красного спектра в зеленый при окислении. Отношение зеленой флуоресценции к красной анализировали с помощью лазерного сканирующего конфокального микроскопа и программного обеспечения для анализа изображений. Построенный график отношения зеленой флуоресценции к красной был четко определен и использовался в качестве количественного индикатора уровней перекисного окисления липидов24.
Определение Fe2+
Уровень внутриклеточного двухвалентного железа (Fe2⁺) измеряли с помощью внутриклеточного флуоресцентного зонда на железо. Клетки C666-1 инкубировали с 10 µM флуоресцентного зонда в течение 10 min. После промывки в PBS для удаления избытка зонда клетки анализировали методом флуоресцентной микроскопии.
Молекулярный докинг-анализ
Молекулярный докинг является ключевым вычислительным методом, который упрощает разработку новых лекарственных препаратов путем прогнозирования аффинности связывания и взаимодействия между лигандом и его белком-мишенью посредством оценки режимов их связывания25. С веб-страницы RCSB PDB (https://www.rcsb.org/) была получена 3D-структура KDM1A (PDB ID: 6NQU). Для подготовки структуры белка KDM1A была удалена вода и посторонние малые лиганды. Симуляция молекулярного докинга была выполнена с помощью программного обеспечения для молекулярного докинга с использованием ламаркианского генетического алгоритма, а визуализация осуществлялась с помощью программного обеспечения для молекулярной визуализации26.
Статистический анализ
Все эксперименты проводились с использованием как минимум трех независимых биологических повторностей, и результаты представлены в виде среднего значения ± стандартного отклонения (SD). Статистический анализ выполнялся с помощью программного обеспечения для статистической обработки данных. Различия между несколькими группами оценивали с помощью однофакторного дисперсионного анализа (ANOVA) с последующим апостериорным тестом Тьюки для множественных сравнений. Значение P менее 0,05 считалось показателем статистически значимого различия.