В данном протоколе представлен стандартизированный метод проведения кожной везикостомии и послеоперационного ухода за раной у крыс, обеспечивающий непрерывный мочевой дренаж при низком давлении для доклинических исследований повреждений спинного мозга.
Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.
Методическая статья
Везикостомия на модели крысы для обеспечения низкого давления при оттоке мочи в исследованиях нейрогенного мочевого пузыря
* These authors contributed equally
В этой статье
Краткое содержание
Аннотация
Крыса является основной животной моделью для доклинических исследований нейрогенной дисфункции нижних мочевыводящих путей (нДНМП), вызванной травмой спинного мозга (ТСМ). Благодаря анатомическому и функциональному сходству с человеком, крысы точно воспроизводят ключевые патологические последствия ТСМ. Однако сохраняется критический трансляционный разрыв: в то время как стандартное управление мочевым пузырем у людей обычно основано на постоянном или интермиттирующем катетеризировании, аналогичные подходы невозможны у грызунов. Общепринятая практика ручного опорожнения мочевого пузыря создает исключительно высокое внутривезикальное давление, что может привести к методологической ошибке, независимо способствуя патологическому ремоделированию мочевого пузыря после ТСМ. В данном протоколе описывается проведение кожной везикостомии у крыс, а также послеоперационный уход за раной, для обеспечения постоянного низкодавленческого отведения мочи в доклинических исследованиях ТСМ. Кожная везикостомия — хирургическое создание стомы между куполом мочевого пузыря и нижней брюшной стенкой — обеспечивает постоянный отток мочи, поддерживая путь дренирования с низким сопротивлением и минуя уретру. Таким образом можно избежать избыточного задержки мочи и высокого внутривезикального давления, приближая этот метод к концепции постоянной низкодавленческой декомпрессии, которая используется в клинике в ранней фазе после травмы с помощью надлобкового или трансуретрального отведения мочи, при этом следует учитывать, что нормальные механизмы накопления и удержания мочи упраздняются. Таким образом, терапевтические эффекты, которые в противном случае могли быть скрыты повторяющимся переполнением и ручным опорожнением мочевого пузыря под высоким давлением, могут быть обнаружены более легко. Кроме того, везикостомия предлагает концептуальную стратегию по смягчению ограничений, связанных с полом животных, в доклинических исследованиях ТСМ. Значительно большая длина уретры у самцов грызунов приводит к более высокому сопротивлению оттоку, что существенно затрудняет ручное опорожнение мочевого пузыря и фактически ограничивает большинство доклинических исследований самками животных, несмотря на преобладание пациентов-мужчин среди клинических случаев ТСМ. В качестве альтернативной стратегии дренирования везикостомия обладает потенциалом для расширения парадигм управления мочевым пузырем в экспериментах и повышения трансляционной значимости будущих исследований, при этом ее осуществимость и результаты у самцов крыс должны быть установлены в ходе специальных последующих работ.
Введение
Здоровая функция мочевого пузыря зависит от скоординированной работы мышц мочевого пузыря и уретрального сфинктера, которая обеспечивается сложной нейронной сетью, включающей головной мозг, центральную нервную систему (ЦНС) и периферическую нервную систему (ПНС), что позволяет осуществлять сознательный контроль над нижними мочевыводящими путями (НМП)1,2. Сложность этих механизмов и их переключаемая архитектура цепей3 делают функцию мочевого пузыря уязвимой к широкому спектру повреждений и заболеваний. Соответственно, после травмы спинного мозга (ТСМ) почти все пациенты сталкиваются с нарушением чувствительности и контроля над мочевым пузырем4,5. Термин «нейрогенный мочевой пузырь» охватывает широкий спектр дисфункций, влияющих на накопление и/или выведение мочи, в зависимости от характеристик повреждения. В частности, супрасакральные повреждения приводят к гиперактивности детрузора в сочетании с гиперактивностью сфинктера, что часто сопровождается потерей координации между ними — так называемой детрузорно-сфинктерной диссинергией (ДСД), что приводит к избыточному удержанию мочи и высокому внутривезикальному давлению6,7. Это может серьезно повредить НМП, поставить под угрозу целостность верхних мочевыводящих путей (ВМП) и, при отсутствии лечения, привести к опасным для жизни осложнениям8. Интермиттирующий или постоянный отвод мочи путем катетеризации представляет собой современный стандарт ведения пациентов после ТСМ, предотвращая переполнение мочевого пузыря с помощью безопасной процедуры без воздействия давления9,10,11,12.
Ввиду отсутствия эффективного лечения травм спинного мозга (ТСМ) и преобладания симптоматической терапии сопутствующей нейрогенной дисфункции нижних мочевыводящих путей (нДНМП), разработка новых терапевтических стратегий остается приоритетной исследовательской задачей. Животные модели позволяют изучать механизмы заболевания на уровне сложности, сопоставимом с человеческим, обеспечивая при этом исключительную однородность групп в стандартных экспериментальных условиях13. Среди них крыса является основной доклинической моделью, и большинство исследований ТСМ проводится именно на этом виде14,15. Такой выбор обусловлен анатомическим и функциональным сходством с человеком, воспроизводимым патологическим ответом и широкой доступностью. Тем не менее, сохраняется значительный трансляционный разрыв, который может ограничивать интерпретацию и клиническую значимость результатов исследований мочевого пузыря, полученных на моделях грызунов.
Хотя у крыс после травмы спинного мозга (ТСМ) развивается нейрогенная нижняя мочевыделительная система (нНМПС), имеющая общие ключевые особенности с патологией человека, методы управления мочеиспусканием существенно различаются между видами. Поскольку интермиттирующая катетеризация и другие способы постоянного отвода мочи в целом неприменимы для крыс, опорожнение мочевого пузыря обычно осуществляется путем ручного выжимания16. Эта техника, аналогичная маневру Креде17, который обычно не рекомендуется в клинической практике, вызывает значительное повышение внутрипузырного давления. Следовательно, это может привести к систематической ошибке метода, поскольку ручное выжимание может самостоятельно стимулировать патологическое ремоделирование мочевого пузыря после ТСМ, тем самым снижая трансляционную значимость экспериментальных данных или маскируя истинные терапевтические эффекты. Дополнительным ограничением являются анатомические различия, связанные с полом. Значительно большая длина уретры у грызунов мужского пола приводит к более высокому сопротивлению оттоку, что существенно затрудняет ручное выжимание мочевого пузыря и фактически ограничивает большинство доклинических исследований ТСМ самками14. Учитывая, что большинство клинических случаев ТСМ наблюдается у мужчин18,19, это несоответствие дополнительно подчеркивает необходимость разработки альтернативных стратегий управления мочеиспусканием в доклинических моделях ТСМ на крысах.
Кожная везикостомия представляет собой хирургическое создание стомы между мочевым пузырем и нижней брюшной стенкой путем выведения купола мочевого пузыря к коже и его фиксации швами. Это обеспечивает непрерывный отвод мочи при сохранении низкого давления в дренажном канале и обходе уретры. Кожная везикостомия, применяемая преимущественно у детей со сложными медицинскими состояниями или в случаях, когда традиционные методы дренирования неприменимы, обеспечивает надежное отведение мочи при минимальных требованиях к уходу и низком уровне осложнений20,21,22. Помимо клинического применения, везикостомия была успешно выполнена на моделях грызунов23,24,25,26, хотя и не в контексте SCI.
В недавнем исследовании16 мы рассмотрели ограничения трансляции, связанные с ручным опорожнением мочевого пузыря в доклинических моделях SCI, и внедрили везикостомию у крыс вместе с режимом послеоперационного ухода за раной, что позволило продлить период наблюдения. Прямое сравнение двух подходов к управлению мочеиспусканием показало более выраженные структурные изменения мочевого пузыря после ручного опорожнения, в то время как у животных с везикостомией значения по нескольким параметрам были ближе к показателям здорового контроля. Наиболее заметно то, что толщина стенки мочевого пузыря увеличилась со среднего значения 768.26 µm (SD 28.05) у здоровых крыс до 1181.94 µm (SD 289.56) через два месяца после SCI при ручном опорожнении, при этом у некоторых животных значения достигали 1485 µm. Напротив, у крыс с везикостомией средняя толщина стенки мочевого пузыря составила 963.08 µm (SD 68.82), и только у одного животного этот показатель превысил 1000 µm.
В данном исследовании представлен стандартизированный протокол проведения везикостомии у крыс, включая периоперационный уход и послеоперационную обработку раны, для обеспечения воспроизводимого непрерывного низконапорного отведения мочи в доклинических исследованиях спинальной травмы (SCI). Протокол предназначен для облегчения воспроизведения данной методики и помощи исследователям в определении ее применимости для исследований, в которых ручное опорожнение мочевого пузыря под высоким давлением может внести методологическую погрешность или в которых желательно использование животных мужского пола. Целью данного проекта было создание стандартизированного протокола везикостомии для крыс с SCI, а также оценка его осуществимости и безопасности в течение двухмесячного периода последующего наблюдения. Кроме того, был применен стандартизированный режим послеоперационного ухода за раной для минимизации осложнений со стороны кожи и поддержания проходимости стомы посредством регулярного калибрования.
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Протокол
В данном исследовании использовались трехмесячные самки крыс линии Lewis. Хотя данный протокол был разработан преимущественно для того, чтобы избежать ручного опорожнения мочевого пузыря после травмы спинного мозга (ТСМ), подробности процедуры контузионной ТСМ здесь не приводятся, так как они были описаны ранее. Все процедуры были одобрены Австрийским государственным органом по надзору за исследованиями на животных (BMWFW-202-0.062.928 и BMWFW-2023-0.848.340) и проводились в соответствии с местными правилами содержания животных и рекомендациями ARRIVE. В целом процедура везикостомии занимает около 15 мин.
1. Предоперационная подготовка
- Подготовьте стерильную рабочую зону, включая микроскоп или увеличительные очки (увеличение 2,5–3,5×), все необходимые хирургические инструменты и грелку.
- Предварительно разогрейте грелку до 30°C–35°C (до температуры теплой ладони) и поддерживайте этот температурный режим на протяжении всей операции. Если при длительном хирургическом вмешательстве температура грелки опустится ниже 30°C, замените ее.
2. Подготовка животных
- Анестезия
- Используйте режим общей анестезии, соответствующий данной хирургической процедуре.
- Приготовьте свежую анестезиологическую смесь, содержащую medetomidine (0.15 mg/kg), midazolam (2 mg/kg) и fentanyl (0.005 mg/kg), согласно приведенной таблице расчетов (Таблица 1). Выберите дозу анестетика и соответствующий конечный объем инъекции, исходя из массы тела, наиболее близкой к фактическому весу животного, и введите смесь внутримышечно с помощью шприца объемом 1 mL с иглой 27G.
- Хирургическая подготовка
- После проведения анестезии крысы выбрейте шерсть на нижней части живота до области влагалища.
- Дважды промойте операционное поле теплой мыльной водой.
- Дважды промойте операционное поле теплой чистой водой.
- Дважды продезинфицируйте операционное поле, включая область влагалища, смесью из 7.5% повидон-йода и 70% спирта.
- Подкожно введите 1.5 mg enrofloxacin и 0.2 mg пролонгированного meloxicam, растворенных в 0.2 mL предварительно нагретого 0.9% раствора хлорида натрия (NaCl).
- Подкожно введите 3 mL предварительно нагретого 0.9% NaCl для компенсации потери жидкости.
- Нанесите 2% декспантенол (офтальмологическая мазь) на оба глаза для предотвращения пересыхания роговицы.
- Поместите животное в положение на спине на предварительно нагретую грелку и настройте микроскоп или увеличительные очки.
- Перед началом операции подтвердите достижение адекватного хирургического уровня анестезии, проведя тест на ноцицептивный отдергивающий рефлекс обеих задних конечностей.
- Если рефлекс отдергивания всё еще присутствует, подождите 2 min и повторите тест на ноцицептивный отдергивающий рефлекс. Продолжайте эту процедуру с интервалом в 2 min до полного исчезновения рефлекса.
| Масса тела (g) | Медетомидин (1 мг/мл), мл | Мидазолам (5 мг/мл), мл | Фентанил (0,05 мг/мл), мл | Общий объем (мл) |
| 100 | 0.015 | 0.04 | 0.010 | 0.065 |
| 125 | 0.019 | 0.05 | 0.013 | 0.082 |
| 150 | 0.023 | 0.06 | 0.015 | 0.098 |
| 175 | 0.026 | 0.07 | 0.018 | 0.114 |
| 200 | 0.030 | 0.08 | 0.020 | 0.130 |
| 225 | 0.034 | 0.09 | 0.023 | 0.147 |
| 250 | 0.037 | 0.10 | 0.025 | 0.163 |
| 275 | 0.041 | 0.11 | 0.028 | 0.179 |
| 300 | 0.045 | 0.12 | 0.030 | 0.195 |
| 325 | 0.049 | 0.13 | 0.033 | 0.212 |
| 350 | 0.052 | 0.14 | 0.035 | 0.227 |
| 375 | 0.056 | 0.15 | 0.038 | 0.244 |
| 400 | 0.060 | 0.16 | 0.040 | 0.260 |
| 425 | 0.063 | 0.17 | 0.043 | 0.276 |
| 450 | 0.067 | 0.18 | 0.045 | 0.292 |
| 475 | 0.071 | 0.19 | 0.048 | 0.309 |
| 500 | 0.074 | 0.20 | 0.051 | 0.325 |
| 525 | 0.078 | 0.21 | 0.053 | 0.341 |
| 550 | 0.082 | 0.22 | 0.055 | 0.357 |
| 575 | 0.086 | 0.23 | 0.058 | 0.374 |
| 600 | 0.089 | 0.24 | 0.060 | 0.389 |
Таблица 1: Дозировка препаратов для внутримышечной анестезии крыс. Объемы medeotidine (1 mg/mL), midazolam (5 mg/mL) и fentanyl (0.05 mg/mL), необходимые для приготовления смеси для внутримышечной анестезии крыс весом 10–60 g. Общий объем инъекции представляет собой сумму объемов отдельных препаратов.
3. Подготовка мочевого пузыря
- Для проведения везикостомии без натяжения сделайте продольный разрез кожи по средней линии длиной 3 mm с помощью скальпеля № 1, стабилизируя кожу зажимным (Адсоновским) пинцетом, примерно на две трети расстояния между второй и третьей парами сосков (при подсчете от каудального конца к краниальному). Данный разрез соответствует уровню купола мочевого пузыря.
- Найдите подкожные мышцы брюшной стенки и белую линию (linea alba). Рассеките наружную фасцию скальпелем, выполните тупую диссекцию слоев брюшных мышц микроножницами, затем осторожно рассеките брюшину и откройте брюшную полость с помощью зажимного микропинцета.
- Чтобы найти мочевой пузырь в брюшной полости, аккуратно приподнимите обе стороны слоев брюшных мышц в месте разреза для улучшения визуализации и обнаружите мочевой пузырь под жировой тканью. Если мочевой пузырь не удается идентифицировать, проведите трансуретральную катетеризацию и повторите поиск.
4. Установка трансуретрального катетера
- Заполните мочевой пузырь через трансуретральный катетер для облегчения его идентификации.
- Нанесите смазывающий гель на периферический венозный катетер 24G (без стилета) и на наружное отверстие уретры. Приподнимите кожу вокруг уретры небольшим зазубренным пинцетом и введите катетер под углом примерно 10°, чтобы обеспечить атравматичную установку.
- Атравматично продвигайте катетер через уретру до уровня лобковой кости. Опустите катетер так, чтобы он стал параллелен телу животного, и осторожно продолжайте вводить его в мочевой пузырь. Если при продвижении на глубину примерно 1 см в уретру встретится сопротивление, полностью извлеките катетер и повторите введение. Если катетер плавно проходит на глубину не менее 2 см, переходите к заполнению мочевого пузыря.
- Подтвердите правильность установки катетера, медленно вводя раствор хлорида натрия в мочевой пузырь при отсутствии сопротивления. При неправильной установке катетера шприц будет блокироваться, а при небольшом извлечении катетера произойдет утечка хлорида натрия из уретры.
5. Позиционирование мочевого пузыря
- Заполните мочевой пузырь максимальным объемом 40 µL предварительно нагренного 0.9% NaCl. Убедитесь, что заполнение проходит плавно, без повышения давления инфузии. Визуально контролируйте заполнение мочевого пузыря и подтвердите, что он остается центрированным в брюшной полости. Обратите внимание, что физиологический объем мочевого пузыря зависит от возраста, массы тела и линии животного и может варьироваться. Для 12-недельных крыс линии Lewis (LEW/Crl) массой 20–230 g максимальный физиологический объем мочевого пузыря составляет примерно 500 µL. Оставьте трансуретральный катетер на месте и при необходимости повторно заполните мочевой пузырь.
- Осмотрите мочевой пузырь и определите планируемое место везикостомии на вентральной стенке мочевого пузыря ниже его купола.
- Наложите два поверхностных удерживающих шва using 6-0 coated Vicryl в положениях «3 часа» и «9 часов» по обе стороны от планируемого места разреза. Зафиксируйте концы швов зажимами для поддержания положения мочевого пузыря.
6. Везикостомия мочевого пузыря
- Осторожно захватите купол мочевого пузыря изогнутым микропинцетом и сделайте продольный разрез длиной 3 mm лезвием скальпеля № 1. Убедитесь, что разрез проходит через все слои стенки мочевого пузыря для немедленного оттока мочи.
- Осмотрите разрез и, при необходимости, расширьте его микроножницами примерно до 3 mm.
- Используйте удерживающие швы, чтобы зафиксировать мочевой пузырь для наложения швов. Удалите трансуретральный катетер.
- Начните наложение швов покрытым Vicryl 6-0 в положении «на 12 часов», проводя нить со стороны просвета стенки мочевого пузыря через кожу, исключая мышечный слой. Наложите последующие швы в положениях «на 6, 8, 10, 2 и 4 часа» до полного сопоставления отверстия мочевого пузыря с кожей. Удалите удерживающие швы после надежной фиксации мочевого пузыря.
- Считайте везикостомию завершенной, когда слизистая оболочка мочевого пузыря полностью прилегает к коже живота без видимых зазоров, а отверстие везикостомии размером 3–5 mm легко интубируется калибровочным стержнем.
- Наложите четыре шва из нержавеющей стальной проволоки примерно в 4–5 mm от края стомы, чтобы предотвратить вылизывание или разгрызание животным места операции. Проведите каждую проволоку через кожу с помощью иглы 20G, завяжите двумя простыми узлами и обрежьте концы проволоки примерно до 2 mm.
7. Калибровка и наложение повязки на рану
- Очистите окружающую кожу чистой водой, затем выдержите 10 мин с антисептическим средством, совместимым со слизистыми оболочками, например, с 0,2% раствором гипохлорита натрия.
- Введите стерильный калибровочный стержень размером примерно 6–1 Charrière (1 Charrière = примерно 0,3 мм в диаметре) в везикостому для оценки диаметра стомы.
- Используйте калибровочный стержень, который плавно проходит через просвет стомы, заполняя его, и не вызывает инвагинации краев раны внутрь.
- Обильно нанесите местный кожный адгезив на выбритую кожу живота, ткани вокруг везикостомы и на отверстие стомы.
- Непрерывно вращайте калибровочный стержень внутри везикостомы до полного высыхания адгезива (примерно 10 с), желательно при помощи второго человека, чтобы предотвратить закрытие везикостомы. Типичные изображения везикостомы сразу после операции и после заживления представлены на Рисунке 1.
Рисунок 1Типичный вид везикостомии непосредственно после операции и после заживления. Репрезентативные изображения места везикостомии непосредственно после операции и повязки на ране в 0-й день после травмы (DPI) (слева) и после заживления на 53-й день (DPI) (справа), незадолго до завершения 56-дневного (2-месячного) периода последующего наблюдения. На вставке показано увеличенное изображение везикостомии непосредственно после операции. Масштабные отрезки = 1 см (общие изображения) и 2 мм (вставка). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
8. Антагонизм
- Купируйте действие общего наркоза (не ранее чем через 1 ч после введения анестетика), подкожно введя смесь атипамезола (0.76 mg/kg) и флумазенила (0.2 mg/kg) с помощью шприца объемом 1 mL с иглой 27G согласно Таблице 2.
- Для обеспечения восстановления без стресса поместите животное в домашнюю клетку перед введением смеси антидотов. Непрерывно наблюдайте за животным до полного восстановления сознания. Держите домашнюю клетку под нагревательной лампой в отдельном помещении для восстановления в течение 3 ч.
| Масса тела (g) | Атипамезол (5 mg/mL), mL | Флумазенил (0.1 mg/mL), mL | Общий объем (mL) |
| 10 | 0.015 | 0.20 | 0.215 |
| 125 | 0.019 | 0.25 | 0.269 |
| 150 | 0.023 | 0.30 | 0.323 |
| 175 | 0.026 | 0.35 | 0.376 |
| 20 | 0.030 | 0.40 | 0.430 |
| 25 | 0.034 | 0.45 | 0.484 |
| 250 | 0.037 | 0.50 | 0.537 |
| 275 | 0.041 | 0.5 | 0.591 |
| 30 | 0.045 | 0.60 | 0.645 |
| 325 | 0.049 | 0.65 | 0.699 |
| 350 | 0.052 | 0.70 | 0.752 |
| 375 | 0.056 | 0.75 | 0.806 |
| 40 | 0.060 | 0.80 | 0.860 |
| 425 | 0.063 | 0.85 | 0.913 |
| 450 | 0.067 | 0.90 | 0.967 |
| 475 | 0.071 | 0.95 | 1.021 |
| 50 | 0.074 | 1.00 | 1.074 |
| 525 | 0.078 | 1.05 | 1.128 |
| 50 | 0.082 | 1.10 | 1.182 |
| 575 | 0.086 | 1.15 | 1.236 |
| 60 | 0.089 | 1.20 | 1.289 |
Таблица 2: Дозировка антагонистов анестетиков для подкожного введения крысам. Объемы атипамезола (5 mg/mL) и флумазенила (0.1 mg/mL), необходимые для приготовления смеси антагонистов анестетиков для подкожного введения крысам весом 10–60 g. Общий объем инъекции представляет собой сумму объемов отдельных препаратов.
9. Утилизация отходов
- Утилизируйте острые предметы (например, иглы шприцев и остатки проволоки из нержавеющей стали) в специальный контейнер для острых отходов. Утилизируйте все биологические и хирургические отходы в соответствии с правилами биобезопасности вашего учреждения.
10. Послеоперационный уход
- Послеоперационный уход
- В течение первых 5 дней после операции вводите энрофлоксацин (1.5 mg, один раз в день, подкожно) и мелоксикам пролонгированного действия (0.2 mg, дважды в день, подкожно). При необходимости вводите предварительно подогретый 0.9% NaCl подкожно для компенсации потери жидкости.
- Продолжайте введение низких доз энрофлоксацина (0.5 mg, один раз в день, подкожно) на протяжении всего периода последующего наблюдения.
- Возобновите или усильте антибиотико- и/или анальгезирующую терапию при обнаружении признаков боли или инфекции во время ежедневных осмотров. В таких случаях вводите те же дозы антибиотика и анальгетика, которые использовались в первые 5 дней послеоперационного периода.
- Начните 5-дневный курс приема антибиотиков в стандартной дозе при изменении характеристик мочи (например, гематурия или мутная моча, сохраняющиеся в течение 3 дней) и/или при изменении состояния кожи вокруг везикостомы (например, покраснение кожи, сохраняющееся в течение 2 дней без улучшения). Возобновите анальгезирующую терапию в периоды гематурии и/или при появлении кожных бляшек, и продолжайте лечение до исчезновения симптомов.
- Ежедневно проводите калибровку везикостомы. Начните с калибровочного зонда, размер которого как минимум на один шаг меньше ранее зафиксированного диаметра стомы, нанося лубрицирующий гель перед введением. Если зонд проходит гладко, повторите процедуру со следующим, более крупным размером и зафиксируйте максимальный размер, который проходит без затруднений.
- Снизьте частоту калибровки до одного раза в два дня не ранее чем через 3 недели после операции и только в том случае, если размер калибровки оставался стабильным в течение как минимум 3 дней подряд.
- После того как кожный адгезив начнет отслаиваться (обычно через 3–5 дней после операции), ежедневно очищайте окружающую кожу совместимым со слизистыми антисептическим средством, таким как 0.04% раствор гипохлорита натрия, с последующим нанесением увлажняющей защитной пленки на масляной основе. Оценивайте заживление раны в соответствии с системой оценки ран и репрезентативными изображениями ран, показанными на Рисунке 2A,B.
- Удалите проволоку из нержавеющей стали через 7 дней после операции.
- Послеоперационный мониторинг
- Внимательно наблюдайте за всеми животными на протяжении всего послеоперационного периода.
- Осматривайте каждое животное не менее двух раз в день на наличие признаков боли или дискомфорта согласно шкале гримас крыс (Rat Grimace Scale)27, аномального отека, кровотечения, других изменений в месте операции и избыточного выделения порфирина. Оцените состояние везикостомы, используя систему оценки ран, показанную на Рисунке 2A,B, и зафиксируйте размер калибровки, как показано на Рисунке 2C.
- Ведите подробные записи для каждого животного и регулярно документируйте следующие параметры:
- Масса тела (относительно предоперационного значения)
- Общее состояние (шерсть, глаза, вибриссы, уши и дыхание)
- Особенности походки (например, скованная или неустойчивая походка)
- Характеристики мочи (например, изменение цвета или резкий запах)
- Размер калибровки везикостомы
- Состояние кожи вокруг везикостомы
Рисунок 2Послеоперационное заживление ран и калибровка везикостомы в период последующего наблюдения. (А) Оценка состояния раны в месте везикостомии в течение 7-недельного периода последующего наблюдения. (Б) Репрезентативные изображения ран с оценкой от 1 до 4, иллюстрирующие прогрессирование от нормального вида раны до образования язвы. Животные с открытыми поражениями кожи были исключены в соответствии с заранее определенными критериями исследования. Масштабные отрезки = 5 мм. (C) Размер калибровки везикостомы, измеренный в единицах Charrière в период последующего наблюдения. Данные на панелях A и C представлены в виде среднего значения ± стандартного отклонения (SD). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Результаты
В общей сложности 18 крыс были подвергнуты везикостомии. Для отработки техники процедура сначала была выполнена шести животным без ЧСМ, чтобы подтвердить ее базовую безопасность и осуществимость, а также оценить послеоперационный уход у здоровых животных. Впоследствии везикостомия проводилась в сочетании с контузионной травмой грудного отдела позвоночника на уровне T8/T9 у 12 животных. Из них шесть животных были использованы для дальнейшего совершенствования протокола обработки послеоперационных ран у животных с ЧСМ. Пол...
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Обсуждение
В данном протоколе приводится первое детальное описание везикостомии у грызунов как метода непрерывного низконапорного отведения мочи после травмы спинного мозга (SCI). Помимо описания оперативной техники, мы представляем комплексный протокол послеоперационного ухода за раной, который оказался критически важным для обеспечения длительного и успешного наблюдения. Поскольку крыса является моделью малого животного и целью является создание минимального отверстия в мочевом пузыре для ограничения побочных факторов и ускорения...
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Раскрытие информации
Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.
Благодарности
Авторы благодарят специалиста по уходу за ранами Герлинде Визингер за её неоценимый вклад в оптимизацию протокола лечения ран.
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Материалы
| Имя | Компания | Каталожный номер | Комментарии |
|---|---|---|---|
| 0,9% раствор хлорида натрия | Fresenius Kabi, Грац, Австрия | — | Стерильный физиологический раствор |
| подкожная игла 20G | Servoprax, Везель, Германия | REF L1 0201 | Используется для установки проволоки из нержавеющей стали |
| периферический венозный катетер 24G | B. Braun, Земпах, Швейцария | REF 4254074B | Используется в качестве трансуретрального катетера (без проводника) |
| подкожная игла 27G | B. Braun, Мельсунген, Германия | REF 4657705 | Используется для инъекций |
| покрытая шовная нить Vicryl 6-0 | Ethicon, Пуэрто-Рико, США | REF V134H | Используется для фиксации мочевого пузыря |
| Раствор для промывания ран Actimaris Wound Irrigation Solution forte | ActiMaris, Аппенцелль, Швейцария | REF 30350 | 0,2% раствор гипохлорита натрия |
| Раствор для промывания ран Actimaris sensitive | ActiMaris, Аппенцелль, Швейцария | REF 30300 | 0,04% раствор гипохлорита натрия |
| Атипамезол (Antisedan 5 мг/мл) | Orion Pharma, Эспоо, Финляндия | Номер по каталогу отсутствует | Антагонист анестетика |
| Калибровочные стержни для мочевого пузыря (6–11 Charrière) | Производитель не указан | Номер по каталогу отсутствует | Используется для калибровки везикостомы |
| Скальпель из углеродистой стали, лезвие № 11 | Aesculap, Туттлинген, Германия | REF BB511 | Лезвие скальпеля |
| Офтальмологическая мазь с декспантенолом (2%) | Fresenius Kabi, Грац, Австрия | Сс. RA4302436 | Глазная мазь |
| Энрофлоксацин (Байтрил 25 мг/мл) | Elanco, Монхайм, Германия | Номер по каталогу отсутствует | Антибиотик |
| Самки крыс линии Lewis (12 недель) | Charles River Laboratories, Зульцфельд, Германия | — | Экспериментальные животные |
| Фентанил (50 µg/mL) | hameln pharma, Хамельн, Германия | Номер по каталогу отсутствует | Анестетик |
| Флумазенил (0,1 мг/мл) | Fresenius Kabi, Грац, Австрия | Номер по каталогу отсутствует | Антагонист анестетика |
| Грелка | Lenric, Литтлхэмптон, Великобритания | Номер по каталогу отсутствует | Используется для поддержания температуры тела |
| Пинцет Адсона с загнутыми кончиками | Fine Science Tools, Гейдельберг, Германия | 11019-12 | Работа с тканями |
| Микропинцеты с загнутыми кончиками | Medicon, Туттлинген, Германия | 13.71.62 | Микрохирургический пинцет |
| Мелоксикам пролонгированного действия (Metacam 5 мг/мл) | Boehringer Ingelheim, Ингельхайм-ам-Райн, Германия | Номер по каталогу отсутствует | Анальгетик |
| Лубрицирующий гель (Cathejell C) | Montavit, Абзам, Австрия | Номер по каталогу отсутствует | Используется для трансуретральной катетеризации и калибровки везикостомы |
| Медетомидин (Sedator 1 мг/мл) | Dechra, Аулендорф, Германия | Номер по каталогу отсутствует | Анестетик |
| Микроскоп или хирургические увеличительные очки (2,5–3.5×) | Evident Europe GmbH, Вена, Австрия | Olympus SZ61 | Используется при микрохирургических операциях |
| Микроножницы (ножницы Бонна) | Fine Science Tools, Гейдельберг, Германия | 14084-08 | Микрохирургические ножницы |
| Гемостатический зажим типа «комарик» | Fine Science Tools, Гейдельберг, Германия | 13009-12 | Используется для фиксации удерживающих швов |
| Увлажняющая защитная пленка на масляной основе | Панин, Ровиго, Италия | Номер по каталогу отсутствует | Послеоперационная защита кожи |
| Раствор повидон-йода (7,5%) | B. Braun, Мельсунгена, Германия | Номер по каталогу отсутствует | Антисептик для кожи |
| Рукоятка для скальпеля № 3 | Fine Science Tools, Гейдельберг, Германия | 10003-12 | Совместимо со скальпелем с лезвием № 11 |
| Малые зазубренные пинцеты | Fine Science Tools, Гейдельберг, Германия | 11050-10 | Используется для манипуляций с кожей в периуретральной области |
| Проволока из нержавеющей стали | VöМэль, Кронберг, Германия | Номер по каталогу отсутствует | Используется для наложения защитных проволочных швов |
| Шприц, 1 мл | Becton Dickinson, Вена, Австрия | REF 303172 | Используется для введения анестетика и антагониста |
| Топический кожный адгезив | Ethicon, Пуэрто-Рико, США | Сс. AHVM12 | Кожный адгезив |
Ссылки
- Fowler CJ, Griffiths D, de Groat WC. The neural control of micturition. Nat Rev Neurosci. 2008;9(6):453-66.
- de Groat WC, Yoshimura N. Anatomy and physiology of the lower urinary tract. Handb Clin Neurol. 2015;130:61-108.
- de Groat WC, Wickens C. Organization of the neural switching circuitry underlying reflex micturition. Acta Physiol. 2013;207(1):66-84.
- Taweel WA, Seyam R. Neurogenic bladder in spinal cord injury patients. Res Rep Urol. 2015;7:85-99.
- Weld KJ, Dmochowski RR. Effect of bladder management on urological complications in spinal cord injured patients. J Urol. 2000;163(3):768-72.
- Panicker JN, Fowler CJ, Kessler TM. Lower urinary tract dysfunction in the neurological patient: clinical assessment and management. Lancet Neurol. 2015;14(7):720-32.
- Panicker JN. Neurogenic bladder: epidemiology, diagnosis, and management. Semin Neurol. 2020;40(5):569-79.
- Savic G, et al. Long-term survival after traumatic spinal cord injury: a 70-year British study. Spinal Cord. 2017;55(7):651-8.
- Kinnear N, et al. The impact of catheter-based bladder drainage method on urinary tract infection risk in spinal cord injury and neurogenic bladder: a systematic review. Neurourol Urodyn. 2020;39(2):854-62.
- Sartori AM, et al. Summary of the 2024 update of the European Association of Urology Guidelines on neurourology. Eur Urol. 2024;85(6):543-55.
- Ong HL, et al. Conservative bladder management and medical treatment in chronic spinal cord injury patients. J Clin Med. 2023;12(5):2021
- Abrams P, et al. A proposed guideline for the urological management of patients with spinal cord injury. BJU Int. 2008;101(8):989-94.
- Barre-Sinoussi F, Montagutelli X. Animal models are essential to biological research: issues and perspectives. Future Sci OA. 2015;1(4):FSO63.
- Ferreira A, Nascimento D, Cruz CD. Molecular mechanisms operating in animal models of neurogenic detrusor overactivity: a systematic review focusing on bladder dysfunction of neurogenic origin. Int J Mol Sci. 2023;24(4):3273.
- Doelman AW, et al. Assessing neurogenic lower urinary tract dysfunction after spinal cord injury: animal models in preclinical neuro-urology research. Biomedicines. 2023;11(6):1539.
- Bauer S, et al. Translational pitfalls in SCI bladder research: the hidden role of urinary drainage techniques in the rat model. Biology (Basel). 2025;14(8):928.
- Chang SM, et al. Urologic status of 74 spinal cord injury patients from the 1976 Tangshan earthquake, and managed for over 20 years using the Crede maneuver. Spinal Cord. 2000;38(9):552-4.
- GBD SCI Collaborators. Global, regional, and national burden of spinal cord injury, 1990-2019: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2019. Lancet Neurol. 2023;22(11):1026-47.
- Ding W, et al. Spinal cord injury: the global incidence, prevalence, and disability from the Global Burden of Disease Study 2019. Spine (Phila Pa 1976). 2022;47(21):1532-40.
- Di Benedetto V, et al. Vesicostomy in childhood: indications and results. Pediatr Surg Int. 1996;11(5-6):348-50.
- Vallasciani S, et al. Permanent cutaneous vesicostomy: a pragmatic approach to safely manage lower urinary tract dysfunction in pediatric patients with chronic and life-limiting conditions and neuropathic bladders. Front Pediatr. 2024;12:1409608.
- Donmez MI, et al. Long-term outcomes of cutaneous vesicostomy in patients with neuropathic bladder caused by spina bifida. J Pediatr Urol. 2017;13(6):622.e1-622.e4.
- Carpenter AR, Becknell B, Hirselj DA, McHugh KM. Urinary diversion via cutaneous vesicostomy in the megabladder mouse. Methods Mol Biol. 2012;886:393-402.
- Seyam RM, et al. Penile autotransplantation in rats: an animal model. Urol Ann. 2013;5(4):255-8.
- Becknell B, et al. Struvite urolithiasis and chronic urinary tract infection in a murine model of urinary diversion. Urology. 2013;81(5):943-8.
- Teimouri A, Wilcox DT, Malykhina AP, Wood D. Structural and functional bladder changes associated with disrupted voiding cycle in a murine model of cutaneous vesicostomy. J Pediatr Urol. 2026;22(1):105675.
- Herrera GM, Meredith AL. Diurnal variation in urodynamics of rat. PLoS One. 2010;5(8):e12298.
- Salih EM, et al. Temporary vesicostomy in pediatrics: what are the potential predictors of functional and morphological improvement of the upper urinary tract? J Pediatr Urol. 2021;17(6):834.e1-834.e9.
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Перепечатки и разрешения
Эта статья была опубликована
Видео скоро будет доступно